Summary
Domuzlarda uzun süreli vasküler erişim için tünelli bir Hickman kateterinin yerleştirilmesi ve bakımı için güvenilir ve tekrarlanabilir bir yaklaşım tanımlanmıştır. Santral venöz kateterin yerleştirilmesi, uyanık hayvanlardan günlük olarak tam kan örneklenmesine ve intravenöz ilaç ve sıvı uygulamasına izin verir.
Abstract
Santral venöz kateterler (CVC'ler), kan izleme ve güvenilir intravenöz sıvı ve ilaç uygulaması dahil olmak üzere çok çeşitli tıbbi uygulamaları kolaylaştırdıkları için büyük hayvan araştırmalarında paha biçilmez cihazlardır. Spesifik olarak, tünelli çok lümenli Hickman kateteri (HC), daha düşük kurtarma ve komplikasyon oranları nedeniyle domuz modellerinde yaygın olarak kullanılmaktadır. Diğer SVK'lere göre daha az komplikasyona rağmen, HC ile ilişkili morbidite, devam eden çalışmaları önemli ölçüde geciktirebileceği veya başka bir şekilde olumsuz etkileyebileceği için önemli bir zorluk teşkil etmektedir. HC'lerin uygun şekilde yerleştirilmesi ve bakımı, bu komplikasyonların önlenmesinde çok önemlidir, ancak en iyi uygulamalar konusunda bir fikir birliği yoktur. Bu protokolün amacı, HC ile ilişkili komplikasyonları ve morbiditeyi azaltan domuzlarda tünellenmiş bir HC'nin yerleştirilmesi ve sürdürülmesi için bir yaklaşımı kapsamlı bir şekilde tanımlamaktır. Bu tekniklerin >100 domuzlarda kullanılması, 8 aya kadar komplikasyonsuz patent hatları ile sonuçlanmıştır ve ventral cerrahi bölgede katetere bağlı mortalite veya enfeksiyon yoktur. Bu protokol, HC'nin ömrünü optimize etmek için bir yöntem ve kullanım sırasında sorunlara yaklaşmak için rehberlik sunar.
Introduction
Santral venöz kateterlerin (KVC'ler) hasta bakımındaki vazgeçilmez rolü, kolaylıklarına, uygun güvenlik profillerine ve çok yönlülüklerine borçludur1. Bir CVC'nin işlevleri arasında toplam parenteral beslenme, hematopoietik kök hücre nakli, plazmaferez / aferez ve etkili sıvı, kan veya ortak ilaç uygulaması için güvenilir erişim bulunur2. Veteriner hekimlikte, CVC'ler ayrıca tahriş edici ilaçların hızlı seyreltilmesi ve tekrarlanan damar delinmesi olmadan kan örneklemesi yoluyla hayvan rahatsızlığını en aza indirir3. Geniş uygulamalarına rağmen, CVC'lerin büyük hayvan araştırmalarında kullanımı hala birkaç önemli zorluk ortaya koymaktadır4.
Bir kılavuz tel veya introdüser kateter yoluyla perkütan CVC yerleştirme, özellikle derin venöz yapılara sahip hayvanlarda, veteriner olmayan araştırmacılar için zor olabilir5. Uygun olmayan bir CVC kurulum tekniği, yakındaki yapılara yanlışlıkla yerleştirilmesine neden olabilir, bu da ultrason kılavuzluğunda yerleştirme veya konumlandırmanın işlem sonrası radyografisini gerektirebilir6. Bununla birlikte, insan ameliyathaneleriyle karşılaştırıldığında, ultrasonlar birçok büyük hayvan araştırma laboratuvarında kolayca bulunamamaktadır. Ayrıca, kalıcı kateterlerin uzun süreli kullanımı, zamanında tedavi, klinik izleme ve araştırma sonuçlarının olası bozulmasıyla birlikte hayvanlar tarafından hat bükülmesine, delinmeye, enfeksiyona veya kurtuluşa neden olabilir 4,7. CVC'nin değiştirilmesi, malzeme tedariki, cerrahi planlama, açlık süresi ve radyografik erişim dahil olmak üzere ek kaynaklar gerektirir. Bu nedenle, CVC ile ilgili komplikasyonlar, özellikle domuzlarda, önemli teknik ve finansal engeller veya üretken translasyonel araştırmalarda bir aksama yaratabilir. Yiyecek veya dışkı ile kontaminasyon, kafes duvarlarına çizilme ve tahriş bölgelerinin tekmelenmesi bir CVC'yi tehlikeye atabilir ve CVC ile ilişkili komplikasyon riski uzun süreli kullanımla artar. Bu nedenle, domuzlarda bir CVC'nin güvenli ve karmaşık olmayan bakımı, CVC seçimi, yerleştirilmesi, emniyete alınması, korunması, sanitasyonu ve gözetiminin dikkatli bir şekilde değerlendirilmesini gerektirir.
