Summary
Macropinocytosis는 막 프릴이라고도 알려진 F-actin이 풍부한 시트 형 막 돌기의 형성에 의해 시작된 고도로 보존 된 내시세포 과정입니다. 거대 피노사이토틱 용질 내재화의 증가된 속도는 다양한 병리학적 조건에 연루되어 왔다. 이 프로토콜은 주사 전자 현미경을 사용하여 시험관 내에서 막 프릴 형성을 정량화하는 방법을 제시한다.
Abstract
막 프릴링은 새로 중합된 액틴 필라멘트의 메쉬워크를 함유하는 운동성 원형질막 돌출부의 형성이다. 막 프릴은 자발적으로 또는 성장 인자, 염증성 사이토카인, 및 포볼 에스테르에 반응하여 형성될 수 있다. 막 돌출부 중 일부는 원위 여백에서 융합되는 원형 막 주름으로 재구성되어 마크로 피노솜이라고 불리는 크고 이질적인 액포로 세포질에 닫히고 분리되는 컵을 형성 할 수 있습니다. 이 과정에서 프릴은 거대 피노좀 내에서 내재화되는 세포 외 유체와 용질을 포획합니다. 고해상도 주사 전자 현미경 (SEM)은 세포 표면의 막 프릴 형성, 원형 돌출부 및 폐쇄 된 거대 피노시스 컵을 시각화하고 정량화하는 데 일반적으로 사용되는 이미징 기술입니다. 다음 프로토콜은 세포 배양 조건, 시험관 내에서 막 프릴 형성의 자극, 및 SEM을 사용하여 이미징을 위해 세포를 고정, 탈수 및 준비하는 방법을 기술한다. 멤브레인 프릴링의 정량화, 데이터 정규화, 및 막 프릴 형성의 자극기 및 억제제가 또한 기재되어 있다. 이 방법은 생리 학적 및 병리학 적 과정에서 대식세포증의 역할에 대한 주요 질문에 답하고, 막 프릴 형성을 조절하는 새로운 표적을 조사하고, 아직 특징이 없는 생리적 자극제뿐만 아니라 거대 세포증의 새로운 약리학 적 억제제를 확인하는 데 도움이 될 수 있습니다.
Introduction
Macropinocytosis는 막 프릴1이라고 불리는 역동적이고 액틴 구동 원형질막 돌출부의 형성을 통해 다량의 세포외 유체와 그 함량을 내재화하는 내시성 과정입니다. 이러한 막 프릴 중 많은 부분이 세포에 근접하고 다시 융합되어 원형질막으로부터 분리되는 컵을 형성하여 마크로피노솜1로도 알려진 크고 이질적인 세포 내 엔도솜으로 알려져 있습니다. 대식세포증은 광범위한 세포 유형에서 대식세포 콜로니 자극 인자(M-CSF) 및 표피 성장 인자(EGF)와 같은 성장 인자에 의해 유도되지만, 구성적 거대세포증으로 알려진 추가적인 독특하고 칼슘-의존적 과정은 선천적 면역 세포 2,3,4,5,6,7,8에서도 관찰되었다.
거대 세포증을 통해 세포외 물질을 내재화하는 세포의 능력은 영양 섭취에서 병원체 포획 및 항원 제시에 이르기까지 다양한 생리적 과정에서 중요한 역할을 하는 것으로 나타났다 9,10,11. 그러나이 과정은 비 선택적이고 유도성이 있기 때문에 여러 병리학 적 조건에도 연루되어 있습니다. 실제로, 이전의 연구들은 거대 세포증이 알츠하이머 병, 파킨슨 병, 암, 신장 결석 및 죽상 동맥 경화증 12,13,14,15,16에서 중요한 역할을한다고 제안했다. 더욱이, 특정 박테리아 및 바이러스는 숙주 세포로의 진입을 얻고 감염을 유도하기 위해 거대 세포증을 이용하는 것으로 나타났다17,18. 흥미롭게도, 거대세포증의 자극은 또한 다양한 질병 상태(19,20)에서 치료제의 표적화된 전달을 위해 이용될 수 있다.
