Summary
Detta protokoll beskriver ett interventionellt radiologiförfarande som fastställts för intratymisk injektion hos möss för att undvika risken för öppen kirurgi och förbättra noggrannheten hos blinda perkutana injektioner.
Abstract
Intratymisk injektion i musmodeller är en viktig teknik för att studera tymisk och immunfunktion, inklusive genetiska och förvärvade T-cellstörningar. Detta kräver metoder för direkt avsättning av reagenser och/eller celler i tymus hos levande möss. Traditionella metoder för intratymisk injektion inkluderar thoraxkirurgi eller minimalt invasiva perkutana blinda injektioner, som båda har betydande begränsningar. Ultrahögfrekventa ultraljudsavbildningsenheter har möjliggjort bildstyrda perkutana injektioner hos möss, vilket avsevärt förbättrar injektionsnoggrannheten för den perkutana injektionsmetoden och möjliggör injektion av mindre mål. Bildstyrda injektioner är dock beroende av användningen av ett integrerat järnvägssystem, vilket gör detta till en styv och tidskrävande procedur. En unik, säker och effektiv metod för perkutana intratymiska injektioner hos möss presenteras här, vilket eliminerar beroendet av skensystemet för injektioner. Tekniken bygger på att använda en högupplöst mikro-ultraljudsenhet för att avbilda mustymus noninvasivt. Med hjälp av en frihandsteknik kan en radiolog placera en nålspets direkt i mustymusen under sonografisk vägledning. Möss rengörs och bedövas före avbildning. För en erfaren radiolog som är skicklig på ultraljudsstyrda procedurer är inlärningsperioden för den angivna tekniken ganska kort, vanligtvis inom en session. Metoden har låg sjuklighet och dödlighet för mössen och är mycket snabbare än nuvarande mekaniskt assisterade tekniker för perkutan injektion. Det gör det möjligt för utredaren att effektivt utföra exakta och tillförlitliga perkutana injektioner av tymuser av alla storlekar (inklusive mycket små organ som tymus hos åldrade eller immunbristmöss) med minimal stress på djuret. Denna metod möjliggör injektion av enskilda lober om så önskas och underlättar storskaliga experiment på grund av procedurens tidsbesparande natur.
Introduction
Tymus har en viktig roll i T-cellutveckling och immunitet. T-cellsbrist, som bland annat kan orsakas av tymisk involution, genetiska störningar, infektioner och cancerbehandlingar, leder till hög dödlighet och sjuklighet 1,2. Musmodeller är oumbärliga i både grundläggande och translationell immunologiforskning och har använts i årtionden för att studera tymisk biologi och T-cellutveckling, samt för att utveckla behandlingar för dem som lider av tymisk dysfunktion och T-cellbrist 3,4,5.
En central del av tymiska undersökningar har varit intratymisk injektion av biologiska material som celler, gener eller proteiner i musmodeller 6,7,8,9,10,11,12. Konventionella intratymiska injektionsmetoder använder torakotomi följt av intratymisk injektion under direkt visualisering eller genom "blind" perkutan injektion i mediastinum. Det kirurgiska tillvägagångssättet ökar bland annat risken för pneumotorax avsevärt. Dessutom resulterar den förhöjda stressen under denna operation i immunsuppression, vilket potentiellt äventyrar immunologiska data13. Erfaren forskare, efter viss övning, kan utföra blindinjektionstekniken, men detta tillvägagångssätt är mindre exakt och begränsar därför experimentella ämnen till unga möss med en stor tymus.