Bu protokolde kullanılan Hickman kateteri (HC), insanlarda ve hayvanlardauzun süreli intravenöz erişim için yaygın olarak kullanılan, polyester manşetli ve bir ila üç lümenli tünelli bir CVC'dir 1,4,8,9. Tünelli kateter yaklaşımı, tünellenmemiş varyasyonlara göre daha düşük komplikasyon oranları ve bakım maliyetleri ile ilişkilendirilmiştir10,11,12. Manşet, cilt çıkış bölgesini çevreleyen deri altı dokulara dahil olarak HC ekstraksiyonunu azaltır. Çok lümenli tasarım ayrıca ilaç uygulaması ve kan alımlarının ayrılmasını sağlar, böylece kan örneği kontaminasyonunu ve yanlışlığını en aza indirir. Buna rağmen, HC kullanımı, en yaygın olanları kırık, migrasyon, tıkanıklık ve enfeksiyondur13,14,15,16. Bu nedenle, bir HC'nin uygun şekilde kurulması ve bakımı, translasyonel araştırmalarda kullanıldığında vazgeçilmez becerilerdir. Bununla birlikte, mevcut literatür, uzun süreli denemeler sırasında domuzlarda HC kullanımı için en iyi uygulamalar için çok az rehberlik sunmaktadır 5,6,17.
Bu çalışmanın amacı, iç juguler ven (IJV) içine HC yerleştirilmesi, cilt güvenliği ve domuzlarda uzun süreli kateterle ilgili komplikasyonları ve rahatsızlığı en aza indiren dayanıklı koruma için optimize edilmiş bir yaklaşımın ana hatlarını çizmektir. HC kullanımı için önemli hususlar, karşılaşılabilecek potansiyel zorluklar ve bu yaklaşımın kalitesini artırabilecek değişiklikler hakkında bir tartışma dahil edilmiştir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm hayvan prosedürleri, Johns Hopkins Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylanan bir hayvan protokolüne uygun olarak yürütülmüştür. HC yerleştirilen erkek ve dişi domuz suşları arasında Massachusetts General Hospital (MGH) domuz kolonisinden minyatür domuz, Yucatan domuzları ve bir tarım satıcısından Yorkshire çaprazlanmış domuz (20-40 kg) bulunur. Domuzlar, HC yerleştirildiğinde 3-10 aylıktı. HC, hayvanın deneysel prosedürüne göre herhangi bir zamanda yerleştirilebilir. Bununla birlikte, başlangıç kan değerlerinin toplanmasına izin vermek için önceden yerleştirilmesi önerilir. Ayrıca herhangi bir deneysel manipülasyona girmeden önce domuza en az 1 haftalık bir alışma süresi verilmesi önerilir.
1. Ameliyat öncesi planlama
- Ameliyattan önce, bir veterinerin tüm hayvanların kapsamlı bir klinik değerlendirmesini yapmasını sağlayın.
- İşlemden en az 12 saat önce hayvanları aç (katı yiyecek yok). Her zaman su ad libitum sağlayın. Kontrollü ilaç uygulaması için hayvanları tartın.
- Ameliyat günü, hayvanları tek bir şırıngaya karıştırılmış ketamin (20-30 mg / kg) ve ksilazin (kas içinde 2-3 mg / kg [IM]) ile sakinleştirin. Gerekirse, yatıştırıcı ajanları (ketamin ve ksilazin) yavaşça intravenöz olarak uygulayın [IV]. Anestezi altındayken kurumayı önlemek için gözlere steril bir oftalmik merhem kullanın.
- Marjinal kulak damarına intravenöz bir kateter yerleştirin ve prosedür boyunca 5-10 mL / (kg∙h)% 0.9 salin veya laktasyonlu zil çözeltisi (LRS) idame sıvısı uygulayın.
- Hayvan dorsal yaslanma durumundayken, uygun büyüklükte bir endotrakeal tüp yerleştirin, anestezi makinesine bağlayın ve el ventilasyonuna yerleştirin (1-2 L O2 / dak ile% 0.5-3'te izofluran üzerinde tutulur).
- Preemptif analjezi uygulayın (0.02 mg / kg buprenorfin IV); Gerektiğinde intraoperatif olarak ek dozlarda buprenorfin uygulayın. Profilaktik antibiyotikler (20-22 mg/kg sefazolin IV) ameliyatın başlamasından 10 dakika önce ve intraoperatif olarak her 90 dakikada bir tekrar uygulayın. Ameliyatın başlamasından bir kez önce protonix (0.5-1.0 mg / kg IV) ve maropitan sitrat (1 mg / kg IV) uygulayın.
- Santral venöz kateterin yerleştirilmesi için yer görevi görecek olan ventral ve dorsal boynu tıraş edin. Klorheksidin fırçalama kullanarak cerrahi alanın ön hazırlığını yapın.
- Domuzun uygun bir cerrahi anestezi düzleminde olduğunu onaylayın. Palpebral ve çene tonunu test ederek anestezik derinliği değerlendirin. Gerekirse, inhalan anesteziyi artırın veya ek yatıştırıcı ajanlar (ketamin gibi) IV'ü yavaşça uygulayın.
- Domuzu ameliyat masasına aktarın.
2. İntraoperatif izleme
- Bakım anestezisi altındayken, kalp atış hızını ve elektrokardiyografiyi, noninvaziv kan basıncını, nabız oksimetresini, kapnografiyi ve özofagus veya rektal sıcaklığı sürekli olarak izleyin ve en az 15 dakikada bir kaydedin.
- Noninvaziv olarak kan basıncını bir ekstremite veya kuyruktaki bir kan basıncı manşonu ile izleyin.
- Solunum ve inhalan anestezi uygulamasını daha doğru bir şekilde düzenlemek için bir ventilatör kullanın. Ventilatör parametreleri için tidal volümün 5-10 mL/kg aralığında olduğundan emin olun. Hayvanın anestezik derinliğine yanıt olarak prosedür boyunca solunum hızını ayarlayın; maksimum basınç sınırını 20 mmHg'ye ayarlayın.
