Summary
描述了一种可靠且可重复的方法，用于插入和维护隧道式 Hickman 导管，用于猪的长期血管通路。放置中心静脉导管可以方便地每天从清醒的动物身上取样全血，并静脉注射药物和液体。
Abstract
中心静脉导管 （CVC） 是大型动物研究中的宝贵设备，因为它们促进了广泛的医疗应用，包括血液监测和可靠的静脉输液和药物管理。具体来说，隧道式多腔希克曼导管 （HC） 因其较低的解救率和并发症发生率而常用于猪模型。尽管与其他CVC相比，并发症较少，但HC相关发病率仍然是一个重大挑战，因为它会显着延迟或以其他方式对正在进行的研究产生负面影响。正确插入和维护 HC 对于预防这些并发症至关重要，但尚未就最佳实践达成共识。该协议的目的是全面描述在猪中插入和维持隧道式 HC 的方法，以减轻 HC 相关并发症和发病率。在 >100 头猪中使用这些技术可使专利线长达 8 个月无并发症，并且没有与导管相关的死亡或腹侧手术部位感染。该协议提供了一种优化 HC 寿命的方法，并为在使用过程中处理问题提供了指导。
Introduction
中心静脉导管 （CVC） 在患者护理中不可或缺的作用归功于其便利性、良好的安全性和多功能性1。CVC 的功能包括可靠的全肠外营养、造血干细胞移植、血浆置换/单采术以及高效的液体、血液或联合给药2。在兽医学中，CVC 还 通过 快速稀释刺激性药物和无需重复静脉穿刺的血液采样来最大限度地减少动物不适3.尽管CVCs具有广泛的应用，但在大型动物研究中的使用仍然面临一些相当大的挑战4。
对于非兽医研究人员来说，通过导丝或导引导管经皮 CVC 放置可能很困难，尤其是在具有深静脉结构的动物中5.不正确的 CVC 安装技术可能会导致无意中放置在附近的结构中，因此需要超声引导放置或术后 X 线照相定位6.然而，与人类手术室相比，超声波在许多大型动物研究实验室中并不容易获得。此外，长期使用留置导尿管可导致动物扭结、穿刺、感染或解救，并可能破坏及时治疗、临床监测和研究结果 4,7。更换 CVC 需要额外的资源，包括材料采购、手术安排、禁食时间和影像学通路。因此，CVC相关的并发症会造成重大的技术和财务障碍，或对富有成效的转化研究造成干扰，特别是在猪中。食物或粪便污染、抓挠笼壁和踢刺激部位可能会损害 CVC，长期使用会放大 CVC 相关并发症的风险。因此，在猪中安全、简单地维护 CVC 需要仔细考虑 CVC 的选择、放置、固定、保护、卫生和监测。
本协议中使用的希克曼导管 （HC） 是一种带有聚酯袖带和一至三腔的隧道式 CVC，通常用于人类和动物的长期静脉通路 1,4,8,9。与非隧道式变异相比，隧道式导管入路的并发症发生率和维护成本较低10,11,12。袖带通过融入皮肤出口部位周围的皮下组织来减少 HC 解救。多腔设计还可以将给药和抽血分开，从而最大限度地减少血液样本污染和不准确。尽管如此，HC 的使用并非没有挑战，其中最常见的包括骨折、迁移、闭塞和感染13,14,15,16。因此，在转化研究中使用时，正确安装和维护 HC 是必不可少的技能。然而，目前的文献几乎没有为长期试验期间在猪中使用HC的最佳实践提供指导5,6,17。
本研究的目的是概述一种优化的方法，用于将 HC 插入颈内静脉 （IJV）、皮肤固定和持久保护，以最大限度地减少猪的长期导管相关并发症和不适。本文讨论了 HC 使用的重要考虑因素、可能遇到的潜在挑战以及可能提高该方法质量的修改。
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Protocol