이전의 연구들은 유세포 분석기 및 공초점 이미징21,22를 사용하여 거대 피노사이토시스를 억제하는 약리학적 제제의 부재 및 존재 하에 내재화된 형광 태그가 붙은 유체 상 마커를 정량화함으로써 거대 세포작용을 탐구하였다. 현재 이용가능한 거대세포증을 억제하는 약리학적 도구는 1) 액틴 중합 억제제(시토칼라신 D 및 라트룬쿨린), 2) PI3K 차단제(LY-290042 및 워트만닌) 및 3) 나트륨 수소 교환기(NHE)(아밀로라이드 및 EIPA)5,14,15,23,24,25의 억제제로 제한되고 포함된다. . 그러나, 이들 억제제는 엔도사이토시스 독립적인 효과를 갖기 때문에, 특히 생체내21에서 용질 흡수 및 질병 병인에 대한 거대 세포증의 기여를 선택적으로 결정하는 것은 어렵다.
주사 전자 현미경 (SEM)은 전자26의 집중 빔을 사용하여 세포의 초고해상도 이미지를 생성하는 전자 현미경의 일종입니다. 거대 세포증 연구에서 SEM 이미징은 원형질막의 지형 학적 및 형태 학적 특성을 시각화하고, 막 프릴 형성을 정량화하고, 거대 피노좀 내재화로의 진행을 조사하는 황금 표준 기술로 간주됩니다. 또한, 거대 세포증 차단제의 존재 및 부재 하에서, 용질 흡수의 정량화와 결합된 주사 전자 현미경은 시험관 내에서 거대 세포성 용질 내재화를 조사하는 신뢰할 수 있는 전략을 제공한다. 이 논문은 SEM을 위해 세포를 준비하고, 세포 표면을 시각화하고, 프릴 형성을 정량화하고, 컵 폐쇄 및 마크로 피노좀 내재화를 향한 진행 상황을 조사하는 방법에 대한 자세한 프로토콜을 제공합니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
참고: 다음은 SEM 현미경을 사용하여 RAW 264.7 대식세포에서 막 프릴 형성을 정량화하는 데 사용되는 일반적인 프로토콜입니다. 최적화는 상이한 세포 유형에 대해 요구될 수 있다.
1. 세포주 및 세포배양
- 37°C 및 5% CO2의 가습 배양기에서 10%(vol/vol) 열 불활성화된 태아 소 혈청(FBS), 페니실린 100IU/mL 및 스트렙토마이신 100μg/mL로 보충된 둘베코의 변형 이글 배지(DMEM)에서 RAW 264.7 대식세포를 성장시킨다. 격일로 성장 매체를 교체하십시오.
- 세포가 80% 합류하게 되면, 멸균 PBS를 사용하여 플레이트를 두 번 세척한다.
- 1,000 μL의 0.5% 트립신-EDTA를 첨가하여 세포를 분리하고, 세포 배양 플레이트를 37°C의 가습 인큐베이터에서 3-5분 동안 인큐베이션한다.
- 세포 해리를 확인하기 위해 광학 현미경으로 플레이트를 검사하십시오. 트립신을 불활성화시키기 위해 10% FBS를 함유하는 성장 배지 10 mL를 첨가한다.
- 세포 현탁액을 50 mL 원뿔형 튜브에 수집하고, 실온에서 5분 동안 400 x g 에서 원심분리한다. 완전한 세포 배양 배지에서 세포를 부드럽게 재현탁시키고, Trypan Blue (0.4%) 염색을 사용하여 세포 수 및 생존율을 결정하였다.
참고: 이 실험에 권장되는 최소 세포 생존율은 >90%입니다. - 멸균 유리 커버슬립을 오토클레이브 포셉을 사용하여 24웰 플레이트의 웰에 놓습니다. 종자 세포를 1 x 106 cells/mL의 밀도로 커버슬립 상에 상에, 플레이트를 37°C 및 5%CO2의 가습된 인큐베이터에서 밤새 인큐베이션한다.
