Summary
Het huidige protocol beschrijft een interventionele radiologieprocedure die is vastgesteld voor intrathymische injectie bij muizen om het risico van open chirurgie te vermijden en de nauwkeurigheid van blinde percutane injecties te verbeteren.
Abstract
Intrathymische injectie in muismodellen is een belangrijke techniek voor het bestuderen van thymus- en immuunfunctie, inclusief genetische en verworven T-celaandoeningen. Dit vereist methoden voor de directe afzetting van reagentia en/of cellen in de thymus van levende muizen. Traditionele methoden van intrathymische injectie omvatten thoracale chirurgie of minimaal invasieve percutane blinde injecties, die beide aanzienlijke beperkingen hebben. Ultra-hoogfrequente ultrasone beeldvormingsapparaten hebben beeldgeleide percutane injecties mogelijk gemaakt bij muizen, waardoor de injectienauwkeurigheid van de percutane injectiebenadering aanzienlijk is verbeterd en de injectie van kleinere doelen mogelijk is geworden. Beeldgeleide injecties zijn echter afhankelijk van het gebruik van een geïntegreerd railsysteem, waardoor dit een rigide en tijdrovende procedure is. Een unieke, veilige en efficiënte methode voor percutane intrathymische injecties bij muizen wordt hier gepresenteerd, waardoor de afhankelijkheid van het railsysteem voor injecties wordt geëlimineerd. De techniek is gebaseerd op het gebruik van een micro-echografie-eenheid met hoge resolutie om de thymus van de muis niet-invasief in beeld te brengen. Met behulp van een techniek met de vrije hand kan een radioloog onder echografische begeleiding een naaldpunt rechtstreeks in de thymus van de muis plaatsen. Muizen worden gereinigd en verdoofd voordat ze in beeld worden gebracht. Voor een ervaren radioloog die bedreven is in echogeleide procedures, is de leerperiode voor de vermelde techniek vrij kort, meestal binnen één sessie. De methode heeft een lage morbiditeit en mortaliteit voor de muizen en is veel sneller dan de huidige mechanisch ondersteunde technieken voor percutane injectie. Het stelt de onderzoeker in staat om efficiënt nauwkeurige en betrouwbare percutane injecties van thymuses van elke grootte uit te voeren (inclusief zeer kleine organen zoals de thymus van verouderde of immunodeficiënte muizen) met minimale stress voor het dier. Deze methode maakt de injectie van individuele lobben indien gewenst mogelijk en vergemakkelijkt grootschalige experimenten vanwege het tijdbesparende karakter van de procedure.
Introduction
De thymus heeft een essentiële rol in de ontwikkeling en immuniteit van T-cellen. T-celdeficiëntie, die kan worden veroorzaakt door thymusinvolutie, genetische aandoeningen, infecties en kankerbehandelingen, leidt onder andere tot hoge mortaliteit en morbiditeit 1,2. Muismodellen zijn onmisbaar in zowel fundamenteel als translationeel immunologisch onderzoek en worden al tientallen jaren gebruikt om thymusbiologie en T-celontwikkeling te bestuderen, evenals om behandelingen te ontwikkelen voor mensen die lijden aan thymusdisfunctie en T-celdeficiëntie 3,4,5.
Een centraal onderdeel van thymusonderzoek is de intrathymische injectie van biologische materialen zoals cellen, genen of eiwitten in muismodellen 6,7,8,9,10,11,12. Conventionele intrathymische injectiemethoden gebruiken thoracotomie gevolgd door intrathymische injectie onder directe visualisatie of door "blinde" percutane injectie in het mediastinum. De chirurgische aanpak verhoogt onder andere het pneumothoraxrisico aanzienlijk. Bovendien resulteert de verhoogde stress tijdens deze operatie in immunosuppressie, waardoor immunologische gegevens mogelijk in gevaar komen13. Ervaren onderzoekers kunnen, na enige oefening, de blinde injectietechniek uitvoeren, maar deze aanpak is minder nauwkeurig en beperkt daarom experimentele proefpersonen tot jonge muizen met een grote thymus.