所有动物程序均按照约翰霍普金斯大学机构动物护理和使用委员会 （IACUC） 批准的动物协议进行。接受HC安置的雄性和雌性猪品系包括来自马萨诸塞州总医院（MGH）猪群的微型猪、尤卡坦猪和来自农业供应商的约克郡杂交猪（20-40公斤）。放置 HC 时，猪的年龄范围为 3-10 个月。HC可以相对于动物的实验程序随时放置。但是，建议事先放置它，以便收集基线血液值。还建议在进行任何实验操作之前给猪至少 1 周的适应期。
1. 术前规划
- 手术前，请兽医对所有动物进行彻底的临床评估。
- 在手术前至少 12 小时禁食动物（无固体食物）。随时 随意 提供水。称量动物进行受控药物给药。
- 在手术当天，用氯胺酮（20-30mg / kg）和甲苯噻嗪（2-3mg / kg肌内注射[IM]）混合到单个注射器中镇静动物。必要时，静脉缓慢给予镇静剂（氯胺酮和甲苯噻嗪）[IV]。在眼睛上使用无菌眼药膏，以防止麻醉时干燥。
- 在整个手术过程中，将静脉导管放置在边缘耳静脉中，并以 5-10 mL/（kg∙h） 的 0.9% 生理盐水或乳酸林格溶液 （LRS） 给予维持液。
- 当动物处于背卧位时，放置适当大小的气管插管，将其连接到麻醉机，并进行手部通气（以1-2L O2 / min保持0.5-3%的异氟醚）。
- 给予先发制人的镇痛（0.02 mg/kg 丁丙诺啡静脉注射）;根据需要在术中给予额外剂量的丁丙诺啡。在手术开始前 10 分钟给予预防性抗生素（20-22 mg/kg 头孢唑林静脉注射），术中每 90 分钟一次。在手术开始前给予质子（0.5-1.0 mg/kg IV）和枸橼酸盐（1 mg/kg IV）一次。
- 剃掉腹颈和背颈，这将作为放置中心静脉导管的部位。使用洗必泰磨砂膏对手术区域进行初步准备。
- 确认猪在适当的手术麻醉平面内。通过测试睑和下颌张力来评估麻醉深度。如有必要，增加吸入麻醉剂或缓慢静脉注射额外的镇静剂（如氯胺酮）以起效。
- 将猪转移到手术台上。
2.术中监测
- 在维持麻醉下，持续监测心率和心电图、无创血压、脉搏血氧饱和度、二氧化碳图以及食管或直肠温度，至少每 15 分钟记录一次。
- 通过四肢或尾部的血压袖带无创监测血压。
- 使用呼吸机可以更准确地调节呼吸和吸入麻醉给药。对于呼吸机参数，确保潮气量在 5-10 mL/kg 范围内。在整个手术过程中根据动物的麻醉深度调整呼吸频率;将最大压力限制设置为 20 mmHg。
- 在整个操作过程中使用温度调节的暖风毯或垫子，以防止体温过低。
3. 手术准备
- 指定至少两个人是无菌的（外科医生和助手），至少两个人是非无菌的（循环员和麻醉师）。
- 在全身麻醉下，将腹侧卧位的猪放在手术台上，其腿固定以稳定（图1）。
- 用氯己定和70%乙醇的三次交替擦洗无菌制备手术区域，然后在皮肤表面使用离子载体，最短接触时间为10分钟。对以下两个区域进行无菌制备：
- 在腹侧，从下颌骨的角度延伸到胸骨中部，并向双侧延伸至胸锁乳突骨的外侧缘。将无菌毛巾放在无菌准备区域的边界上。
- 在背侧，准备与目标 IJV 同侧的背外侧颈部。将无菌毛巾放在背颈下方和背野上方，以便在腹侧野工作时保持无菌。
- 在猪身上放上无菌的窗帘。在窗帘上切一个矩形区域，露出腹面。
- 在单独的无菌工作台上，将双腔 HC 连接到一个长导引器上。
- 将卡絮拧到每条管腔线末端的鲁尔锁适配器上（宽：红色;窄：白色）。用 10 mL 0.9% 生理盐水冲洗红线和白线。然后，夹住两条线。
4. 颈内静脉识别与准备
- 在腹侧野，在气管和胸锁乳突肌的内侧边缘之间做一个4厘米的切口（图2）。分开颈阔肌并解剖结缔组织，以显示胸锁乳突肌外侧缘的 IJV。