Användningen av ultraljudsvägledning har introducerats som ett exakt och minimalt invasivt alternativ till traditionella intratymiska injektionsmetoder14. Denna procedur är dock mycket tidskrävande när du använder det integrerade järnvägssystemet istället för frihandstekniken. Att utföra injektioner med injektionsfästet kräver noggrann bildoptimering och positionering av givaren med hjälp av de olika tillbehören som givarstativet och fästet, X-, Y- och Z-positioneringssystemet, samt skicklig drift av mikromanipuleringskontrollerna och rälssystemets förlängningar. En enkel alternativ teknik, ultraljudsstyrd tymisk injektion, presenteras här utförd av en radiolog med hjälp av en frihandsmetod15, vilket är både ett snabbt och exakt minimalt invasivt alternativ till de ovan beskrivna metoderna. Det är viktigt att det nuvarande tillvägagångssättet kan utföras med alla högupplösta ultraljudsavbildningssystem utan att behöva ett injektionsfäste och integrerat skensystem. Det är särskilt användbart för studier som kräver injektion av ett stort antal möss11, för experiment som involverar injektion av båda tymiska loberna eller för korrekt injektion av små tymuser hos åldrade, bestrålade eller immunkomprometterade möss12.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla procedurer utfördes i enlighet med djurvårdsriktlinjer vid Center for Discovery and Innovation (IACUC protokoll 290). För den aktuella studien, C57BL/6 möss (hona, 4-6 veckor gamla), C57BL/6 möss (hona, 6 månader gamla), J:NU honmöss, NOD scid gamma (NSG) honmöss och B6; CAG-luc, -GFP-möss användes som ung musmodell, åldrad musmodell, athymisk nakenmodell, immunbristmodell respektive bioluminescenscellkälla. Mössen erhölls från en kommersiell källa (se Materialförteckning). Denna procedur kräver vanligtvis två personer (en för att förbli steril medan du utför injektionerna och en annan för att hantera mössen).
1. Beredning av djur
- Inducera anestesi hos mössen med 3% -4% isofluangas och upprätthålla anestesi med 1% -3% isoflurangas administrerad via en näskon och precisionskalibrerad förångare (se materialtabell).
- Bekräfta lämpligt bedövningsdjup/medvetslöshet genom att inte svara på baktassklämman.
- Ta bort pälsen från mössens främre bröstområde genom att applicera ett tunt lager hårborttagningskräm i mindre än 1 min. Använd en våt pappershandduk för att ta bort grädden helt tillsammans med den lösa pälsen.
OBS: Att applicera för mycket kräm kommer att resultera i att bröstområdets hud blir inflammerad. - Placera en mus i taget, liggande, på den uppvärmda plattformen på ultraljudsavbildningsstationen för små djur (se materialförteckning) med noskonen på plats (figur 1).
- Fäst musen på scenen med medicinsk tejp i bak- och frambenen (figur 1).
- Applicera oftalmisk salva på båda ögonen för att förhindra torkning av hornhinnan.
- Desinficera den pälsfria övre bröstkorgens hud med en klorhexidinglukonatapplikator (se materialförteckning).
2. Förberedelse av ultraljudsmaskinen och sterilt fält
- Aktivera den högsta tillgängliga linjära sonden, vanligtvis sonden med den högsta rumsliga upplösningen för storleken på djuret som avbildas. Aktivera sonden genom att trycka på motsvarande knapp efter startskärmen.
OBS: För denna applikation med möss är sonden som används speciellt utformad för användning med möss och små råttor (se materialförteckning). - Optimera ultraljudsinställningarna för avbildning och injektion enligt stegen nedan.
- Justera synfältets djup till en lämplig storlek för måldjuret genom att justera de vertikalt orienterade skjutreglagen till höger på skärmen (figur 2). Den maximala djupinställningen är vanligtvis cirka 6-8 mm för unga möss.
- Justera gråskaleförstärkningen genom att skjuta knappen längs det horisontella fältet längst ned på skärmen (bild 2). Målet är att börja med en bild som bara är något mörkare än ett typiskt "grått" utseende.
- Justera brännzonen (blå pil till höger på skärmen, figur 2) till den förväntade nivån på tymus. För unga möss kommer detta att ligga runt ett djup av 4 mm.
- Om du vill kan du testa funktionerna i knapparna för butiksbild och lagra klipp för att säkerställa att bilderna kan sparas på rätt sätt under hela proceduren. Gör detta genom att trycka på knappen Spara klipp längst ned till höger på skärmen eller genom att trycka på knappen Frys och sedan trycka på Spara bild (bild 2).
- Applicera en liten mängd (~ 1 ml) ultraljudsgel på givarytan (se materialtabell) medan den är upprätt, antingen vilar i ultraljudsmaskinhållaren eller i händerna på en assistent.
- Förbered ett litet sterilt fält bredvid den uppvärmda plattformen. Den optimala positioneringen för detta är vanligtvis mellan plattformen och ultraljudsmaskinen.
- Töm dessa föremål på det sterila fältet: ett sterilt sondskydd, gummiband, sterila handskar och steril ultraljudsgel (se materialförteckning).
- Med det sterila fältet inställt och föremål på plats, ta på dig de sterila handskarna.