Het gebruik van ultrasone begeleiding is geïntroduceerd als een nauwkeurig en minimaal invasief alternatief voor traditionele intrathymische injectiebenaderingen14. Deze procedure is echter zeer tijdrovend bij het gebruik van het geïntegreerde railsysteem in plaats van de techniek met de vrije hand. Het uitvoeren van injecties met de injectiebevestiging vereist zorgvuldige beeldvormingsoptimalisatie en positionering van de transducer met behulp van de verschillende hulpstukken, zoals de transducerstandaard en -houder, het X-, Y- en Z-positioneringssysteem, evenals een bekwame bediening van de micromanipulatieregelaars en railsysteemuitbreidingen. Een eenvoudige alternatieve techniek, echogeleide thymusinjectie, wordt hier gepresenteerd door een radioloog met behulp van een benadering uit de vrije hand15, wat zowel een snel als nauwkeurig minimaal invasief alternatief is voor de hierboven beschreven methoden. Belangrijk is dat de huidige aanpak kan worden uitgevoerd met elk ultrasoon beeldvormingssysteem met hoge resolutie zonder dat een injectiebevestiging en een geïntegreerd railsysteem nodig zijn. Het is vooral nuttig voor studies die de injectie van grote aantallen muizenvereisen 11, voor experimenten met de injectie van beide thymuslobben, of voor de nauwkeurige injectie van kleine thymus bij verouderde, bestraalde of immuungecompromitteerde muizen12.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen voor dierverzorging in het Center for Discovery and Innovation (IACUC-protocol 290). Voor de huidige studie, C57BL / 6 muizen (vrouwelijk, 4-6 weken oud), C57BL / 6 muizen (vrouwelijk, 6 maanden oud), J: NU vrouwelijke muizen, NOD scid gamma (NSG) vrouwelijke muizen en B6; CAG-luc, -GFP-muizen werden gebruikt als respectievelijk het jonge muismodel, het verouderde muismodel, het athymische naaktmodel, het immunodeficiënte model en de bioluminescentiecelbron. De muizen werden verkregen uit een commerciële bron (zie Tabel van Materialen). Deze procedure vereist meestal twee mensen (één om steriel te blijven tijdens het uitvoeren van de injecties en een andere om de muizen te hanteren).
1. Voorbereiding van dieren
- Anesthesie induceren bij de muizen met behulp van 3% -4% isofluraangas en anesthesie handhaven met behulp van 1% -3% isofluraangas toegediend via een neuskegel en precisie-gekalibreerde verdamper (zie Materiaaltabel).
- Bevestig de juiste verdovingsdiepte /bewusteloosheid door niet te reageren op de achterpootknel.
- Verwijder de vacht van het voorste borstgebied van de muizen door een dunne laag ontharingscrème aan te brengen gedurende minder dan 1 minuut. Gebruik een natte papieren handdoek om de crème volledig te verwijderen, samen met de losse vacht.
OPMERKING: Het aanbrengen van te veel crème zal ertoe leiden dat de huid van de borstkas ontstoken raakt. - Plaats één muis tegelijk, ruggend, op het verwarmde platform van het echografiestation voor kleine dieren (zie Materiaaltabel) met de neuskegel op zijn plaats (figuur 1).
- Bevestig de muis aan het stadium met medische plakband aan de achterkant en voorpoten (figuur 1).
- Breng oogheelkundige zalf aan op beide ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
- Desinfecteer de bontvrije bovenste thoraxhuid met behulp van een chloorhexidinegluconaatapplicator (zie Materiaaltabel).
2. Voorbereiding van het echoapparaat en het steriele veld
- Activeer de hoogste frequentie lineaire sonde die beschikbaar is, meestal de sonde met de hoogste ruimtelijke resolutie voor de grootte van het dier dat wordt afgebeeld. Activeer de probe door op de bijbehorende knop na het opstartscherm te tikken.
OPMERKING: Voor deze toepassing met muizen is de gebruikte sonde speciaal ontworpen voor gebruik met muizen en kleine ratten (zie Materiaaltabel). - Optimaliseer de ultrasone instellingen voor beeldvorming en injectie volgens de onderstaande stappen.
- Pas de diepte van het gezichtsveld aan op een geschikte grootte voor het doeldier door de verticaal georiënteerde schuifregelaars aan de rechterkant van het scherm aan te passen (figuur 2). De maximale diepte-instelling is meestal ongeveer 6-8 mm voor jonge muizen.