- 각 웰의 배지를 치료 전에 신선한 500 μL 완전 배지로 변경하십시오. 대식세포를 비히클 (DMSO 또는 EIPA를 용해시키는데 사용되는 다른 용매) 또는 마크로피노사이토시스 억제제 5-(N-에틸-N-이소프로필)-아밀로리드 (EIPA, 25 μM21)로 30분 동안 전처리한다.
- 세포를 막 주름을 촉진하기 위해 거대 세포증의 비히클 및 자극제로 세포를 치료하십시오 : phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA, 1 μM, 30 min21) 및 대식세포 콜로니 자극 인자 (M-CSF, 100 ng / mL, 30 분3).
참고: 대식세포증의 대안적인 억제제 [예를 들어, 라트룬쿨린 A (1 μM, 30 분) 또는 시토칼라신 D (1 μM, 30 분)] 및 자극제 [예를 들어, 표피 성장 인자 (EGF, 100 ng/mL, 10 분) 또는 혈소판 유래 성장 인자 (PDGF, 100 ng/mL, 15 분)]는 또한 대식세포 및 다른 세포 유형16,27에서 대식세포증을 특성화하는데 사용될 수 있고, 28,29. 세포는 거대 피노사이토시스의 생리학적 자극제로 치료하기 전에 하룻밤 사이에 혈청 기아를 필요로 할 수 있다. 가장 효과적인 농도와 배양 시간은 다른 세포 유형에서 거대 세포증을 자극하기 위해 결정되어야한다는 점에 유의하는 것이 중요합니다.
2. SEM 고정
- 치료 후, 웰에서 배지를 흡인하고 얼음처럼 차가운 PBS로 커버 슬립을 두 번 씻으십시오.
- 세포를 고정시키고 (0.1 M 소듐 카코딜레이트 중의 4% 파라포름알데히드 및 2% 글루타르알데히드) 실온에서 30분 동안, 이어서 4°C에서 고정제에서 밤새 인큐베이션하였다.
- 세포 단일층을 방해하지 않으면서 500 μL의 다음 시약으로 커버슬립을 부드럽게 세척하고 인큐베이션한다.
- 0.1 M 소듐 카코딜레이트에 1회 세척하고 15분 동안 인큐베이션한다.
- 각 세척에서 10분 인큐베이션으로dH2O로 2회 세척한다.
- 각 세척물에서 10분 인큐베이션으로 25% 에탄올로 두 번 세척한다.
- 각 세척에서 10분 인큐베이션으로 50% 에탄올로 두 번 세척한다.
- 각 세척에서 10분 인큐베이션으로 75% 에탄올로 두 번 세척한다.
- 각 세척에서 10분 인큐베이션으로 80% 에탄올로 두 번 세척한다.
- 각 세척물에서 10분 인큐베이션으로 95% 에탄올로 두 번 세척한다.
- 100 % 에탄올로 두 번 씻으십시오. 각 세척에서 10분간의 인큐베이션을 수행한다.
참고 : 시약의 교체 / 교체는 세포의 공기 건조를 방지하기 위해 신속하게 수행되어야합니다. 커버슬립은 4°C에서 며칠 동안 100% 에탄올에 방치할 수 있다. 장기간 보관하려면 100 % 에탄올을 추가하고 시료의 공기 건조를 방지하기 위해 파라 필름으로 웰을 덮으십시오.
3. 임계점 건조
- 커버슬립을 임계점 건조기에 넣고 100% 에탄올로 덮으십시오. 전원 버튼을 누르고CO2 탱크를 엽니 다.
- 온도가 0°C로 떨어질 때까지 냉각 버튼을 약 30초 동안 누릅니다. 챔버 창에 거품이 나타날 때까지 채우기 단추를 누릅니다.
- 퍼지 배기가스에서 나오는 에탄올 냄새가 사라질 때까지 퍼지 버튼을 누릅니다. 온도가 0°C로 떨어질 때까지 냉각 단추를 다시 누릅니다.