- Hipotermiyi önlemek için operasyon boyunca sıcaklık ayarlı bir sıcak hava battaniyesi veya pedi kullanın.
3. Cerrahi hazırlık
- En az iki kişiyi steril (cerrah ve asistan) ve en az iki kişiyi steril olmayan (sirkülatör ve anestezist) olarak belirleyin.
- Genel anestezi altında, domuzları stabilizasyon için bacakları sabitlenmiş olarak ameliyat masasına ventral yaslanma pozisyonunda yerleştirin (Şekil 1).
- Cerrahi alanı üç alternatif klorheksidin ve% 70 etanol fırçası ile aseptik olarak hazırlayın, ardından minimum 10 dakikalık temas süresi için cilt yüzeyinde bir iyonofor uygulayın. Aşağıdaki iki alanın steril bir hazırlığını gerçekleştirin:
- Ventral tarafta, mandibula açısından sternumun ortasına kadar uzanın ve iki taraflı olarak sternokleidomastoidin lateral sınırına kadar uzanın. Steril olarak hazırlanmış alanın kenarları boyunca steril havlular yerleştirin.
- Dorsal tarafta, dorsolateral boynu ipsilateral'i hedef IJV'ye hazırlayın. Ventral alanda çalışırken steriliteyi korumak için steril havluları sırt boynunun altına ve sırt alanının üzerine yerleştirin.
- Domuzun üzerine steril bir örtü yerleştirin. Ventral alanı ortaya çıkarmak için örtüde dikdörtgen bir alan kesin.
- Ayrı bir steril örtülü masada, çift lümenli HC'yi uzun bir giriş parçasına bağlayın.
- Her lümen hattının sonundaki luer kilit adaptörlerine kelepçeleri vidalayın (geniş: kırmızı; dar: beyaz). Kırmızı ve beyaz çizgileri 10 mL% 0.9 salin ile yıkayın. Ardından, her iki çizgiyi de sıkıştırın.
4. İç juguler ven tanımlama ve hazırlama
- Ventral alanda, trakea ile sternokleidomastoidin medial sınırı arasında 4 cm'lik bir kesi yapın (Şekil 2). Platizmayı bölün ve sternokleidomastoid kasın lateral sınırındaki IJV'yi ortaya çıkarmak için bağ dokusunu inceleyin.
- IJV'nin 3-4 cm'lik kısmını, dallarını 4-0 kaplamalı ve örgülü emilmeyen dikiş bağları ile bölerek izole edin. Çevreleyen bağ dokusundan çevresel olarak diseksiyon yapın. Kateter yerleştirilmesi sırasında IJV'yi askıya almak ve stabilize etmek için iki kaplamalı ve örgülü emilmeyen sütür bağı oluşturun (Şekil 3).
- IJV'nin kraniyal ucunda, kaplanmış ve örgülü emilmeyen bir dikiş bağını damarın altından iki kez geçirerek etrafında bir halka oluşturun.
- IJV'nin kuyruk ucunda, bir askı oluşturmak için kaplanmış ve örgülü emilmeyen bir dikiş bağını damarın altından bir kez geçirin.
- Sütür bağlarındaki çekişi serbest bırakın. Damarı korumak ve bağlanma yerini korumak için steril tuzlu suya batırılmış gazlı bezi ameliyat bölgesine yerleştirin.
5. Kateter çıkış yeri hazırlığı
- İpsilateral dorsal cerrahi alanı ortaya çıkarmak için domuzu cerrahi olmayan tarafa doğru yanal eğimle yeniden konumlandırın. Uzuvları yeniden sabitleyin (Şekil 4).
- #10 bıçaklı bir neşter ile, istenen kateter çıkış bölgesinde, vertebral kolona 3 cm lateral ve başa 5 cm kaudal olmak üzere ciltte 0,5 cm'lik bir delik açın (Şekil 5).
6. Kateterin tanıtılması ve tünellenmesi
- Ventral alanda, ıslak gazlı bezi çıkarın ve izole edilmiş IJV segmentini yeniden tanımlayın. Kateteri deri altına sokmak için bir hedef giriş yeri seçin. Bunun IJV ile aynı derinlikte, sternokleidomastoidden daha derin ve iki kaplamalı ve örgülü emilmeyen sütür bağı arasında olduğundan emin olun (Şekil 6).
NOT: Subkutiküler desenlerde derinin altına gömülü dikiş düğümleri olmalıdır. Derin dermal sütürler stabilite ve bakım sağlamak için birkaç kez düğümlendiğinden, bazen istenenden daha geniş bir yer kaplarlar ve cilt yoluyla açığa çıkabilirler. Bu küçük maruz kalma alanı önemli bir endişe kaynağı değildir ve bu küçük maruz kalma alanına rağmen cilt uygun şekilde iyileşmelidir. - Baskın eli dorsal cerrahi alanda ve baskın olmayan eli ventral cerrahi alanda konumlandırın. HC tanıtıcısını dorsal cerrahi alanda tutun. Kateterin kalan uzunluğunu steril alanın üzerindeki havada askıya alın.
- Tanıtıcıyı, cihazın ucunu ventral alanda baskın olmayan ele doğru işaret ederek baskın el ile çıkış delme bölgesine yerleştirin.
- Kateteri yağ dokusundan tünellemek için introdüstratörün ucunu yüzeysel ve medial olarak itin, ucun baskın olmayan el ile ortaya çıkmasını hissedin. Uç hedef giriş bölgesinde ortaya çıktığında, ana hattın manşeti dorsal alandaki cilt yüzeyinin hemen altına gelene kadar introdüseri ve kateteri deri altı tünelden çekin.