- Pas de grijswaardenversterking aan door de knop langs de horizontale balk aan de onderkant van het scherm te schuiven (figuur 2). Het doel is om te beginnen met een afbeelding die net iets donkerder is dan een typisch "grijs" uiterlijk.
- Pas de brandpuntszone (blauwe pijl rechts van het scherm, figuur 2) aan op het verwachte niveau van de thymus. Voor jonge muizen zal dit ongeveer een diepte van 4 mm zijn.
- Als het vastleggen van afbeeldingen gewenst is, test u de functionaliteit van de knoppen voor de winkelafbeelding en slaat u de clip op om ervoor te zorgen dat de afbeeldingen tijdens de hele procedure op de juiste manier kunnen worden opgeslagen. Tik hiervoor op de knop Clip opslaan rechtsonder in het scherm of door op de knop Bevriezen te tikken en vervolgens op Afbeelding opslaan (afbeelding opslaan) te tikken.
- Breng een kleine hoeveelheid (~ 1 ml) ultrasone gel aan op het oppervlak van de transducer (zie Materiaaltabel) terwijl deze rechtop staat, rustend in de houder van het echoapparaat of in de handen van een assistent.
- Maak een klein steriel veldje klaar naast het verwarmde platform. De optimale positionering hiervoor is meestal tussen het platform en het echoapparaat.
- Leeg deze items op het steriele veld: een steriele sondehoes, elastiekje, steriele handschoenen en steriele ultrasone gel (zie Materiaaltabel).
- Met het steriele veld opgezet en items op hun plaats, trek de steriele handschoenen aan.
- Plaats de steriele sondeklep voorzichtig over de ultrasone transducer (evenals over de gel die aanvankelijk op de sonde werd geplaatst). Behoud steriliteit en raak alleen de steriele hoes aan, niets anders. Schuif de steriele rubberen band over het steriele sondedeksel om het op zijn plaats te houden.
OPMERKING: De luchthaarden, ongeacht de grootte, kunnen interfereren met echografie. Daarom is het essentieel om de ultrasone gel aan te brengen tussen de transducer en steriele sondeklep en bovenop de sondeklep om een luchtvrije interface tussen de ultrasone sonde en het dier te garanderen. - Plaats een matige hoeveelheid (2-3 ml) steriele ultrasone gel op de transducer.
OPMERKING: De gebruiker is nu klaar om een verdoofde muis in beeld te brengen.
3. Beeldvorming en lokalisering van de thymus
- Plaats de met ultrasone gel bedekte sonde verticaal op het gedesinfecteerde deel van de voorste borstwand van de muis voor de eerste beeldvorming.
- Neem even de tijd om het echografische beeld te bekijken en verder te optimaliseren. Ga terug naar stap 2.2 en pas aan om een uiterlijk te krijgen dat lijkt op dat van figuur 3.
- Scan de voorste borstkas van de muis in een dwarsvlak. Voer dit uit door de transducer verticaal vast te houden en deze van de nek naar de buik op en neer te bewegen in een penseelachtige of "vegen" beweging.
OPMERKING: Het hart zal de meest herkenbare structuur in de borst zijn vanwege de snelle beweging en het "kamervormige" uiterlijk. Zodra het hart is gelokaliseerd, kan dit worden gebruikt als referentiepunt om een beeld van de thymus te verkrijgen. - Met het hart gecentreerd in het gezichtsveld, veegt u de transducer iets naar de nek. Net superieur aan het hart, wordt de thymus meestal aangetroffen.
- Visualiseer de thymus als een bilobed, piramidale, hypoechoïsche ("donkere" of "zwarte" die op het scherm verschijnt) structuur die gecentreerd is in de middellijn, anterieur aan de aorta en posterieur aan het borstbeen (figuur 3A).
- Noteer de twee ronde gepaarde zwarte (d.w.z. "hypoechoïsche") structuren aan weerszijden van de bovenste borst.
LET OP: Dit zijn de bilaterale venae cavae. De aorta is een vergelijkbare kromlijnige hypoechoïsche structuur in de middellijn tussen de twee venae cavae. Deze zijn gemakkelijk te herkennen aan hun pulsatiele beweging.
4. Injectie van de thymus
- Breng indien nodig meer (2-3 ml) steriele ultrasone gel aan op de transducer.