- 채우기 및 지우기 버튼을 눌러 끄고CO2 탱크를 닫습니다. 냉각 버튼을 눌러 끄고 Heat 버튼을 누릅니다.
- 온도를 42°C로 설정하고 압력을 1,200psi로 설정합니다. 압력과 온도가 안정되면 블리드 버튼을 눌러 압력을 천천히 줄입니다.
- 챔버 압력이 150psi에 도달하면 벤트 버튼을 누르고 압력이 0psi로 떨어질 때까지 기다립니다. 임계점 건조기를 끄고 커버슬립을 분리합니다.
- 탄소 접착제 탭을 사용하여 SEM 알루미늄 시편 마운트에 커버슬립을 장착하고 스퍼터 코터에서 금/팔라듐을 사용하여 스퍼터 코팅을 받습니다.
- 전원 버튼을 켜고 진공이 30mTorr에 도달 할 때까지 기다리십시오. 챔버를 플러시하여 가스 스위치를 끄고 Fine 가스 밸브를 시계 반대 방향으로 돌려 습도와 공기를 제거하십시오.
- 진공이 200mTorr로 증가하면 가스 스위치를 끄고 진공이 30mTorr에 도달 할 때까지 기다리십시오. 이 단계를 3번 반복합니다.
- 타이머 버튼을 누르고 게이지가 10mA를 읽을 때까지 전압 노브를 조정합니다. 챔버에서 코팅 된 커버 슬립을 제거하십시오.
참고: 제조업체의 지침에 따라 샘플의 임계점 건조 및 스퍼터 코팅을 수행하십시오.
4. 이미징 및 정량화
- 샘플 커버슬립을 주사 전자 현미경의 챔버에 삽입합니다. 도어를 닫고 Evac 버튼을 누릅니다.
- SEM 작동 소프트웨어를 엽니다. 가속 전압을 15kv로 설정하고 작동 거리를 10mm로 설정합니다.
- 좌표 단추를 누르고 셀이 관찰 화면 중앙에 나타날 때까지 컨트롤러 주위로 이동합니다. 배율을 3,500x로 설정하고 사진 버튼을 클릭하여 샘플을 이미지화합니다.
참고: 더 높은 수준의 배율(8,500x ~ 16,000x)을 사용하여 원형질막을 더 세밀하게 표시합니다. - 커버슬립의 최소 10개의 무작위 위치에서 이미지를 촬영하여 각 현미경 필드에 여러 셀이 포함되어 있는지 확인합니다. 이미지를 .tif 파일로 저장합니다.
- 이미지에서 크기가 500nm보다 큰 원형질막의 돌출된 담요 모양의 주름으로 정의되는 멤브레인 프릴을 찾습니다(그림 1). 셀당 프릴 수를 계산합니다.
참고: C자형 프릴은 측면 말단에 융합되지 않은 곡선형 막 돌출부로 확인되었다[(그림 1 (M-CSF 처리) 및 그림 2B]. 융합된 원형 막 프릴은, 그들의 폐쇄 전에, 거대 세포성 컵으로 확인되었다(도 2C). - 막 프릴의 수를 평가된 현미경 필드에서 총 세포 수로 정규화한다. 각 그룹의 샘플에 대해이 분석을 반복하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
여기에서는 제시된 기술의 결과를 설명합니다. 도 1에 도시된 대표적인 SEM 이미지는 PMA 및 M-CSF로 처리한 후 RAW 264.7 대식세포에서 막 프릴 형성을 입증한다. 이미지는 먼저 정량화 목적으로 3,500x의 배율로 캡처 한 다음 더 높은 배율 (8,500x ~ 16,000x)에서 캡처하여 원형질막을 더 자세히 보여줍니다. 대식세포를 대식세포증 억제제 EIPA로 전처리하여 막프릴 형성을 감쇠시켰다(도 1). Macropinocytosis-associated 원형질막 활성은 5 개의 연속적인 단계로 나눌 수 있습니다 : 1) 막 주름의 개시, 2) 원형화, 3) 컵 형성, 4) 컵 폐쇄, 5) 거대 피노좀 형성을 통한 세포외 유체 및 그의 관련 용질의 내재화. 도 2는 M-CSF 자극 이후에도 이러한 형태학적으로 구별되는 원형질막 활성의 대표적인 이미지를 보여준다. 큰 시트형 프릴(도 2A), 원형 C자형 프릴(도 2B), 및 마크로피노사이틱 컵(도 2C)을 6,000x 내지 7,000x의 배율로 포획하였다. 주사 전자 현미경은 세포 표면의 고해상도 이미지를 제공하는 데 사용할 수 있지만 내재화 된 매크로 피노좀을 시각화하는 데 사용할 수는 없습니다. PMA 및 M-CSF 처리 후의 막 프릴의 정량화는 도 3에 도시되어 있다. 마크로티노솜 형성은 도 4에 도시된 바와 같이 공초점 현미경을 포함하는 대안적인 이미징 기술에 의해 확인될 수 있다. 마지막으로, 막 프릴링의 SEM 정량화는 거대 세포증의 자극을 확인하기 위해 형광 유체 상 마커 (예를 들어, FITC- 또는 텍사스 레드 덱스트란)의 유세포 측정에 의해 보완되어야합니다 (도 5).