- Placera försiktigt det sterila sondskyddet över ultraljudsgivaren (liksom över gelén som ursprungligen placerades på sonden). Behåll steriliteten och rör bara det sterila locket, inget annat. Skjut det sterila gummibandet över det sterila sondskyddet för att hålla det på plats.
OBS: Luftfoci, oavsett storlek, kan störa ultraljudsavbildning. Därför är det viktigt att applicera ultraljudsgelén mellan givaren och det sterila sondskyddet och ovanpå sondskyddet för att säkerställa ett luftfritt gränssnitt mellan ultraljudssonden och djuret. - Placera en måttlig mängd (2-3 ml) steril ultraljudsgel på givaren.
OBS: Användaren är nu redo att avbilda en bedövad mus.
3. Avbilda och lokalisera tymus
- Samtidigt som du behåller steriliteten, placera den ultraljudsgeltoppade sonden vertikalt på den desinficerade delen av musens främre bröstvägg för initial avbildning.
- Ta en stund att titta på ultraljudsbilden och optimera den ytterligare. Gå tillbaka till steg 2.2 och justera för att få ett utseende som liknar figur 3.
- Skanna musens främre bröstkorg i ett tvärgående plan. Utför detta genom att hålla givaren vertikalt och flytta den upp och ner från nacken till buken i en penselliknande eller "svepande" rörelse.
OBS: Hjärtat kommer att vara den mest igenkännliga strukturen i bröstet på grund av dess snabba rörelse och "kammare" utseende. När hjärtat är lokaliserat kan detta användas som referenspunkt för att få en bild av tymus. - Med hjärtat centrerat i synfältet, svep givaren något mot nacken. Bara överlägsen hjärtat, tymus brukar uppstå.
- Visualisera tymus som en bilobed, pyramidal, hypoechoic ("mörk" eller "svart" som visas på skärmen) struktur som är centrerad i mittlinjen, främre till aortan och bakre till bröstbenet (Figur 3A).
- Notera de två runda parade svarta (dvs "hypoekoiska") strukturerna på vardera sidan av övre bröstet.
OBS: Dessa är de bilaterala venae cavae. Aortan är en liknande krökt hypoekoisk struktur i mittlinjen mellan de två venae cavae. Dessa är lätt igenkännliga genom sin pulserande rörelse.
4. Injektion av tymus
- Applicera vid behov mer (2-3 ml) steril ultraljudsgel på givaren.
OBS: En relativt stor mängd steril gel på givaren (jämfört med storleken på musens bröstkorg) kommer att fungera som en "gelkudde" runt musens bröstvägg. Detta kommer att minska antalet ultraljudsartefakter som görs med flyg inom synfältet. - Använd ultraljudssonden och lokalisera den bredaste delen av tymus, som vanligtvis är den perfekta målplatsen för injektion. Förutse en horisontell nålbana på den valda platsen.
- Observera var de viktigaste blodkärlen (SVC och aorta) finns på denna webbplats. Undvik dessa under injektionen.
- Blodkärlen kommer att vara hypoekoiska, pulserande strukturer, som beskrivs i steg 3.7. Om du är osäker, använd färgdopplerläget för att kontrollera flödet i kärlen (figur 4A). Aktivera färgdopplerläget genom att trycka på färgknappen på skärmen.
- Om ett av de viktigaste blodkärlen (eller hjärtat) förväntas ligga längs den förväntade nålbanan, välj ett nytt målområde eller hitta ett annat tillvägagångssätt / bana.
- Håll givaren i ena handen och en 30 G insulinnål (se materialförteckning) med 10 μl injicerat i den andra.
OBS: Injekatet varierar beroende på den experimentella designen. I denna studie användes fosfatbuffrad saltlösning, trypanblått eller D-luciferin (0,1 μg/10 μl). - För att påbörja injektionsprocessen, flytta givaren i sidled så att tymus är utanför centrum i ultraljudsfältet. Se till att den andra sidan av synfältet består av mestadels ultraljudsgel och inget annat.
- Placera nålspetsen i gelén under givaren och rör långsamt nålen tills den visualiseras intill hudytan (figur 4B).
- Medan du kontinuerligt avbildar nålen under ultraljud, sätt in nålen i tymuskörteln med en perkutan bana, bort från blodkärlen.
- Använd en "cross thymus" horisontell bana för att placera nålspetsen i tymloben kontralateralt till ingångsplatsen. Detta står för potentiellt läckage längs nålkanalen (figur 5A).