- 通过用 4-0 涂层和编织的不可吸收缝合扎带分隔其分支来隔离 3-4 厘米的 IJV。从周围的结缔组织进行圆周解剖。创建两个涂层和编织的不可吸收缝合带，以在导管插入过程中悬挂和稳定 IJV（图 3）。
- 在 IJV 的颅端，将涂层和编织的不可吸收缝合带穿过血管下方两次，以在其周围形成一个环。
- 在 IJV 的尾端，将涂层和编织的不可吸收缝合带穿过血管下方一次，以形成吊索。
- 释放缝合系带的牵引力。将无菌盐水浸泡的纱布放在手术部位，以保护血管并保持系带位置。
5.导管出口现场准备
- 通过向非手术侧侧倾斜重新定位猪，以暴露同侧背手术区域。重新固定四肢（图 4）。
- 用#10刀片手术刀，在所需的导管出口部位（脊柱外侧3cm和头部尾部5cm）的皮肤上穿刺0.5cm（图5）。
6. 导管的引入和隧道
- 在腹侧野，取下湿纱布并重新识别孤立的IJV段。选择目标进入部位，将导管皮下插入。确保其与 IJV 的深度相同，比胸锁乳突肌深，并且在两个涂层和编织的不可吸收缝合系带之间（图 6）。
注意：皮下图案应将缝合结埋在皮肤下方。由于深层真皮缝合线经过多次打结以确保稳定性和维护，因此它们偶尔会占用比预期更大的空间，并且可能会通过皮肤暴露。这个小面积的暴露区域并不是什么大问题，尽管暴露面积很小，但皮肤应该会适当愈合。 - 将优势手置于背侧手术区域，将非优势手置于腹侧手术区域。将 HC 导引器放在背侧手术区域。将导管的剩余长度悬浮在无菌区域上方的空气中。
- 用惯用手将导引器插入出口穿刺部位，将装置的尖端指向腹野中的非惯用手。
- 向外表面和内侧推动导引器的尖端，使导管穿过脂肪组织，用非惯用手感觉尖端的出现。一旦尖端出现在目标入口部位，将导引器和导管拉过皮下隧道，直到主线的袖带刚好位于背野皮肤表面下方。
- 从线路上剪下导引器。更换腹侧手术部位的湿纱布。
7. 插入导管
- 将猪重新定位在仰卧位。重新固定四肢，更换无菌手套，并从腹侧手术部位取下纱布。
- 夹住颅骨和尾部涂层和编织的不可吸收缝合系带的末端。将夹子放在窗帘上，使 IJV 段略微抬高。
- 将导管的末端切成大约达到猪胸骨长度的 1/3 的长度。
注意： 通过垂直于管线的单切口横切尖端来最大限度地减少对导管尖端的操作，以避免管线碎裂或堵塞。一旦插入，HC应位于上腔静脉内，紧邻右心房的颅骨（图7）。 - 使用 Adson-Brown 镊子，抓住离体 IJV 节段的中间。在同一点上，用弯曲的 Metzenbaum 剪刀在容器的中途切开。
- 在用Adson-Brown镊子握住IJV段的同时，将静脉镐插入血管的尾段（图6）。在保持颅缝系带张力的同时，将导管末端插入血管尾部并穿入血管。导管完全插入后，将尾部缝合带打结一次以暂时固定 HC。
- 使用 3-5 mL 0.9% 生理盐水，然后使用 5 mL 100 USP 单位/mL 肝素盐水抽血和冲洗，测试无菌野外两条管路的通畅性。
- 确认通畅后，将尾部缝合线打结一到两次，以固定静脉导管周围的远端 IJV 段。将颅缝线打结一次，以阻塞 IJV 段的血流。
- 分层闭合腹侧手术部位：颈阔肌简单间断缝合线，3-0编织可吸收缝合线，皮下线缝合线3-0单丝可吸收缝合线。
8. 固定导管
- 解开猪的羽囊，重新定位在背卧位。重新固定四肢。
- 将HC固定在动物皮肤上超过三个点，以避免导管脱落（图8）。
- 调整 HC 的方向，使其形成“U”形。
- 识别点：确保第一个点在出口部位 2 厘米以内，第二个点在导管的分叉部分上方，红线和白线发散，第三个点在前两点之间的“U”顶部。
- 在每个点上，在导管上放置一条 ~3 厘米的 1 英寸（英寸）医用胶带，以在每侧形成一个翼。使用 0 合成、单丝、不可吸收的聚丙烯缝合线， 通过 简单的中断缝合线将每个翅膀固定在皮肤上。在分叉部分的第二个点，通过两条线之间的缝隙添加一条中断缝合线，并确保结位于胶带顶部以防止刺激。