그림 1: RAW 264.7 대식세포의 주사전자현미경 이미지. RAW 264.7 대식세포를 30분 동안 비히클(DMSO 대조군) 또는 EIPA(25 μM)로 전처리하고, 멤브레인 프릴링을 자극하기 위해 PMA(1 μM, 30분) 또는 M-CSF(100 ng/mL, 30분)와 함께 인큐베이션하였다. 오른쪽 이미지는 세포 표면의 더 높은 배율을 보여줍니다. 빨간색 화살표 : 멤브레인 프릴. 녹색 화살표 : C 자형 프릴. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 주사 전자 현미경에 의해 포획된 거대 세포증의 형태학적 단계. RAW 264.7 대식세포를 30분 동안 M-CSF(100 ng/mL)로 처리하고, 세포를 SEM 영상화를 위해 처리하였다. (A ) 시트형 막 돌출부, ( B ) C자형 멤브레인 프릴, 및 (C) 마크로피노사이틱 컵. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 막 프릴 형성의 정량화. RAW 264.7 대식세포를 30분 동안 비히클(DMSO 대조군) 또는 EIPA(25 μM)로 전처리하고, 멤브레인 프릴링을 자극하기 위해 PMA(1 μM, 30분) 또는 M-CSF(100 ng/mL, 30분)와 함께 인큐베이션하였다. 막대 그래프는 총 세포 수로 정규화된 막 프릴의 수를 나타낸다(n=3). 데이터는 SEM의 평균 ± 나타낸다. 단방향 ANOVA; *p < 0.05 대 비히클, #p < 0.05 대 PMA 또는 M-CSF 처리. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: 마크로니노좀 형성. 세포를 30분 동안 PMA로 전처리하고, 10분 동안 텍사스 레드덱스트란(25μg/mL, 적색) 및 FM4-64(5μg/mL, 녹색)와 함께 인큐베이션하였다. 영상화는 공초점 현미경을 사용하여 수행하였다. 파란색 화살표 : 막 주름, 노란색 화살표 : 텍사스 레드 덱스트란을 포함하는 매크로 피노솜, 녹색 화살표 : 마크로 피노솜. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 5: 거대세포증의 정량화. RAW 264.7 대식세포를 30분 동안 비히클(DMSO 대조군) 또는 EIPA(25 μM)로 전처리하고, 2시간 동안 PMA(1 μM) 및 FITC-덱스트란(100 μg/mL; 70,000 MW)과 함께 인큐베이션하였다. 막대 그래프는 비히클 처리로 정규화된 평균 형광 강도(MFI) 배 변화를 보여준다(n=3, 삼중으로 수행됨). 데이터는 SEM의 평균 ± 나타낸다. 단방향 ANOVA; *p < 0.05 대 차량, #p < 0.05 대 PMA입니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
본 SEM 이미징 프로토콜은 시험관 내에서 세포 표면 상의 막 프릴 형성, 원형 돌출부 및 마크로피노시스 컵을 시각화하고 정량화하는 도구를 제공한다. 현재의 프로토콜은 대식세포에 초점을 맞추고 있지만, 연구 결과에 따르면 막 프릴 형성은 수지상 세포, 섬유 아세포, 뉴런 및 암 세포11,12,14,21,30을 포함한 다양한 다른 세포 유형에서도 발생합니다. 이를 감안할 때, 세포 배양 조건의 최적화 및 상이한 자극기 또는 치료 조건의 사용은 다른 세포 유형에서 막 프릴의 시각화를 위해 요구될 수 있다.