- Tanıtıcıyı hattan kesin. Ventral cerrahi bölgedeki ıslak gazlı bezi değiştirin.
7. Kateterin yerleştirilmesi
- Domuzu sırtüstü pozisyonda yeniden konumlandırın. Uzuvları yeniden sabitleyin, steril eldivenleri değiştirin ve gazlı bezi ventral cerrahi bölgeden çıkarın.
- Kraniyal ve kaudal kaplı ve örgülü emilmeyen dikiş bağlarının uçlarını sıkıştırın. Kelepçeleri, IJV segmenti hafifçe yükselecek şekilde perdelerin üzerine koyun.
- Kateterin ucunu, domuzun sternumunun uzunluğunun 1 / 3'üne kadar ulaşacağı uzunluğa kadar kesin.
NOT: Hattın parçalanmasını veya tıkanmasını önlemek için ucu çizgiye dik tek bir kesi ile keserek kateter ucunun manipülasyonunu en aza indirin. Yerleştirildikten sonra, HC süperior vena kava içinde, hemen sağ atriyumun kraniyalinde yer almalıdır (Şekil 7). - Adson-Brown forseps kullanarak, izole edilmiş IJV segmentinin ortasını kavrayın. Aynı noktada, kavisli Metzenbaum makası ile kabın yarısına kadar bir kesim yapın.
- IJV segmentini Adson-Brown forseps ile tutarken, damar kazmayı damarın kaudal segmentine yerleştirin (Şekil 6). Kraniyal sütür bağı üzerindeki gerginliği korurken, kateterin ucunu kaudal olarak damara yerleştirin ve geçirin. Kateter tamamen yerleştirildikten sonra, HC'yi geçici olarak sabitlemek için kaudal sütür bağını bir kez düğümleyin.
- 3-5 mL %0.9 normal salin ve ardından 5 mL 100 USP birimi / mL heparinize salin kullanarak kan alma ve yıkama yoluyla steril alan dışındaki her iki hattın açıklığını test edin.
- Açıklık onaylandıktan sonra, intravenöz kateter etrafındaki distal IJV segmentini sabitlemek için kaudal sütür bağı bir veya iki kez daha düğümlenir. IJV segmentindeki kan akışını engellemek için kraniyal sütür bağını bir kez düğümleyin.
- Ventral cerrahi bölgeyi katmanlar halinde kapatın: 3-0 örgülü emilebilir sütür ile platisma basit kesintili sütürler ve 3-0 monofilament emilebilir sütür ile subkutiküler koşu sütürleri.
8. Kateterin sabitlenmesi
- Domuzu çözün ve sırt yaslanmasında yeniden konumlandırın. Uzuvları yeniden sabitleyin.
- Kateter ayrılmasını önlemek için HC'yi hayvanın derisine üçten fazla noktadan sabitleyin (Şekil 8).
- HC'yi "U" şekli oluşturacak şekilde yönlendirin.
- Noktaları tanımlayın: ilk noktanın çıkış bölgesinin 2 cm yakınında olduğundan, ikinci noktanın kırmızı ve beyaz çizgilerin ayrıldığı kateterin çatallı kısmının üzerinde olduğundan ve üçüncü noktanın ilk iki nokta arasındaki "U" nun tepesinde olduğundan emin olun.
- Her noktada, her iki tarafta bir kanat oluşturmak için kateterin üzerine ~3 cm'lik bir parça 1 inç (inç) tıbbi bant yerleştirin. 0 sentetik, monofilament, emilmeyen polipropilen sütür ile her bir kanadı tek bir basit kesintili sütür ile cilde sabitleyin. Çatallı kısmın üzerindeki ikinci noktada, iki çizgi arasındaki boşluktan tek bir kesintili sütür ekleyin ve tahrişi önlemek için düğümün bandın üzerine oturduğundan emin olun.
NOT: Dorsal boyun ponksiyon bölgesinin boyutuna bağlı olarak, boyutu küçültmek ve yanlışlıkla kateterin deriden çıkması riskini en aza indirmek için basit bir kesintili dikiş yerleştirilebilir. Kateterin etrafındaki manşetin deri altında kaldığından emin olun. - 10 mL% 0.9 normal salin ve 10 mL heparinize salin kullanarak kan alma ve yıkama yoluyla steril alanın dışındaki hem beyaz hem de kırmızı çizgilerin açıklığını test edin.
- Koruyucu bir yaka oluşturun.
- 4'ü aşağıdaki şekilde boynun etrafına üç veya dört kez pamuklu dolguya sarın:
- Sol kraniyal köşedeki dorsal boyndan başlayarak, kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne veya altına doğru sağ kaudal köşeye doğru çapraz olarak sarın. Boynun altından sol kuyruk köşesine doğru sarın. Sağ kraniyal köşeye doğru, kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne veya altına çapraz olarak sarın ve ardından sol kraniyal köşedeki başlangıç noktasına sarın. Sonraki her sargıda kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne ve altına gitmeyi değiştirin.
NOT: Yaka, HC'nin cilt bağlanma bölgelerini ve ana hattını tamamen örtmelidir. Yalnızca kırmızı ve beyaz çizgiler dışarıda bırakılmalı ve erişilebilir olmalıdır.