- När nålspetsen är inne i den önskade delen av tymus, injicera snabbt innehållet (t.ex. 10 μL trypanblått eller D-luciferin, 0,1 μg/10 μl) från 30 G-sprutan medan du använder sonografisk visualisering.
- För att stabilisera sprutan under nålinsättning och injektion, håll sprutan mellan tummen och tredje fingret och kontrollera sprutkolven med pekfingret.
- Ta bort nålen efter att allt innehåll har deponerats.
5. Övervakning av djur efter injektion
- Överför djuret till en tom bur och observera tills det återfår tillräckligt med medvetande för att upprätthålla sternal recumbency.
OBS: Full återhämtning från anestesi förväntas ske inom 2 min. - Övervaka djuret i ytterligare 10 minuter för tecken på nöd, ansträngd andning eller blödning.
OBS: Smärta efter injektion förväntas inte, och det finns vanligtvis inget behov av analgesi efter injektionen. - När det är helt återställt och efter en händelselös observationsperiod efter injektionen, återför det injicerade djuret till sällskap med andra djur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den framgångsrika implementeringen av denna teknik bygger på några viktiga steg som ska följas. För det första måste tillförlitlig identifiering av själva tymuskörteln säkerställas. Hos unga möss är detta enkelt på grund av körtelns stora storlek (figur 3A). Hos äldre möss eller immunbristmöss kan det vara mer utmanande; Det är dock fortfarande mycket genomförbart med modern ultraljudsutrustning (figur 3B, C). För det andra är det kritiskt viktigt att ställa in nålbanan så att den kommer att visualiseras kontinuerligt under nålspetsens framsteg genom bröstväggskikten och in i tymus. En lyckad injektion kommer att få nålen visualiserad helt medan den avanceras. Detta försäkrar operatören att nålen inte har passerat en kritisk struktur, såsom hjärtat, aortan eller en av de underlägsna venae cavae (figur 4). Detta gäller även själva injektionen. Nålspetsen måste alltid visualiseras på sin målplats under injektionen så att den intratymiska avsättningen bekräftas (figur 5).
Det finns några mindre fallgropar som, om de känns igen, kan mildras relativt enkelt. När du säkrar musen till scenen och näskonen måste musens bröstkorg göras så neutral som möjligt (dvs. utan signifikant vänster- eller högerrotation). Om det finns för mycket rotation av bröstkorgen, kanske nålens korrekta "inflygningsvinkel" inte är lätt att uppnå. Om musen inte är säkrad på plats tillräckligt tätt kan den också röra sig eller glida när man försöker avancera nålen, förvränga anatomin och göra visualiseringen svår. Men med rätt teknik och beredning kan en framgångsrik intratymisk injektion uppnås med konsistens, tillförlitlighet och reproducerbarhet.
När injektionen är klar finns det flera sätt att bekräfta injektionens intratymiska placering. Den aktuella studien använde luciferin som ett injektat i luciferastransgena muskar. Dessa kan sedan utvärderas omedelbart efter injektionen med bioluminescensavbildning, vilket bekräftar injektionens korrekta placering utan att offra djuret (figur 6A). Denna teknik har den ytterligare fördelen att injicerade luciferinmärkta celler kan avbildas vid flera tidpunkter, vilket säkerställer uthålligheten av aktivitet i tymus. Alternativt kan trypanblått injiceras som en visuell markör för injektionsstället, och injektionsnoggrannheten kan sedan bekräftas ex vivo med obduktion16 (figur 6B).