注意：根据颈背穿刺部位的大小，可以放置简单的间断缝合线以减小尺寸并最大限度地降低导管意外移出皮肤的风险。确保导管周围的袖带保持皮下。 - 使用 10 mL 0.9% 生理盐水和 10 mL 肝素盐水 通过 抽血和冲洗来测试无菌野外白线和红线的通畅性。
- 创建一个保护项圈。
- 用棉垫将 4 按以下方式缠绕在脖子上三到四次：
- 从左颅角的背颈开始，沿对角线向右尾角缠绕，在红线和白线的上方或下方。将脖子下方缠绕到左尾角。沿对角线向右颅角缠绕，在红线和白线的上方或下方，然后缠绕到左颅角的起点。在随后的每次换行中交替在红线和白线的上方和下方。
注意： 项圈应完全覆盖皮肤附着部位和 HC 的主线。只有红线和白线应该被省略和访问。
- 从左颅角的背颈开始，沿对角线向右尾角缠绕，在红线和白线的上方或下方。将脖子下方缠绕到左尾角。沿对角线向右颅角缠绕，在红线和白线的上方或下方，然后缠绕到左颅角的起点。在随后的每次换行中交替在红线和白线的上方和下方。
- 用弹性胶带将 3 或 4 用弹性胶带缠绕在脖子上三到四次，方法与棉垫相同（步骤 8.4.1）。如果绷带覆盖了线条，请在绷带上开一个缝隙以容纳它们。
注意： 注意不要将这一层包裹得太紧——手指应该能够轻松地在保护环下圆周滑动。 - 使用 0 合成、单丝、不可吸收的聚丙烯缝合线，将绷带末端的每个角缝合到下层以保持其位置。
- 使用 0 合成、单丝、不可吸收的聚丙烯缝合线，通过在颅端和尾端的脊柱外侧系上水平床垫缝合线，将衣领固定在皮肤上。确保结位于绷带的顶部。
- 创建一个导管袋来保护和储存红线和白线（图9）。
- 剪一块长 ~100 厘米、宽 ~7.5 厘米的弹性胶带。
- 测量 ~16 厘米的卷尺段。将胶带自行折叠，使粘合面彼此相对，以用两层胶带形成一个 16 厘米的翻盖。使用剩余的胶带，再重复此过程两次，以创建三个长度相等的“W”形襟翼（图10）。
- 将胶带的剩余尾部折叠在三个襟翼的边缘上。尾巴朝向顶部，从上到下对襟翼编号 1-3。将边编号为 1-4，从尾边缘开始并顺时针移动。
- 在第 4 侧，从翻盖 2 上取下一条纵向条，两端不包括 1 厘米。确保条子的宽度为 ~1 厘米。
- 使用 0 涂层和编织的不可吸收缝合线进行连续缝合：将第 1 侧的襟翼 3 和第 4 侧缝合在一起，将第 1 侧的襟翼 3、2 和 3 缝合在一起，将第 1 侧的襟翼 2 和第 2 侧缝合在一起。在襟翼 2 的中心切一个 1 厘米的孔。
- 将翻盖 1 朝下，将孔与线条离开衣领的点对齐，并调整袋子的方向，使开口呈尾部。确保袋子位于中线或略微偏侧到颈背侧。
- 将红线和白线穿过翻盖 1 中的孔。确保襟翼 1 和 2 之间的线平放，襟翼 3 朝上（图 8）。
- 使用 0 合成、单丝、不可吸收的聚丙烯缝合线，在每个角和每个边缘的中间用简单的中断缝合线将袋子固定到衣领上。不要通过皮肤缝合。
- 用棉垫将 4 按以下方式缠绕在脖子上三到四次：
9. 术后护理
- 从麻醉中恢复后，将猪放回笼子。由于猪的咀嚼性质，请确保猪是单独饲养的，以防止同种猪拔除导管。如果饲养在其他猪旁边，请放置屏障以防止笼子之间的导管咀嚼。
- 在术后即刻，至少每天监测动物是否有疼痛、感染和愈合的迹象。呼吸频率、心率、体温、能量、食欲和饮水量是这段时间的良好健康指标。如果出现疼痛迹象，给予额外剂量的镇痛药（例如，每 48 小时 0.12 mg/kg 丁丙诺啡缓释 [SR] LAB）。从术后第 1 天 （POD） 开始，每天对手术部位进行导管维护（第 10 步）和目视检查。