- Sol kraniyal köşedeki dorsal boyndan başlayarak, kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne veya altına doğru sağ kaudal köşeye doğru çapraz olarak sarın. Boynun altından sol kuyruk köşesine doğru sarın. Sağ kraniyal köşeye doğru, kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne veya altına çapraz olarak sarın ve ardından sol kraniyal köşedeki başlangıç noktasına sarın. Sonraki her sargıda kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne ve altına gitmeyi değiştirin.
- 3 veya 4'ü elastik yapışkan bantla boynun etrafına pamuklu dolguyla aynı şekilde üç veya dört kez sarın (adım 8.4.1). Bandaj çizgileri kapsıyorsa, bunları yerleştirmek için bandajda bir yarık oluşturun.
NOT: Bu tabakayı çok sıkı sarmamaya dikkat edin - bir parmak koruyucu bileziğin altına çevresel olarak kolayca kaydırılabilmelidir. - 0 sentetik, monofilament, emilmeyen polipropilen sütür ile bandajın ucundaki her bir köşeyi alttaki katmanlara dikerek pozisyonunu koruyun.
- 0 sentetik, monofilament, emilmeyen polipropilen sütür ile hem kraniyal hem de kaudal uçta vertebral kolona lateral yatay bir yatak sütürü bağlayarak yakayı cilde sabitleyin. Düğümlerin bandajın üzerine uzandığından emin olun.
- Kırmızı ve beyaz çizgileri korumak ve saklamak için bir kateter torbası oluşturun (Şekil 9).
- ~100 cm uzunluğunda ve ~7,5 cm genişliğinde bir parça elastik yapışkan bant kesin.
- ~16 cm'lik bir bant parçası ölçün. İki kat bantla 16 cm'lik bir kanat oluşturmak için yapışkan kenarlar birbirine bakacak şekilde bandı kendi üzerine katlayın. Kalan bantla, "W" şeklinde eşit uzunlukta üç kanat oluşturmak için bu işlemi iki kez daha tekrarlayın (Şekil 10).
- Kalan bant kuyruğunu üç kanadın kenarına katlayın. Kuyruk üste gelecek şekilde, kanatları yukarıdan aşağıya doğru 1-3 numaralandırın. Kuyruk kenarından başlayarak ve saat yönünde hareket ederek kenarları 1-4 arasında numaralandırın.
- Taraf 4'te, her iki uçta 1 cm hariç olmak üzere Flap 2'den uzunlamasına bir şerit çıkarın. Şerit genişliğinin ~1 cm olduğundan emin olun.
- Koşu sütürlerini gerçekleştirmek için 0 kaplamalı ve örgülü emilmeyen bir sütür kullanarak: Flep 1 ve 3'ü Taraf 4'te, Flep 1, 2 ve 3'ü Yan 3'te ve Flep 1 ve 2'yi Yan 2'de birlikte dikin. Flap 1'in ortasından 2 cm'lik bir delik açın.
- Flap 1 aşağı bakacak şekilde, deliği çizgilerin yakadan çıktığı noktayla hizalayın ve poşeti, açıklık rahat olacak şekilde yönlendirin. Torbanın orta hatta veya sırt boynunun biraz yanında olduğundan emin olun.
- Kırmızı ve beyaz çizgileri Flap 1'deki delikten çekin. Çizgilerin Flap 1 ve 2 arasında, Flap 3 yukarı bakacak şekilde düz durduğundan emin olun (Şekil 8).
- 0 sentetik, monofilament, emilmeyen polipropilen sütür kullanarak, her bir köşede ve her bir kenarın ortasında basit bir kesintili sütür ile poşu yakaya sabitleyin. Deriden dikiş atmayın.
- 4'ü aşağıdaki şekilde boynun etrafına üç veya dört kez pamuklu dolguya sarın:
9. Ameliyat sonrası bakım
- Anesteziden kurtulduktan sonra domuzu ev kafesine geri koyun. Domuzun çiğneme doğası nedeniyle, kateterin belirli bir domuz tarafından çıkarılmasını önlemek için domuzun tek başına barındırıldığından emin olun. Diğer domuzların yanına yerleştirilmişse, kateterin kafes arasına çiğnenmesini önlemek için bir bariyer yerleştirin.
- Ameliyattan hemen sonraki dönemde, hayvanı ağrı, enfeksiyon ve iyileşme belirtileri açısından en az günlük olarak izleyin. Solunum hızı, kalp atış hızı, sıcaklık, enerji, iştah ve su tüketimi bu süre zarfında iyi sağlık göstergeleridir. Ek dozlarda analjezik uygulayın (ör., her 48 saatte bir 0.12 mg / kg buprenorfin ile sürekli salım [SR] LAB) ağrı belirtileri gelişirse. Ameliyat sonrası günden (POD) başlayarak her gün kateter bakımı (adım 10) ve ameliyat bölgesinin görsel muayenesini gerçekleştirin 1.
NOT: Bu Hickman kateter yerleştirme tekniğini benimsemeyi seçen araştırmacılar bu prosedürü multimodal analjezi ile değiştirebilirler; bununla birlikte, NSAID'ler deneysel tasarımın diğer unsurlarına bağlı olarak çalışma bulgularını değiştirebilir. Analjezi rejimini planlamadan önce bu düşünülmelidir. - Kateterin ameliyat bölgesi iyileştikten sonra, hayvan üzerinde bakım izleme kontrolleri yapın: haftalık vücut ağırlığı ölçümleri yapın ve günlük kateter bakımı sırasında görsel kontroller yapın. İştah azalması veya enerji azalması gibi enfeksiyon belirtileri gelişirse bir veterinere danışın. Tam kan sayımı gerekiyorsa, kırmızı çizgiden kan alın.