Figur 1: Bedövad mus placerad på avbildningsstadiet för ultraljud av tymus. En 6 veckor gammal kvinnlig C57BL/6-mus med ett depilerat bröst bedövades och överfördes till bildstationen. Musen är i ryggläge, med de utsträckta benen säkrade med tejp. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Bild 2: Inställningar för ultraljudsmaskin. Bild av ultraljudsmaskinens kontrollpanel (pekskärm). De viktigaste justeringarna av inställningarna för att optimera avbildning kommer att justera djupet (röd pil), fokuszonen (inringad i gult) och vinsterna (röd asterisk). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Ultraljudsavbildning av tymus hos immunkompetenta och immunbristiga unga och åldrade möss. (A) Immunkompetent ung mus (C57BL/6, hona, 4 veckor gammal, n = 5). Den tvärgående sonografiska vyn visar tymusens högra och vänstra lober (asterisker). B) Immunkompetent mus i åldern (C57BL/6, hona, 6 månader, n = 5). Tymus (asterisk) är mindre men behåller sin typiska plats och pyramidform. (C) Ung mus med immunbrist (NOD scid gamma, hona, 4 veckor gammal, n = 5). Observera den mycket mindre storleken på tymus (asterisk) jämfört med den normala unga musen. (D) Atymisk nakenmus (hona, 8 veckor gammal, n = 1). Det finns en fullständig frånvaro av tymisk vävnad. Observera att den mörka (hypoekoiska) vertikala linjen i mitten av bilden (asterisk) är en skuggande artefakt från bröstbenet, utan någon sann tymisk vävnad. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Förberedelser för injektion . (A) Färgdopplerbild av den främre bröstkorgen visar tymusens förhållande till mediastinalkärlen. Den nedre mitten är aortabågen (röd pil), och de rundade kärlen på vardera sidan är höger och vänster överlägsen venae cavae (gula pilspetsar). Blod som strömmar mot bildsonden kodas i rött och blod som strömmar bort från givaren kodas i blått. (B) Nålplacering från före avancemang in i bröstet från ett vänstersidigt tillvägagångssätt. Nålspetsen (gul pil) måste vara i linje med ultraljudsgivaren och spetsnivån med mitten av tymus. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5: Injektionsteknik . (A) Nålplacering för injektion av den högra tymiska loben hos en immunkompetent ung mus. Nålspetsen (gul pil) ligger i den centrala delen av den högra loben. (B) Bild efter injektion av höger lob som visar en samling mörk (hypoekoisk) vätska och små ljusa (ekogena) luftbubblor på injektionsstället (streckad röd linje). Den gula pilen indikerar nålspetsen. (C) Nålplacering (gul pil vid nålspetsen) för injektion av den vänstra tymiska loben hos en immunkompetent ung mus. (D) Nålplacering (gul pil) för injektion av höger lob hos en immunkompetent ung mus. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 6: In vivo- och ex vivo-verifiering av noggrannheten. (A) Injektion av D-luciferin (0,1 μg/10 μl) i tymus hos en 8 veckor gammal luciferastransgen mus följt av 1 s bioluminescensavbildning in vivo med hjälp av ett in vivo-bioluminescensavbildningssystem (n = 3). Färgkodningen visar den totala bioluminescensutstrålningen (fotoner · s − 1 · cm − 2 · steradian-1) som indikeras av färgfältet till höger. (B) Tymus hos två 5 veckor gamla C57BL/6-möss injicerades med trypanblått, och injektionsnoggrannheten visades genom obduktion (n = 3). Topppanel: Dorsal yta på en Trypan Blue-färgad injicerad tymus in situ. Bottenpanel: Ventral yta på en Trypan Blåfärgad tymus ex situ efter injektion av vänster lob. Reproducerad med tillstånd från Tuckett et al.1. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En ultraljudsstyrd frihandsinjektion är en mycket exakt teknik för att leverera studiematerial till tymus på ett effektivt och aseptiskt sätt. Efter den första steriliseringen av huden på injektionsstället upprätthålls steriliteten under proceduren på grund av användning av sterila handskar, sterila ultraljudssondskydd och steril ultraljudsgel. I motsats till det blinda perkutana tillvägagångssättet 10,17 eller förlita sig på kirurgiska snitt för direkt visualisering av tymus18,19, som är de vanliga metoderna för intratymiska injektioner hos möss, kombinerar användning av ultraljudsvägledning med fri hand en hög grad av säkerhet och snabbhet med enorm precision i proceduren. Att genomföra ultraljudsstyrda injektioner med hjälp av skenplattformen14 erbjuder en liknande nivå av säkerhet och noggrannhet, men detta besvärliga tillvägagångssätt tar vanligtvis minst 5 minuter per injektion från det ögonblick musen har bedövats och placerats på bildplattformen, jämfört med frihandstekniken som gör det möjligt för en expert att slutföra injektioner på cirka 20-30 s per mus15.
Betydande erfarenhet och utbildning är förutsättningar för att uppnå en hög kompetensnivå i alla olika metoder för intratymisk injektion, inklusive den ultraljudsstyrda frihandsinjektionstekniken. En radiolog med klinisk erfarenhet av ultraljudsstyrda procedurer kan dock bli skicklig i intratymisk injektion av möss inom en 1 timmes övningssession.