샘플 준비에는 약간의 여유가 있지만, 세포 표면 구조를 보존하기 위해 탈수 및 임계점 건조 단계를 정확하게 따라야합니다. 또한, 물 또는 에탄올과 같은 다른 용매의 존재는 진공을 교란시킬 것이고, 이는 SEM 이미징에 필수적이며, 따라서, 시편 형태를 온전하게 유지하기 위해 제어된 방식으로 제거되어야 한다(14).
전자 현미경은 가속 된 전자의 빔을 조명의 원천으로 사용합니다. 첫 번째 전자 현미경은 파장이 광학 현미경(31)에서 제한 인자가되었을 때 개발되었습니다. 전자는 훨씬 짧은 파장을 가지므로 전자 현미경은 광학 현미경보다 더 높은 분해능을 가지며 고해상도 이미지를 제공하고 광범위한 생물학적 표본의 초구조를 조사하는 데 사용할 수 있습니다. 이 방법의 주요 한계는 SEM이 막 프릴의 시각화, 거대 피노시스 컵으로의 전환 및 마크로 피노솜의 형성을 허용하는 형광 살아있는 세포 이미징과는 달리 원형질막 형태학의 스냅 샷 만 제공한다는 사실을 중심으로 전개됩니다. 살아있는 세포 영상화, 투과 전자 현미경 (TEM) 및 형광 덱스트란 흡수 분석은 거대 세포증, 마크로 피노좀 전좌 및 성숙, 및 거대 피노사이토시스를 조절하는 세포 내 신호 전달 메커니즘을 통해 형광 용질의 내재화를 조사하는 데 사용될 수 있습니다. SEM은 커버슬립 상에 고정을 필요로 하기 때문에, 세포의 등쪽 및 주변 영역만 시각화될 수 있으며, 이는 이 기술의 또 다른 한계이다.
우리는 때때로 막돌기의 거대 세포증-독립적 형성과 거대 피노사이토스 막 주름을 구별하는 것이 어렵다는 것을 덧붙이고 싶다. 우리는 돌출부의 가장자리에있는 두 지점 사이의 최소 거리가 0.5 μm 이상인 멤브레인 프릴을 식별하여 정량화를 표준화했습니다. 세포당 막 프릴의 수는 매우 가변적이며 자극제, 그 농도, 배양 시간 및 세포 유형32를 포함한 수많은 인자에 의존한다. PMA와 M-CSF를 통해 우리는 여러 개의 막 프릴을 가진 세포를 보았지만 정량화 된 데이터 (세포 당 1-2 프릴)를 더 잘 나타내는 대표적인 이미지를 선택했습니다. SEM은 시험관 내에서 원형질막의 지형학적 및 형태학적 특성을 평가하기 위한 황금 표준 기술로 남아 있다. 용질 내재화의 살아있는 세포 이미징 및 유세포 분석 분석과 함께이 방법의 조합은 다양한 세포 유형에서 거대 세포 세포증을 분석하기위한 신뢰할 수있는 전략을 제공합니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
저자는 이해 상충을 선언하지 않습니다.