NOT: Enfeksiyonlu hayvanlarda genellikle nötrofili ile karakterize bir lökositoz görülür.
10. Kateter bakımı
- Daha geniş kırmızı çizgiyi yalnızca kan alımları için ve daha dar beyaz çizgiyi yalnızca ilaç uygulaması için belirleyin. Kateteri her zaman eldivenli ellerle tutun.
NOT: Bu roller çalışma tasarımına bağlı olarak farklı olabilir. - Açıklığı değerlendirmek ve pıhtılaşmayı önlemek için kırmızı (belirlenmiş kan alımı) çizgisini günlük olarak aşağıdaki gibi yıkayın:
- Aseptik tekniği kullanın: Her adım arasında klavi ve şırınga ucunu alkollü bir bezle silin. Clave veya şırınga steril hale gelirse, devam etmeden önce kontamine malzemeyi değiştirin.
- Çizgiye 1 mL% 0.9 salin akıtın. Pıhtıların hattan hayvana itilmesini önlemek için sıvının aşırı kuvvet olmadan akabildiğini onaylayın.
- 2 mL sıvıyı geri çekin. Geri çekilen sıvının koyu kırmızı kan olduğunu gözlemleyerek hat açıklığını onaylayın.
- Kan alınması gerekiyorsa, uygun miktarda kanı geri almak için boş bir şırınga takın.
NOT: Fazla kan alınırsa, kan kaybını azaltmak için kan hattan geri itilerek hayvana geri verilebilir. Bu, yalnızca kan içeren şırınga aseptik teknik kullanılarak kullanılmaya devam ederse yapılmalıdır. Kirlenmiş kanı tekrar orta hatta koymayın. - Hattı 5 mL 100 USP / mL heparinize salin veya tüm hattı yıkamak için gerekli miktarda yıkayın. Çizgiyi sıkıştırın. Misinayı kıvırmamaya veya düğümlememeye dikkat ederek ipi koruyucu poşete geri koyun.
- Açıklığı değerlendirmek ve pıhtılaşmayı önlemek için beyaz (tasarlanmış ilaç uygulaması) çizgisini günlük olarak aşağıdaki gibi yıkayın:
- Aseptik tekniği kullanın: her adım arasında klavı ve şırınga ucunu bir alkollü ped ile silin. Clave veya şırınga steril hale gelirse, devam etmeden önce kontamine malzemeyi değiştirin.
- Çizgiye 1 mL% 0.9 salin akıtın. Pıhtıların hattan hayvana itilmesini önlemek için sıvının aşırı kuvvet olmadan akabildiğini onaylayın.
- Bu hattı kullanarak ilaçları ilaca özgü bir hızda ve seyreltmede uygulayın. İlaçlar arasında hattı 1-3 mL% 0.9 salin ile yıkayın.
- Hattı 5 mL 100 USP / mL heparinize salin veya tüm hattı yıkamak için gerekli miktarda yıkayın. Çizgiyi sıkıştırın. Misinayı kıvırmamaya veya düğümlememeye dikkat ederek ipi koruyucu poşete geri koyun.
- İşlev bozukluğu, kırılma veya kan, yiyecek veya dışkı ile açık kontaminasyon belirtileri için klavuzları günlük olarak kontrol edin. Eğer öyleyse, clave'i hemen değiştirin. Adım 8.2 ve 8.3'te yerleştirilen dikişlerin sağlam kaldığından emin olmak için Hickman kesesini ve koruyucu bileziği her gün görsel olarak inceleyin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Laboratuvarımızda 100'den fazla domuz başarılı bir şekilde HC yerleştirildi. HC, bir cerrah, asistan, sirkülatör ve anestezist ile 1 saatten kısa sürede güvenli ve doğru bir şekilde yerleştirilebilir ve sabitlenebilir. Kateter torbasının yapımı yaklaşık 15-20 dakika sürer. Teknik basit ve öğretilmesi kolaydır ve veteriner hekimler, cerrahi asistanlar ve tıp öğrencileri tarafından denetimli talimatlar izlenerek gerçekleştirilmiştir.
HC'ler 8 aya kadar komplikasyon veya revizyon olmadan yerinde kalmıştır. Son noktaları 8 ila 132 gün arasında değişen 32 domuzdan oluşan yakın tarihli bir temsili kohortta, HC'lerin %78.13'ü deneysel son noktaya kadar patentli kalmıştır (Şekil 11). Ötenazi ve tanısal nekropsi gerektiren klinik endikasyonları olan domuzların HC'si, trombüs, enkaz veya enfeksiyon belirtileri olmadan IJV'ye doğru yerleştirilerek belgelenmiştir. Müdahale gerektiren komplikasyon oranları orta düzeydeydi: HC'lerin %9.38'i 30 günden önce çıkarıldı veya değiştirildi ve %12.5'i 30 gün içinde veya sonra çıkarıldı veya değiştirildi. Ek olarak, HC'lerin% 9.38'i sedasyon altında orijinal HC'de küçük onarımlar gerektirdi (Şekil 11). Hat uzlaşmalarının nedenleri her zaman açıklığa kavuşturulmamıştır, ancak etiyolojiler yer değiştirme, delinme ve iç tıkanıklıkları içermektedir (Tablo 1). Zamanında hat onarımı ve değişimi, çalışma verilerinin toplanmasına önemli bir müdahale olmaksızın %100 işlevsel bir başarı oranı göstermiştir. Şüpheli santral hat enfeksiyonu vakalarında, domuzlara daha fazla komplikasyon olmaksızın derhal uygun tıbbi tedavi uygulandı. Domuzlarda HC ile ilişkili mortalite olmamıştır.