注意：选择采用这种 Hickman 导管插入技术的研究人员可以通过多模式镇痛来修改此程序;然而，非甾体抗炎药可能会根据实验设计的其他要素改变研究结果。在计划镇痛方案之前，应考虑这一点。 - 导管手术部位愈合后，对动物进行维护监测检查：每周进行体重测量，并在日常导管维护期间进行目视检查。如果出现食欲下降或精力下降等感染迹象，请咨询兽医。如果需要全血细胞计数，请从红线采集血液。
注：在感染动物中经常观察到以中性粒细胞增多为特征的白细胞增多症。
10.导管保养
- 指定较宽的红线专门用于抽血，较窄的白线专门用于药物给药。始终用戴手套的手处理导管。
注：这些作用可能因研究设计而异。 - 每天冲洗红色（指定抽血）线，以评估通畅情况并防止凝血，如下所示：
- 使用无菌技术：在每个步骤之间用酒精垫擦拭灭菌剂和注射器尖端。如果灭菌剂或注射器变得无菌，请在继续之前更换受污染的材料。
- 将 1 mL 0.9% 生理盐水冲入管路中。确认液体能够在不用力的情况下冲洗，以防止将凝块从管路推入动物体内。
- 抽回 2 mL 液体。通过观察拉回的液体是暗红色血液来确认线通畅。
- 如果需要抽血，连接一个空注射器以抽回适量的血液。
注意：如果抽取了多余的血液，可以通过将血液推回管线来将血液回流给动物，以减少失血。只有当装有血液的注射器继续使用无菌技术处理时，才应这样做。不要将受污染的血液放回中心导管。 - 用 5 mL 100 USP/mL 肝素盐水冲洗管路，或冲洗整个管路所需的量。夹紧线。将线放回保护袋中，注意不要扭结或打结线。
- 每天冲洗白色（设计给药）管线，以评估通畅性并防止凝血，如下所示：
- 使用无菌技术：在每个步骤之间用酒精垫擦拭腌盘和注射器尖端。如果灭菌剂或注射器变得无菌，请在继续之前更换受污染的材料。
- 将 1 mL 0.9% 生理盐水冲入管路中。确认液体能够在不用力的情况下冲洗，以防止将凝块从管路推入动物体内。
- 使用此管线以特定于药物的速度和稀释度给药。在两次用药之间用 1-3 mL 0.9% 生理盐水冲洗管路。
- 用 5 mL 100 USP/mL 肝素盐水冲洗管路，或冲洗整个管路所需的量。夹紧线。将线放回保护袋中，注意不要扭结或打结线。
- 每天检查蒲团是否有功能障碍、破损或明显被血液、食物或粪便污染的迹象。如果是这样，请立即更换拨片。每天目视检查 Hickman 袋和保护项圈，以确保在步骤 8.2 和 8.3 中放置的缝合线保持完整。
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Representative Results
超过100头猪在我们的实验室中成功进行了HC插入。HC 可以在 1 小时内由外科医生、助手、循环器和麻醉师安全正确地放置和固定。导管袋大约需要 15-20 分钟才能制作。该技术简单明了且易于教授，并由兽医、外科住院医师和医学生按照监督指示进行。
HC 已在原位放置长达 8 个月，没有并发症或翻修。在最近一个包含32头猪的代表性队列中，终点范围为8至132天，78.13%的HC在实验终点之前仍为专利（图11）。在具有需要安乐死和诊断性尸检的临床适应症的猪中，HC被记录在IJV中正确放置，没有血栓、碎片或感染迹象。需要干预的并发症发生率适中：9.38% 的 HC 需要在 30 天前移除或更换，12.5% 需要在 30 天或之后移除或更换。此外，9.38% 的 HC 需要在镇静下对原始 HC 进行小修（图 11）。导管受损的原因并不总是很清楚，但病因包括移位、穿刺和内部阻塞（表 1）。及时的管路维修和更换已证明 100% 的功能成功率，而不会对研究数据收集造成重大干扰。在疑似中心静脉导管感染的情况下，猪应及时接受适当的药物治疗，没有进一步的并发症。猪中没有与HC相关的死亡。