Flexibiliteten hos frihandsinjektionsmetoden gör det möjligt för prövaren att injicera antingen en tymisk lob, båda tymloberna i ett injektionspass eller båda tymloberna i två separata injektioner, beroende på studiens specifika experimentella behov. Observera att injicering av enskilda tymiska lober med placebo kontra studiematerial kan användas som en strategi för att minska antalet studiepersoner som behövs genom att använda den placeboinjicerade loben som en intern kontroll. Däremot möjliggör den styva inställningen av det integrerade skensystemet injektion i en tymisk lob per injektionsperiod. Injektion av en andra lob skulle kräva demontering av spruthållarens fastsättning, installation av den på musens baksida och noggrann justering av mikromanipuleringskontrollerna tills nålens bana är korrekt innan nästa injektion kan fortsätta. Dessa problem ökar avsevärt anestesiexponeringen och den tid som behövs för att slutföra experimentet.
En unik fördel med den frihands ultraljudsintratymiska metoden jämfört med det blinda intratymiska injektionsförfarandet är den relativa lättheten att exakt injicera små tymuser, såsom tymuser hos äldre möss (6 månader eller äldre), som är mycket mindre i storlek än hos yngre möss (4-10 veckor gamla). Denna fördel, i kombination med enkel uppskalning, gör det möjligt för immunologer att genomföra intratymiska injektionsbaserade studier i ett brett spektrum av prekliniska musmodeller.
Sammanfattningsvis ger observationerna gott om bevis som stöder frihandstekniken för säkra, snabba och exakta injektioner riktade mot enskilda tymiska lober. Denna minimalt invasiva metod representerar därför ett mycket effektivt och exakt alternativ för tymusforskning, vilket underlättar storskaliga prekliniska undersökningar hos möss med tymuser som sträcker sig från stora till extremt små.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att avslöja.
Acknowledgments
Vi vill tacka Raymond H. Thornton för hans insiktsfulla och omfattande tidiga arbete med denna teknik. Denna studie finansierades av bidragsstöd från National Cancer Institute (NCI 1R37CA250661-01A1), Children's Leukemia Research Association, Hackensack Meridian School of Medicine och HUMC Foundation/Tackle Kids Cancer.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aquasonic 100 Ultrasound Gel | Parker Laboratories (Fairfield, NJ, USA) | 01-01 | Sterile Ultrasound Transmission Gel |
| B6;CAG-luc, -GFP mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 025854 | Bioluminescence cell source |
| BD Insulin Syringes with needle | Becton Dickinson (Franklin Lakes, NJ, USA) | 328431 | Ultra-fine needle - 12.7 mm, 30 G |
| C57BL/6 mouse - aged | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 000664 | age 6 months old; aged model |
| C57BL/6 mouse - young | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 000664 | age 4-6 weeks; young model |
| Chloraprep One-step 0.67 mL | CareFusion (El Paso, TX, USA) | 260449 | chlorhexidine gluconate applicator |
| Curity Cotton Tipped Applicator | Cardinal Health (Dublin, OH, USA) | A5000-2 | Sterile, 6" |
| D-Luciferin | Gold Biotechnology (St Louis, MO, USA) | LUCK-1G | |
| Isoflurane | Henry Schein (Melville, NY, USA) | 1182097 | |
| IVIS Lumina X5 | PerkinElmer (Melville, NY, USA) | n/a | In vivo bioluminescence imaging system |
| J:NU mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 007850 | Athymic nude model |
| Kendall Hypoallergenic Paper Tape | Cardinal Health (Dublin, OH, USA) | 1914C | |
| Kimtech Surgical Nitrile Gloves | Kimberly-Clark Professional (Irving, TX, USA) | 56892 | Sterile Gloves |
| Nair Hair Remover Lotion | Church and Dwight (Trenton, NJ, USA) | n/a | Depilatory agent |
| NOD scid gamma (NSG) mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 005557 | Immunodeficient model |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS), 1x | Corning (Corning, NY, USA) | 21-040-CV | |
| Puralube Vet Ointment | Med Vet International | PH-PURALUBE-VET | Eye ointment |
| Sheathes | Sheathing Technologies (Morgan Hill, CA, USA) | 10040 | Sterile Ultrasound Probe Covers |
| Sure-Seal Induction Chamber | Braintree Scientific (Braintree, MA, USA) | EZ-17 85 | Anesthesia induction chamber |
| Transducer MX550D | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Vevo 3100 imaging probe (25-55 MHz, Centre Transmit: 40 MHz) |
| Trypan Blue, 0.4% solution in PBS | MP Biomedicals (Solon, OH, USA) | 91691049 | |
| Vevo 3100 Imaging System | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Ultrasound imaging system |
| Vevo 3100 Lab Software | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Version 3.2.7 for imaging and analysis |
| Vevo Compact Dual Anesthesia System | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Tabletop isoflurane-based anesthesia unit |
| Vevo Imaging Station | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Procedural platform |
References
- Chinn, I. K., Blackburn, C. C., Manley, N. R., Sempowski, G. D. Changes in primary lymphoid organs with aging. Seminars in Immunology. 24 (5), 309-320 (2012).