Şekil 1: Ventral yaslanmada konumlanmış hayvan. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: İç juguler veni ortaya çıkarmak için deri ve platizma yoluyla ventral insizyon. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: İç juguler ven girişi . (A) Sternokleidomastoidin ortaya çıkarılması için platisma insizyonu. (B) Sternokleidomastoidin medialinde ve sternohyoidin lateralinde iç juguler ven. (C) Kaplanmış ve örgülü emilmeyen sütür bağları, IJV'nin izole edilmiş kısmının kaudal ve kraniyal uçlarına yerleştirilir. (D) Domuzu yeniden konumlandırırken damarı korumak ve kaplanmış ve örgülü emilmeyen sütür pozisyonunu korumak için kesiye ıslak gazlı bez yerleştirilir. Kısaltmalar: SCM = sternokleidomastoid; IJV = iç juguler ven; SH = sternohyoid. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Hem dorsal kateter çıkış bölgesine hem de ventral insizyona erişime izin vermek için yanal eğimde konumlandırılmış hayvan. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5: Kateter çıkış yeri olarak hizmet etmek için deriden dorsal ponksiyon. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 6: Kateterin yerleştirilmesi . (A) Dorsolateral boynundaki kateter çıkış bölgesinde derinin hedef IJV'ye ipsilateral olarak delinmesi. (B) IJV'ye lateral cerrahi bölgeye giren kateter. (C) Kateterin bir damar açma yardımıyla IJV'nin distal ucuna yerleştirilmesi. (D) Damar distal olarak kateterin etrafına sabitlenir ve proksimal segment kaplanmış ve örgülü emilmeyen bir dikiş bağı ile kapatılır. (E) Platizmanın kapanması. (F) Derinin kapanması. Kısaltma: IJV = iç şah damarı. Güvenlik için yoğun bir şekilde düğümlenen derin sırt dikişleri kapaktan dışarı çıkabilir; Bu, yara iyileşmesini engellememelidir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 7: Hickman kateter yerleşiminin lateral radyografisi. Ok, sağ atriyumun üzerindeki doğru konumunu gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 8: Kateter ve bandaj bileziğinin sabitlenmesi . (A) Kateter, tıbbi bantta 1'li katmanlar arasına ve iki lümenin bölündüğü çatala sıkıştırılır. (B) Pamuk rulosu, lümenlere kraniyal ve kaudal arasında dönüşümlü olarak boynun etrafına sarılır. (C) Elastik yapışkan bandaj, lümenleri merkezi olarak sabitlemek için kesilmiş yarıklarla boynun etrafına sarılır. (D) İki lümen kateter torbasındaki delikten geçirilir ve torba elastik yapışkan bandaja sabitlenir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 9: Kateter torbası . (A) Torbanın üst kısmı. (B) Üst kanat (Flap 3) orta flebi (Flap 2) gösterecek şekilde kaldırılmıştır. Cebin derin kısmı Flap 2'nin kesik kenarını gösterir. (C) Flep 2'yi ortaya çıkarmak için alt kapakta (Flap 1) bir delik bulunan poşetin alt kısmı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 10: Kateter poşunun tasarımı ve montajı . (A) Uzun bir elastik yapışkan bandaj bandı şeridi, artık gevşek bir kuyruk ile eşit uzunlukta üç kanat oluşturmak için katlanır. (B) Açıkta kalan yapışkan kıvrımları sabitlemek için kuyruk poşetin ucuna katlanır. (C) Kuyruk üstteyken, kanatlar yukarıdan aşağıya 1-3 arasında numaralandırılır. Bir iç cep oluşturmak için orta kanadın (Flap 2) uzun kenarından bir şerit kesilir. (D) Dikişler, poşun etrafındaki sayılara ve dikiş pozisyonlarına göre flepleri birleştirmek için kullanılır. (E) Flap 3'ün ortasında bir delik açılır. (F) Poşetin üst kısmı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 11: Domuzlarda Hickman kateter sonuçları. N = 32 olur. Deneysel uç noktalar 8 ila 132 gün arasında değişiyordu. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Tablo 1: Domuzlarda Hickman kateter sonuçları ve komplikasyonları. Kısaltma: HC = Hickman kateteri. Bu Tabloyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
CVC'ler büyük hayvan araştırmalarında bir dizi fonksiyona hizmet ederken, mevcut literatür 30 gün boyunca uzun süreli çalışmalarda güvenli ve sürdürülebilir kullanım için fikir birliği yaklaşımından yoksundur. Bu protokolün HC yerleştirme, cilt sabitleme ve el yapımı bir kese içinde saklama için adım adım prosedürü, kalite iyileştirme için önemli ayarlamalardan geçmiştir. Bu nedenle, bu protokol, hayvan refahını sağlarken ve komplikasyonları en aza indirirken verimli ve etkili intravenöz erişime izin veren HC kullanımı için bir teknik sunar.