图1：动物卧腹卧位。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 2：腹侧切口穿过皮肤和颈阔肌，露出颈内静脉。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 3：进入颈内静脉 。 （A） 切开颈阔肌，露出胸锁乳突肌。（B） 胸锁乳突肌内侧和胸骨舌骨外侧的颈内静脉。（C） 涂层和编织的不可吸收缝合系带位于 IJV 隔离部分的尾端和颅端。（D） 在切口处放置湿纱布，以保持血管受到保护，并在重新定位猪时保持涂层和编织的不可吸收缝合线定位。缩写：SCM = 胸锁乳突肌;IJV = 颈内静脉;SH = 胸骨舌骨。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 4：动物侧向倾斜，以允许进入背导管出口部位和腹侧切口。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 5：背侧穿刺穿过皮肤作为导管出口部位。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 6：导管的放置 。 （A） 在目标 IJV 同侧颈背外侧的导管出口部位的皮肤穿刺。（B） 导管进入 IJV 外侧的手术部位。（C） 借助静脉拨片将导管插入 IJV 的远端。（D） 静脉在导管远端固定，近端段用涂层和编织的不可吸收缝合扎带封闭。（E） 颈阔肌闭合。（F） 皮肤闭合。缩写：IJV = 颈内静脉。值得注意的是，为安全起见而广泛打结的深背缝线可能会从闭合处突出;这不应干扰伤口愈合。请点击这里查看此图的较大版本.
图 7：Hickman 导管放置的侧位 X 光片。 箭头显示了其在右心房上方的正确位置。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 8：导管和绷带项圈的固定 。 （A） 导管夹在医用胶带的 1 层之间和两个管腔分开的叉子处。（B） 棉卷缠绕在颈部，在颅腔和尾部交替。（C） 将弹性粘性绷带缠绕在颈部，切开狭缝以将管腔固定在中央。（D） 将两个管腔串入导管袋上的孔中，并将袋子固定在弹性粘性绷带上。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 9：导管袋 。 （A） 袋子的顶部。（B） 顶部皮瓣（襟翼 3）抬起以显示中间襟翼（襟翼 2）。口袋的深部显示了 Flap 2 的切割边缘。（C） 袋子底部有一个孔，底部翻盖（翻盖 1）露出翻盖 2。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 10：导管袋的设计和组装 。 （A） 将一条长长的弹性绷带折叠成三个长度相等的皮瓣，并留出松散的尾巴。（B） 将尾巴折叠在袋子的末端，以固定暴露的粘性褶皱。（C） 尾巴在顶部，襟翼从上到下编号为 1-3。中间翻盖（翻盖 2）的长边条被切割成一个内袋。（D） 根据袋子周围的缝合线数量和缝合位置，使用缝合线连接皮瓣。（E） 在襟翼 3 的中间切一个孔。（F） 袋子的顶部。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 11：猪的 Hickman 导管结果。 N = 32。实验终点范围为8至132天。 请点击这里查看此图的较大版本.