OPMERKING: Een relatief grote hoeveelheid steriele gel op de transducer (vergeleken met de grootte van de muis thorax) zal fungeren als een "gel pad" rond de borstwand van de muis. Dit vermindert het aantal ultrasone artefacten gemaakt door lucht binnen het gezichtsveld. - Lokaliseer met behulp van de ultrasone sonde het breedste deel van de thymus, wat meestal de ideale doelplaats voor injectie is. Anticipeer op een horizontaal naaldtraject op de gekozen locatie.
- Merk op waar de belangrijkste bloedvaten (SVC's en aorta) zich op deze site bevinden. Vermijd deze tijdens de injectie.
- De bloedvaten zullen hypoechoïsche, pulsatiele structuren zijn, zoals beschreven in stap 3.7. Als u het niet zeker weet, gebruikt u de dopplermodus om te controleren op stroming binnen de vaten (figuur 4A). Activeer de dopplermodus in kleur door op de knop Kleur op het scherm te tikken.
- Als een van de belangrijkste bloedvaten (of het hart) naar verwachting langs het verwachte naaldtraject zal zijn, kies dan een nieuw doelgebied of zoek een andere benadering / traject.
- Houd de transducer in de ene hand en een insulinenaald van 30 G (zie materiaaltabel) met 10 μL injectaat in de andere hand.
OPMERKING: Het injectaat zal variëren op basis van het experimentele ontwerp. De huidige studie gebruikte fosfaat-gebufferde zoutoplossing, trypan blauw of D-luciferine (0,1 μg/10 μL). - Om het injectieproces te starten, verplaatst u de transducer lateraal, zodat de thymus uit het midden in het ultrasone gezichtsveld ligt. Zorg ervoor dat de andere kant van het gezichtsveld voornamelijk bestaat uit ultrasone gel en niets anders.
- Plaats de punt van de naald in de gel onder de transducer en beweeg de naald langzaam totdat deze naast het huidoppervlak wordt gevisualiseerd (figuur 4B).
- Terwijl u de naald continu in beeld brengt onder echografie, steekt u de naald in de thymusklier met een percutaan traject, weg van bloedvaten.
- Gebruik een horizontale baan "cross thymus" om de naaldpunt in de thymuskwab te plaatsen die contralateraal is voor de ingangsplaats. Dit verklaart mogelijke lekkage langs het naaldkanaal (figuur 5A).
- Zodra de punt van de naald zich in het gewenste deel van de thymus bevindt, injecteert u snel de inhoud (zoals 10 μL trypan blue of D-luciferine, 0,1 μg/10 μL) uit de 30 G spuit met behulp van echografische visualisatie.
- Om de spuit te stabiliseren tijdens het inbrengen en injecteren van de naald, houdt u de spuit tussen de duim en de derde vinger en bedient u de zuiger van de spuit met de wijsvinger.
- Verwijder de naald nadat alle inhoud is gedeponeerd.
5. Controle van dieren na injectie
- Breng het dier over naar een lege kooi en observeer totdat het weer voldoende bewustzijn heeft om de sternale lighouding te behouden.
OPMERKING: Volledig herstel van anesthesie zal naar verwachting binnen 2 minuten plaatsvinden. - Controleer het dier nog eens 10 minuten op tekenen van nood, moeizame ademhaling of bloeding.
OPMERKING: Pijn na injectie wordt niet verwacht en er is meestal geen behoefte aan analgesie na injectie. - Eenmaal volledig hersteld en na een rustige observatieperiode na injectie, brengt u het geïnjecteerde dier terug naar het gezelschap van andere dieren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De succesvolle implementatie van deze techniek is afhankelijk van een paar belangrijke stappen die moeten worden gevolgd. Ten eerste moet een betrouwbare identificatie van de thymus zelf worden gewaarborgd. Bij jonge muizen is dit eenvoudig vanwege de grote omvang van de klier (figuur 3A). Bij oudere muizen of immunodeficiënte muizen kan het uitdagender zijn; het is echter nog steeds zeer goed mogelijk met moderne ultrasone apparatuur (figuur 3B, C). Ten tweede is het van cruciaal belang om het naaldtraject zo in te stellen dat het continu wordt gevisualiseerd tijdens de voortgang van de naaldpunt door de borstwandlagen en in de thymus. Een succesvolle injectie zal de naald volledig visualiseren terwijl deze wordt gevorderd. Dit verzekert de operator dat de naald geen kritieke structuur heeft doorkruist, zoals het hart, de aorta of een van de inferieure venae cavae (figuur 4). Dit geldt ook voor de injectie zelf. De punt van de naald moet tijdens de injectie altijd op de doellocatie worden gevisualiseerd, zodat de intrathymische afzetting wordt bevestigd (figuur 5).