Acknowledgments
저자는 SEM 샘플 준비에 도움을 주신 Libby Perry (Augusta University)에게 감사드립니다. 이 연구는 국립 보건원 [R01HL139562 (G.C.) 및 K99HL146954 (B.S.)] 및 미국 심장 협회 [17POST33661254 (B.S.)]의 지원을 받았다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5% Trypsin-EDTA | Gibco | 15400-054 | |
| 2% Glutaraldehyde | Electron Microscopy Sciences | 16320 | |
| 4% Paraformaldehyde | Santa Cruz Biotechnology | 281692 | |
| 5-(N-ethyl-N-isopropyl)-Amiloride | Sigma Life Science | A3085 | |
| Accuri C6 Flow Cytometer | |||
| Carbon Adhesive Tabs | Electron Microscopy Sciences | 77825-09 | |
| Dimethyl Sulfoxide | Corning | 25-950-CQC | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium | Cytiva Life Sciences | SH30022.01 | |
| Falcon 24-well Clear Flat Bottom TC-treated Multiwell Cell Culture Plate | Falcon | 353047 | |
| Fetal Bovine Serum | Gemini Bio | 900-108 | |
| FitC-dextran | Thermo Fisher Scientific | D1823 | |
| FM 4-64 | Thermo Fisher Scientific | T13320 | |
| HERAcell 150i CO2 incubator | Thermo Fisher Scientific | 51026282 | |
| Hummer Model 6.2 Sputter Coater | Anatech USA | 58565 | |
| JSM-IT500HR scanning electron microscope | |||
| Microscope Cover Glass | Thermo Fisher Scientific | 12-545-82 | |
| Pen Strep | Gibco | 15140-122 | |
| phorbol 12-myristate 13-acetate | Millipore Sigma | 524400 | |
| RAW 264.7 macrophage | ATCC | ATCC TIB-71 | |
| Recombinant Human M-CSF | Peprotech | 300-25 | |
| Samdri-790 Critical Point Dryer | Tousimis Research Corporation | 8778B | |
| SEM Aluminum Specimen Mounts | Electron Microscopy Sciences | 75220 | |
| Sodium Cacodylate | Electron Microscopy Sciences | 12300 | |
| Texas red-dextra | Thermo Fisher Scientific | D1864 | |
| Trypan Blue Solution | Thermo Fisher Scientific | 15250061 | |
| Zeiss LSM 780 confocal microscope |
References
- Bohdanowicz, M., Grinstein, S. Role of phospholipids in endocytosis, phagocytosis, and macropinocytosis. Physiological Reviews. 93 (1), 69-106 (2013).
- Canton, J. Macropinocytosis: New Insights Into Its Underappreciated Role in Innate Immune Cell Surveillance. Frontiers in Immunology. 9, 2286 (2018).
- Racoosin, E. L., Swanson, J. A. M-CSF-induced macropinocytosis increases solute endocytosis but not receptor-mediated endocytosis in mouse macrophages. Journal of Cell Science. 102, Pt 4 867-880 (1992).
- Yoshida, S., et al. Differential signaling during macropinocytosis in response to M-CSF and PMA in macrophages. Frontiers in Physiology. 6, 8 (2015).
- Ghoshal, P., et al. Nox2-Mediated PI3K and Cofilin Activation Confers Alternate Redox Control of Macrophage Pinocytosis. Antioxidant and Redox Signal. 26 (16), 902-916 (2017).
- Bryant, D. M., et al. EGF induces macropinocytosis and SNX1-modulated recycling of E-cadherin. Journal of Cell Science. 120, Pt 10 1818-1828 (2007).
- West, M. A., Bretscher, M. S., Watts, C. Distinct endocytotic pathways in epidermal growth factor-stimulated human carcinoma A431 cells. Journal of Cell Biology. 109 (6), Pt 1 2731-2739 (1989).
- Hagiwara, M., Nakase, I. Epidermal growth factor induced macropinocytosis directs branch formation of lung epithelial cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 507 (1-4), 297-303 (2018).
- Commisso, C., et al. Macropinocytosis of protein is an amino acid supply route in Ras-transformed cells. Nature. 497 (7451), 633-637 (2013).