表1：猪的希克曼导管结局和并发症。 缩写：HC=希克曼导管。 请按此下载此表格。
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Discussion
虽然CVC在大型动物研究中具有一系列功能，但目前的文献缺乏在30天以上的长期试验中安全和可持续使用的共识方法。该协议的 HC 插入、皮肤固定和储存在手工袋中的分步程序经过重大调整，以提高质量。因此，该协议提出了一种 HC 使用技术，该技术允许高效和有效的静脉通路，同时确保动物福利并最大限度地减少并发症。
该协议的临床和研究应用
猪被用于生物医学研究的许多领域，自 1980 年代初以来，它们作为临床前模型的使用急剧增加18.值得注意的是，猪的许多解剖学和生理学特征与人类非常相似，使它们成为许多疾病的合适模型，也是外科和介入方案的主要实验动物物种19。心血管、皮肤、泌尿、消化和肾脏系统是猪最常见的模型，因为与人类有比较重叠。猪是腹腔镜和内窥镜技术、器官移植、毒理学、药剂学和生物医学设备评估方面外科培训的主要模型之一 18,20,21,22。HC 的多功能性使其成为这些临床和研究环境中的宝贵工具。它们允许可靠地进行连续血液检查，并且是静脉输液和药物给药的有效手段4，可避免多次镇静，这些镇静剂可能会在研究中引入混杂变量并损害受试者健康。多项研究还表明，它们在定期监测血液药物水平方面具有效用，例如免疫抑制方案中的他克莫司值23。该方案中包含的一些猪具有HC，用于在接受血管化复合同种异体移植（VCA）手术的猪中进行免疫抑制药物水平监测和静脉注射免疫抑制和/或免疫调节药物，包括异位后肢移植模型24，猪半脸移植物解剖和移植模型，以及肾脏自体移植模型。
协议中的关键步骤
适当的管路长度和可靠的管路维护对于延长 HC 的使用寿命至关重要。导管必须在到达胸骨长度的三分之一处切开（方案步骤 7.4），因为较短的管线有移位的风险，较长的管线有撞击血管壁的风险。为了保持通畅并防止堵塞，必须每天用生理盐水和肝素盐水冲洗两条管路（方案步骤 9.2-9.3）。每次使用前也应系统地用颜色识别这些线，以避免红色（抽血）和白色（给药）线的角色互换，以免损坏。例如，抽血时的高负压会使白线塌陷并引起凝血，而通过红线给药会导致残留药物在导管或腮腺内持续存在，从而人为地提高抽血的测量药物含量。尽管本手稿中详细介绍了安全敷料技术，但猪偶尔能够接触到线条并造成机械损伤，例如咀嚼或抓挠。如果其中一条管线无法使用，则应通过在叉子后面的管线上打一个双结来牢固地封闭功能失调的管线（以保持对剩余专利管线的访问），以防止意外使用或堵塞物移位到流通中。剩余的专利线可用于暂时履行这两个线的角色，但应 尽快通过 希克曼维修套件更换功能失调的线。每次使用后将管线安全地存放在袋子中（协议步骤 8.3.5）来保护管线也很重要。为确保正确固定袋子，必须将项圈固定在颅端和尾端的皮肤上（方案步骤8.3.4），并将袋子沿每个边缘固定在项圈上（方案步骤8.3.8）。破损的缝合线应迅速更换。
协议挑战和解决方案
HC 相关并发症包括移位、移位和中心插管感染。如果怀疑导管内尖向远端移位以压迫右心房壁，X 线平片可以帮助定位导管尖端。这种并发症可通过使用对侧 IJV 移除和置换 HC 来控制。在根据该方案放置HC的猪中，使用对侧IJV不会导致任何与动物健康或研究结果相关的并发症。这可能是因为猪具有强大的颅内和面部静脉网络，允许通过双侧颈外静脉引流头部，而 IJV 对头部引流的贡献相对较小25,26。在其他情况下，由于导管或衣领附着在皮肤上的松动而使 HC 从其手术位置移位，应立即更换破损的缝合线。如果皮下袖带离开皮肤，应更换 HC。关于中心静脉导管感染，猪的体征和症状可能包括嗜睡、新发咳嗽、食欲下降、发热、白细胞增多以及瘀点升高或未升高。任何感染迹象都应在兽医的指导下立即使用抗生素处理，如果动物正在接受免疫抑制治疗，则应考虑培养任何脓肿液。通过创建安全的导管袋、定期消毒和冲洗导管、采用无菌方法以及警惕识别 HC 功能障碍的细微或早期迹象，可以降低中心导管感染的风险。这些包括管路泄漏、抽血时出现气泡以及冲洗管路的难度增加。
与其他猪CVC方案的比较