Er zijn enkele kleine valkuilen die, indien herkend, relatief gemakkelijk kunnen worden verzacht. Bij het vastzetten van de muis aan het podium en de neuskegel moet de thorax van de muis zo neutraal mogelijk worden gemaakt (d.w.z. zonder significante links- of rechtswaartse rotatie). Als er te veel rotatie van de thorax is, is de juiste "naderingshoek" van de naald mogelijk niet gemakkelijk haalbaar. Als de muis niet stevig genoeg op zijn plaats is vastgezet, kan deze ook bewegen of schuiven wanneer hij de naald probeert vooruit te helpen, waardoor de anatomie wordt vervormd en visualisatie moeilijk wordt. Met de juiste techniek en voorbereiding kan echter een succesvolle intrathymische injectie worden bereikt met consistentie, betrouwbaarheid en reproduceerbaarheid.
Zodra de injectie is voltooid, zijn er meerdere manieren om de intrathymische locatie van de injectie te bevestigen. De huidige studie gebruikte luciferine als injectaat in luciferase transgene muizen. Deze kunnen vervolgens onmiddellijk na de injectie worden geëvalueerd met bioluminescentiebeeldvorming, waarbij de juiste locatie van de injectie wordt bevestigd zonder het dier op te offeren (figuur 6A). Deze techniek heeft als bijkomend voordeel dat geïnjecteerde luciferine-getagde cellen op meerdere tijdstippen in beeld kunnen worden gebracht, waardoor de persistentie van activiteit in de thymus wordt gewaarborgd. Als alternatief kan trypan blue worden geïnjecteerd als een visuele marker van de injectieplaats, en de nauwkeurigheid van de injectie kan dan ex vivo worden bevestigd met obductie16 (figuur 6B).
Figuur 1: Verdoofde muis geplaatst op het beeldvormingsstadium voor echografie van de thymus. Een 6 weken oude vrouwelijke C57BL/6 muis met een ontharende borst werd verdoofd en overgebracht naar het beeldvormingsstation. De muis bevindt zich in rugligging, met de uitgestrekte poten vastgezet met tape. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Instellingen van het echoapparaat. Afbeelding van het bedieningspaneel van het echoapparaat (aanraakscherm). De belangrijkste aanpassingen van de instellingen om de beeldvorming te optimaliseren, zijn het aanpassen van de diepte (rode pijl), de brandpuntszone (geel omcirkeld) en de winst (rood sterretje). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Echografie van de thymus bij immunocompetente en immunodeficiënte jonge en oudere muizen. (A) Immunocompetente jonge muis (C57BL/6, vrouw, 4 weken oud, n = 5). De transversale echografische weergave toont de rechter- en linkerlobben van de thymus (sterretjes). (B) Immunocompetente oudere muis (C57BL/6, vrouw, 6 maanden oud, n = 5). De thymus (sterretje) is kleiner maar behoudt zijn typische locatie en piramidale vorm. (C) Immunodeficiënte jonge muis (NOD scid gamma, vrouwtje, 4 weken oud, n = 5). Let op de veel kleinere maat van de thymus (sterretje) in vergelijking met de normale jonge muis. (D) Athymische naaktmuis (vrouwtje, 8 weken oud, n = 1). Er is een volledige afwezigheid van thymusweefsel. Van belang is dat de donkere (hypoechoïsche) verticale lijn in het midden van de afbeelding (sterretje) een schaduwartefact is van het borstbeen, zonder echt thymusweefsel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Voorbereiding op injectie. (A) Color Doppler-afbeelding van de voorste thorax toont de relatie van de thymus met de mediastinale bloedvaten. Het onderste midden is de aortaboog (rode pijl) en de afgeronde vaten aan weerszijden zijn de rechter en linker superieure venae cavae (gele pijlpunten). Bloed dat naar de beeldvormingsonde stroomt, is gecodeerd in rood en bloed dat wegstroomt van de transducer is gecodeerd in blauw. (B) Plaatsing van de naald van vóór de vooruitgang in de borstkas vanuit een linkszijdige benadering. De naaldpunt (gele pijl) moet in lijn zijn met de ultrasone transducer en de tiphoogte met het middelste deel van de thymus. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Injectietechniek. (A) Plaatsing van de naald voor injectie van de rechter thymuskwab van een immunocompetente jonge muis. De naaldpunt (gele pijl) bevindt zich in het centrale deel van de rechterkwab. (B) Post-injectie afbeelding van de rechterkwab met een verzameling donkere (hypoechoïsche) vloeistof en kleine heldere (echogene) luchtbellen op de injectieplaats (onderbroken rode lijn). De gele pijl geeft de punt van de naald aan. (C) Plaatsing van de naald (gele pijl op de punt van de naald) voor injectie van de linker thymuskwab van een immunocompetente jonge muis. (D) Plaatsing van de naald (gele pijl) voor injectie van de rechterkwab van een immunocompetente jonge muis. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 6: In vivo en ex vivo verificatie van de nauwkeurigheid. (A) Injectie van D-luciferine (0,1 μg/10 μL) in de thymus van een 8 weken oude luciferase transgene muis gevolgd door 1 s in vivo bioluminescentie beeldvorming met behulp van een in vivo bioluminescentie beeldvormingssysteem (n = 3). De kleurcodering toont de totale bioluminescentiestraling (fotonen·s−1·cm−2·steradian−1) zoals aangegeven door de kleurenbalk aan de rechterkant. (B) De thymus van twee 5 weken oude C57BL/6-muizen werd geïnjecteerd met trypan blue en de injectienauwkeurigheid werd aangetoond door obductie (n = 3). Bovenpaneel: Dorsaal oppervlak van een Trypan Blue-gekleurde geïnjecteerde thymus in situ. Onderpaneel: Ventraal oppervlak van een Trypan Blue-gekleurde thymus ex situ na injectie van de linkerkwab. Gereproduceerd met toestemming van Tuckett et al.1. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Een echogeleide injectie met vrije hand is een zeer nauwkeurige techniek om studiemateriaal op een efficiënte en aseptische manier aan de thymus te leveren. Na de initiële sterilisatie van de huid op de injectieplaats, wordt de steriliteit tijdens de procedure gehandhaafd als gevolg van het gebruik van steriele handschoenen, steriele ultrasone sondehoezen en steriele ultrasone gel. In tegenstelling tot de blinde percutane benadering 10,17 of vertrouwen op chirurgische incisies voor directe visualisatie van de thymus18,19, de veelgebruikte methoden voor intrathymische injecties bij muizen, combineert het gebruik van echografiebegeleiding uit de vrije hand een hoge mate van veiligheid en snelheid met een enorme precisie van de procedure. Het uitvoeren van echogeleide injecties met behulp van het railplatform14 biedt een vergelijkbaar niveau van veiligheid en nauwkeurigheid, maar deze omslachtige aanpak duurt meestal minstens 5 minuten per injectie vanaf het moment dat de muis is verdoofd en op het beeldvormingsplatform is geplaatst, vergeleken met de techniek met de vrije hand die het voor een expert mogelijk maakt om injecties te voltooien in ongeveer 20-30 s per muis15.
Aanzienlijke ervaring en training zijn voorwaarden voor het bereiken van een hoog vaardigheidsniveau in alle verschillende methoden voor intrathymische injectie, inclusief de echogeleide injectietechniek met vrije hand. Een radioloog met klinische ervaring in echogeleide procedures kan echter binnen een oefensessie van 1 uur bekwaam worden in de intrathymische injectie van muizen.