- Bosedasgupta, S., Pieters, J. Inflammatory stimuli reprogram macrophage phagocytosis to macropinocytosis for the rapid elimination of pathogens. PLoS Pathogens. 10 (1), 1003879 (2014).
- Liu, Z., Roche, P. A. Macropinocytosis in phagocytes: Regulation of MHC class-II-restricted antigen presentation in dendritic cells. Frontiers in Physiology. 6, 1 (2015).
- Zeineddine, R., Yerbury, J. J. The role of macropinocytosis in the propagation of protein aggregation associated with neurodegenerative diseases. Frontiers in Physiology. 6, 277 (2015).
- Yerbury, J. J. Protein aggregates stimulate macropinocytosis facilitating their propagation. Prion. 10 (2), 119-126 (2016).
- Jayashankar, V., Edinger, A. L. Macropinocytosis confers resistance to therapies targeting cancer anabolism. Nature Communication. 11 (1), 1121 (2020).
- Kanlaya, R., et al. Macropinocytosis is the major mechanism for endocytosis of calcium oxalate crystals into renal tubular cells. Cell Biochemistry and Biophysics. 67 (3), 1171-1179 (2013).
- Csanyi, G., et al. CD47 and Nox1 mediate dynamic fluid-phase macropinocytosis of native LDL. Antioxidants and Redox Signaling. 26 (16), 886-901 (2017).
- Francis, C. L., et al. Ruffles induced by Salmonella and other stimuli direct macropinocytosis of bacteria. Nature. 364 (6438), 639-642 (1993).
- Mercer, J., Helenius, A.
- Liu, X., Ghosh, D. Intracellular nanoparticle delivery by oncogenic KRAS-mediated macropinocytosis. International Journal of Nanomedicine. 14, 6589-6600 (2019).
- Desai, A. S., Hunter, M. R., Kapustin, A. N. Using macropinocytosis for intracellular delivery of therapeutic nucleic acids to tumour cells. Philosophical Transactions of Royal Society of London B: Biological Sciences. 374 (1765), 20180156 (2019).
- Lin, H. P., et al. Identification of novel macropinocytosis inhibitors using a rational screen of Food and Drug Administration-approved drugs. British Journal of Pharmacology. 175 (18), 3640-3655 (2018).
- Singla, B., et al. PKCδ-Mediated Nox2 Activation Promotes Fluid-Phase Pinocytosis of Antigens by Immature Dendritic Cells. Frontiers in Immunology. 9, 537 (2018).
- Ivanov, A. I. Pharmacological inhibition of endocytic pathways: is it specific enough to be useful. Methods in Molecular Biology. 440, 15-33 (2008).
- Araki, N., et al. Effect of 3-methyladenine on the fusion process of macropinosomes in EGF-stimulated A431 cells. Cell Structure and Function. 31 (2), 145-157 (2006).
- Koivusalo, M., et al. Amiloride inhibits macropinocytosis by lowering submembranous pH and preventing Rac1 and Cdc42 signaling. Journal of Cell Biology. 188 (4), 547-563 (2010).
- Fischer, E. R., et al.
- Yoshida, S., et al. Dorsal ruffles enhance activation of Akt by growth factors. Journal of Cell Science. 131 (22), (2018).
- Nakase, I., et al. Active macropinocytosis induction by stimulation of epidermal growth factor receptor and oncogenic Ras expression potentiates cellular uptake efficacy of exosomes. Science Reports. 5, 10300 (2015).
- Gold, S., et al. A clathrin independent macropinocytosis-like entry mechanism used by bluetongue virus-1 during infection of BHK cells. PLoS One. 5 (6), 11360 (2010).
- Mishra, R., Bhowmick, N. A.
- Gordon, R. E. Electron microscopy: A brief history and review of current clinical application. Methods in Molecular Biology. 1180, 119-135 (2014).
- Mahankali, M., et al. The mechanism of cell membrane ruffling relies on a phospholipase D2 (PLD2), Grb2 and Rac2 association. Cell Signaling. 23 (8), 1291-1298 (2011).