- Gruver, A. L., Sempowski, G. D. Cytokines, leptin, and stress-induced thymic atrophy. Journal of Leukocyte Biology. 84 (4), 915-923 (2008).
- Masopust, D., Sivula, C. P., Jameson, S. C. Of mice, dirty mice, and men: Using mice to understand human immunology. Journal of Immunology. 199 (2), 383-388 (2017).
- Mukherjee, P., Roy, S., Ghosh, D., Nandi, S. K. Role of animal models in biomedical research: a review. Laboratory Animals Research. 38 (1), 18 (2022).
- McCaughtry, T. M., Hogquist, K. A. Central tolerance: What have we learned from mice. Seminars in Immunopathology. 30 (4), 399-409 (2008).
- Zlotoff, D. A., et al. CCR7 and CCR9 together recruit hematopoietic progenitors to the adult thymus. Blood. 115 (10), 1897-1905 (2010).
- Vukmanovic, S., Grandea, A. G., Faas, S. J., Knowles, B. B., Bevan, M. J. Positive selection of T-lymphocytes induced by intrathymic injection of a thymic epithelial cell line. Nature. 359 (6397), 729-732 (1992).
- Schwarz, B. A., Bhandoola, A. Circulating hematopoietic progenitors with T lineage potential. Nature Immunology. 5 (9), 953-960 (2004).
- Marodon, G., et al. Induction of antigen-specific tolerance by intrathymic injection of lentiviral vectors. Blood. 108 (9), 2972-2978 (2006).
- Adjali, O., et al. In vivo correction of ZAP-70 immunodeficiency by intrathymic gene transfer. Journal of Clinical Investigation. 115 (8), 2287-2295 (2005).
- Tuckett, A. Z., et al. Image-guided intrathymic injection of multipotent stem cells supports life-long T cell immunity and facilitates targeted immunotherapy. Blood. 123 (18), 2797-2805 (2014).
- Tuckett, A. Z., Thornton, R. H., O'Reilly, R. J., vanden Brink, M. R. M., Zakrzewski, J. L. Intrathymic injection of hematopoietic progenitor cells establishes functional T cell development in a mouse model of severe combined immunodeficiency. Journal of Hematology & Oncology. 10 (1), 109 (2017).
- Hogan, B. V., Peter, M. B., Shenoy, H. G., Horgan, K., Hughes, T. A. Surgery induced immunosuppression. Surgeon. 9 (1), 38-43 (2011).
- Blair-Handon, R., Mueller, K., Hoogstraten-Miller, S. An alternative method for intrathymic injections in mice. Laboratory Animals. 39 (8), 248-252 (2010).
- Tuckett, A. Z., Zakrzewski, J. L., Li, D., vanden Brink, M. R., Thornton, R. H. Free-hand ultrasound guidance permits safe and efficient minimally invasive intrathymic injections in both young and aged mice. Ultrasound in Medicine and Biology. 41 (4), 1105-1111 (2015).
- Küker, S., et al. The value of necropsy reports for animal health surveillance. BMC Veterinary Research. 14 (1), 191 (2018).
- Sinclair, C., Bains, I., Yates, A. J., Seddon, B. Asymmetric thymocyte death underlies the CD4:CD8 T-cell ratio in the adaptive immune system. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 2905-2914 (2013).
- Manna, S., Bhandoola, A. Intrathymic injection. Methods in Molecular Biology. 1323, 203-209 (2016).
- de la Cueva, T., Naranjo, A., de la Cueva, E., Rubio, D. Refinement of intrathymic injection in mice. Laboratory Animals. 36 (5), 27-32 (2007).