De flexibiliteit van de injectiemethode met vrije hand stelt de onderzoeker in staat om ofwel één thymuskwab, beide thymuslobben in één injectiepas, ofwel beide thymuslobben in twee afzonderlijke injecties te injecteren, afhankelijk van de specifieke experimentele behoeften van het onderzoek. Van belang is dat het injecteren van individuele thymuskwabben met placebo versus studiemateriaal kan worden gebruikt als een strategie om het aantal proefpersonen dat nodig is te verminderen door de placebo-geïnjecteerde kwab als interne controle te gebruiken. De stijve opstelling van het geïntegreerde railsysteem maakt daarentegen injectie in één thymuslob per injectieperiode mogelijk. Injectie van een tweede kwab vereist het demonteren van de bevestiging van de spuithouder, het installeren ervan aan de achterkant van de muis en het zorgvuldig aanpassen van de micromanipulatiecontroles totdat het traject van de naald correct is voordat de volgende injectie kan doorgaan. Deze problemen verhogen de blootstelling aan anesthesie aanzienlijk en de tijd die nodig is om het experiment te voltooien.
Een uniek voordeel van de intrathymische methode met vrije hand in vergelijking met de blinde intrathymische injectieprocedure is het relatieve gemak van het nauwkeurig injecteren van kleine thymuses zoals de thymuses van oudere muizen (6 maanden of ouder), die veel kleiner zijn dan die bij jongere muizen (4-10 weken oud). Dit voordeel, gecombineerd met het gemak van opschaling, stelt immunologen in staat om intrathymische injectie-gebaseerde studies uit te voeren in een breed scala aan preklinische muismodellen.
Kortom, de waarnemingen bieden voldoende bewijs ter ondersteuning van de vrije hand techniek voor veilige, snelle en nauwkeurige injecties gericht op individuele thymuskwabben. Deze minimaal invasieve methode vertegenwoordigt daarom een zeer efficiënte en nauwkeurige optie voor thymusonderzoek, waardoor grootschalige preklinische onderzoeken bij muizen met thymuses variërend van groot tot extreem klein worden vergemakkelijkt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten om bekend te maken.
Acknowledgments
We willen Raymond H. Thornton bedanken voor zijn inzichtelijke en uitgebreide vroege werk aan deze techniek. Deze studie werd gefinancierd door subsidiesteun van het National Cancer Institute (NCI 1R37CA250661-01A1), de Children's Leukemia Research Association, de Hackensack Meridian School of Medicine en de HUMC Foundation / Tackle Kids Cancer.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aquasonic 100 Ultrasound Gel | Parker Laboratories (Fairfield, NJ, USA) | 01-01 | Sterile Ultrasound Transmission Gel |
| B6;CAG-luc, -GFP mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 025854 | Bioluminescence cell source |
| BD Insulin Syringes with needle | Becton Dickinson (Franklin Lakes, NJ, USA) | 328431 | Ultra-fine needle - 12.7 mm, 30 G |
| C57BL/6 mouse - aged | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 000664 | age 6 months old; aged model |
| C57BL/6 mouse - young | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 000664 | age 4-6 weeks; young model |
| Chloraprep One-step 0.67 mL | CareFusion (El Paso, TX, USA) | 260449 | chlorhexidine gluconate applicator |
| Curity Cotton Tipped Applicator | Cardinal Health (Dublin, OH, USA) | A5000-2 | Sterile, 6" |
| D-Luciferin | Gold Biotechnology (St Louis, MO, USA) | LUCK-1G | |
| Isoflurane | Henry Schein (Melville, NY, USA) | 1182097 | |
| IVIS Lumina X5 | PerkinElmer (Melville, NY, USA) | n/a | In vivo bioluminescence imaging system |
| J:NU mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 007850 | Athymic nude model |
| Kendall Hypoallergenic Paper Tape | Cardinal Health (Dublin, OH, USA) | 1914C | |
| Kimtech Surgical Nitrile Gloves | Kimberly-Clark Professional (Irving, TX, USA) | 56892 | Sterile Gloves |
| Nair Hair Remover Lotion | Church and Dwight (Trenton, NJ, USA) | n/a | Depilatory agent |
| NOD scid gamma (NSG) mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 005557 | Immunodeficient model |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS), 1x | Corning (Corning, NY, USA) | 21-040-CV | |
| Puralube Vet Ointment | Med Vet International | PH-PURALUBE-VET | Eye ointment |
| Sheathes | Sheathing Technologies (Morgan Hill, CA, USA) | 10040 | Sterile Ultrasound Probe Covers |
| Sure-Seal Induction Chamber | Braintree Scientific (Braintree, MA, USA) | EZ-17 85 | Anesthesia induction chamber |
| Transducer MX550D | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Vevo 3100 imaging probe (25-55 MHz, Centre Transmit: 40 MHz) |
| Trypan Blue, 0.4% solution in PBS | MP Biomedicals (Solon, OH, USA) | 91691049 | |
| Vevo 3100 Imaging System | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Ultrasound imaging system |
| Vevo 3100 Lab Software | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Version 3.2.7 for imaging and analysis |
| Vevo Compact Dual Anesthesia System | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Tabletop isoflurane-based anesthesia unit |
| Vevo Imaging Station | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Procedural platform |
References
- Chinn, I. K., Blackburn, C. C., Manley, N. R., Sempowski, G. D. Changes in primary lymphoid organs with aging. Seminars in Immunology. 24 (5), 309-320 (2012).