已经描述了 通过 可触及的标志在颈外静脉 （EJV） 中获得中心静脉通路的经皮方法。这提供了减少软组织破坏和术后疼痛的好处，但可能导致并发症，例如无意中的颈动脉穿刺和血肿形成27。与经皮方式相比，本手稿中详述的方案允许直接可视化目标结构，这有助于减少对附近组织的损伤。此外，虽然已经报告了28 个 EJV 插管的开放程序，但对 IJV 等更深层次结构的访问以及有关放置和故障排除的详细指导是有限的。另一项研究利用类似的气管旁切口进入颈骨干的方法，但使用腹腔镜抽吸装置创建皮下隧道以通过 HC，并用合身的夹克保护外部部分29。这项研究的结果表明，与另一组具有皮下血管通路的猪相比，具有隧道式HC的猪的感染率和血栓栓塞并发症更高。虽然这些并发症的来源可能是多因素的，但本手稿中描述的方案显示感染性并发症很少，并且通过在多个点固定外部导管、创建多层环以及使用导管袋进行管路保护来帮助减轻潜在原因。
局限性
这项研究存在一些局限性。虽然使用三种不同的猪品系表明 HC 手术在不同的队列中是成功的，但猪的解剖变异性很小，脉管系统异常的发生率也很低19。因此，使用胸锁乳突肌和胸骨作为手术标志，分别为切口和导管长度提供了一致的技术。几年来，HC放置、皮肤固定和保护性储存的优化方法的开发与基于方案的猪研究同时进行。根据动物观察和创造性的故障排除进行了连续修改。因此，没有包括关于失败修改的详细报告，也没有包括建立拟议技术的过程。此外，数据分析不包括对照对照组，例如在镇静下接受静脉穿刺的猪。此外，与任何手术一样，这种技术需要手术经验、实践和对经验不足的团队成员进行适当的培训。导管袋的组装也可能受到用户错误的影响。包括旨在有效说明此技术的详细图表。此外，由于该技术涉及预防性抗生素，因此可能不适合受抗生素给药影响的研究。最后，这种HC放置和结果的方法仅限于在猪中使用。这种技术可能无法在其他具有不同解剖结构的大型动物中显示出相同的功效。虽然HC已被用于其他物种，但需要进一步的研究来使这种技术适用于其他动物。
结论
HC是猪定期血液监测和静脉注射药物的有效方法。本研究详细介绍了我们在 HC 插入、皮肤固定和持久保护方面的最佳实践，以最大限度地减少与 HC 相关的并发症和动物不适。通过多年的技术修改和故障排除，该协议详细介绍了在猪中使用HC的优化方法，具有高可重复性和最小的复杂性。最后，提供了预防和解决 HC 生命周期内可能出现的问题的指导。
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Disclosures
所有作者均未对本手稿中提到的任何产品、设备或药物有任何经济利益。
Acknowledgments
我们要感谢陆军、海军、美国国立卫生研究院、空军、退伍军人事务部和卫生事务部对 CTA05：W81XWH-13-2-0052 和 CTA06：W81XWH-13-2-0053 项下 AFIRM II 工作的支持。美国陆军医学研究采购活动，820 Chandler Street，Fort Detrick MD 21702-5014，是授予和管理采购办公室。意见、解释、结论和建议是作者的观点、解释、结论和建议，不一定得到国防部的认可。此外，我们还要感谢国防部国会指导的医学研究计划 （CDMRP）、重建移植研究计划 （RTRP） 通过授予 W81XWH-17-1-0280、W81XWH-17-1-0624、W81XWH-17-1-0287 和 W81XWH18-1-0795 的支持。我们还要感谢整形与重建外科系和约翰霍普金斯大学医学院。此外，我们还要感谢全体兽医人员，包括 Melanie Adams、Karen Goss、Haley Smoot、Kayla Schonvisky 和 Victoria Manahan。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M.
- Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M.
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C.
- Svendsen, O.
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