- Gruver, A. L., Sempowski, G. D. Cytokines, leptin, and stress-induced thymic atrophy. Journal of Leukocyte Biology. 84 (4), 915-923 (2008).
- Masopust, D., Sivula, C. P., Jameson, S. C. Of mice, dirty mice, and men: Using mice to understand human immunology. Journal of Immunology. 199 (2), 383-388 (2017).
- Mukherjee, P., Roy, S., Ghosh, D., Nandi, S. K. Role of animal models in biomedical research: a review. Laboratory Animals Research. 38 (1), 18 (2022).
- McCaughtry, T. M., Hogquist, K. A. Central tolerance: What have we learned from mice. Seminars in Immunopathology. 30 (4), 399-409 (2008).
- Zlotoff, D. A., et al. CCR7 and CCR9 together recruit hematopoietic progenitors to the adult thymus. Blood. 115 (10), 1897-1905 (2010).
- Vukmanovic, S., Grandea, A. G., Faas, S. J., Knowles, B. B., Bevan, M. J. Positive selection of T-lymphocytes induced by intrathymic injection of a thymic epithelial cell line. Nature. 359 (6397), 729-732 (1992).
- Schwarz, B. A., Bhandoola, A. Circulating hematopoietic progenitors with T lineage potential. Nature Immunology. 5 (9), 953-960 (2004).
- Marodon, G., et al. Induction of antigen-specific tolerance by intrathymic injection of lentiviral vectors. Blood. 108 (9), 2972-2978 (2006).
- Adjali, O., et al. In vivo correction of ZAP-70 immunodeficiency by intrathymic gene transfer. Journal of Clinical Investigation. 115 (8), 2287-2295 (2005).
- Tuckett, A. Z., et al. Image-guided intrathymic injection of multipotent stem cells supports life-long T cell immunity and facilitates targeted immunotherapy. Blood. 123 (18), 2797-2805 (2014).
- Tuckett, A. Z., Thornton, R. H., O'Reilly, R. J., vanden Brink, M. R. M., Zakrzewski, J. L. Intrathymic injection of hematopoietic progenitor cells establishes functional T cell development in a mouse model of severe combined immunodeficiency. Journal of Hematology & Oncology. 10 (1), 109 (2017).
- Hogan, B. V., Peter, M. B., Shenoy, H. G., Horgan, K., Hughes, T. A. Surgery induced immunosuppression. Surgeon. 9 (1), 38-43 (2011).
- Blair-Handon, R., Mueller, K., Hoogstraten-Miller, S. An alternative method for intrathymic injections in mice. Laboratory Animals. 39 (8), 248-252 (2010).
- Tuckett, A. Z., Zakrzewski, J. L., Li, D., vanden Brink, M. R., Thornton, R. H. Free-hand ultrasound guidance permits safe and efficient minimally invasive intrathymic injections in both young and aged mice. Ultrasound in Medicine and Biology. 41 (4), 1105-1111 (2015).
- Küker, S., et al. The value of necropsy reports for animal health surveillance. BMC Veterinary Research. 14 (1), 191 (2018).
- Sinclair, C., Bains, I., Yates, A. J., Seddon, B. Asymmetric thymocyte death underlies the CD4:CD8 T-cell ratio in the adaptive immune system. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 2905-2914 (2013).
- Manna, S., Bhandoola, A. Intrathymic injection. Methods in Molecular Biology. 1323, 203-209 (2016).
- de la Cueva, T., Naranjo, A., de la Cueva, E., Rubio, D. Refinement of intrathymic injection in mice. Laboratory Animals. 36 (5), 27-32 (2007).