Bu protokolün klinik ve araştırma uygulamaları
Domuzlar, biyomedikal araştırmaların birçok alanında kullanılmaktadır ve klinik öncesi modeller olarak kullanımları 1980'lerin başından bu yana önemli ölçüde artmıştır18. Özellikle, domuzların birçok anatomik ve fizyolojik özelliği insanlara çok benzemekte, bu da onları birçok hastalık için uygun bir model ve cerrahi ve girişimsel protokoller için baskın bir laboratuvar hayvanı türü haline getirmektedir19. Kardiyovasküler, bütünlük, idrar, sindirim ve böbrek sistemleri, insanlarla karşılaştırmalı örtüşmeler nedeniyle domuzlarda en yaygın modellerdir. Domuzlar, laparoskopik ve endoskopik teknikler, organ nakli, toksikoloji, eczacılık ve biyomedikal cihaz değerlendirmesinde cerrahi eğitim için birincil modellerden biridir 18,20,21,22. HC'nin çok yönlülüğü, onu bu klinik ve araştırma ortamlarında paha biçilmez bir araç haline getirir. Seri kan tahlili için güvenilir erişime izin verirler ve çalışmalara kafa karıştırıcı değişkenler getirebilecek ve denek sağlığını tehlikeye atabilecek çoklu sedasyonlardan kaçınan etkili bir intravenöz sıvı ve ilaç uygulaması4 aracıdırlar. Çok sayıda çalışma, immünosupresyon protokollerindeki takrolimus değerleri gibi kan ilaç seviyelerinin düzenli olarak izlenmesinde faydalarını da göstermiştir23. Bu protokole dahil edilen domuzların bazılarında, heterotopik bir arka ekstremite nakli modeli24, bir domuz hemiface greft diseksiyonu ve transplantasyon modeli ve bir renal ototransplantasyon modeli dahil olmak üzere vaskülarize kompozit allotransplantasyon (VCA) prosedürleri uygulanan domuzlarda immünosüpresif ilaç seviyesinin izlenmesi ve immünosüpresif ve/veya immünomodülatör ilaçların intravenöz uygulaması için HC'ler vardı.
Protokoldeki kritik adımlar
HC'nin ömrünü uzatmak için uygun hat uzunluğu ve güvenilir hat bakımı şarttır. Kateter, sternum uzunluğunun üçte birine ulaştığı yerde kesilmelidir (protokol adımı 7.4), çünkü daha kısa çizgiler yer değiştirme riski altındadır ve daha uzun çizgiler damar duvarına çarpma riski altındadır. Açıklığı korumak ve tıkanmaları önlemek için, her iki hat da günlük olarak normal ve heparinize salin ile yıkanmalıdır (protokol adımları 9.2-9.3). Çizgiler ayrıca, hasarı önlemek için kırmızı (kan alma) ve beyaz (ilaç verme) çizgilerinin rollerini değiştirmekten kaçınmak için her kullanımdan önce sistematik olarak renkle tanımlanmalıdır. Örneğin, kan alımı sırasındaki yüksek negatif basınç beyaz çizgiyi çökertebilir ve pıhtılaşmaya neden olabilirken, kırmızı çizgiden ilaç uygulaması, artık ilacın çizgi veya klav içinde kalmasına neden olabilir, böylece alınan kanın ölçülen ilaç içeriğini yapay olarak yükseltebilir. Bu el yazmasında ayrıntılı olarak açıklanan güvenli pansuman tekniğine rağmen, domuzlar bazen çizgilere erişebilir ve çiğneme veya kaşıma gibi mekanik hasarlara neden olabilir. Hatlardan biri kullanılamaz hale gelirse, tıkanıklığın yanlışlıkla kullanılmasını veya dolaşıma girmesini önlemek için çataldan sonraki hatta çift düğüm atılarak (kalan patent hattına erişimi korumak için) işlevsiz hat güvenli bir şekilde kapatılmalıdır. Kalan patent hattı, her iki hat rolünü de geçici olarak yerine getirmek için kullanılabilir, ancak işlevsiz hat, bir Hickman Tamir Kiti ile mümkün olan en kısa sürede değiştirilmelidir. Çizgilerin her kullanımdan sonra poşette güvenli bir şekilde saklanarak korunması da önemlidir (protokol adımı 8.3.5). Torbanın uygun şekilde sabitlenmesini sağlamak için, yaka hem kraniyal hem de kaudal uçta cilde sabitlenmelidir (protokol adımı 8.3.4) ve kese her kenar boyunca yakaya sabitlenmelidir (protokol adımı 8.3.8). Kırık dikişler süratle değiştirilmelidir.
Protokol zorlukları ve çözümleri
HC ile ilişkili komplikasyonlar arasında migrasyon, yer değiştirme ve santral hat enfeksiyonu bulunur. Kateterin iç ucunun sağ atriyum duvarına baskı yapmak için distal olarak yer değiştirdiğinden şüpheleniliyorsa, düz radyografiler kateter ucunun bulunmasına yardımcı olabilir. Bu komplikasyon, kontralateral IJV kullanılarak HC'nin çıkarılması ve değiştirilmesi ile yönetilir. Bu protokole göre HC'leri olan domuzlarda, kontralateral IJV'nin kullanımı, hayvan sağlığı veya araştırma sonuçları ile ilgili herhangi bir komplikasyona yol açmamıştır. Bunun nedeni, domuzların bilateral dış juguler venler yoluyla başın drenajına izin veren sağlam bir intrakraniyal ve fasiyal venöz ağa sahip olması, oysa IJV'nin kafa drenajına nispeten küçük bir katkısı olmasıdır25,26. Kateterin gevşemesi veya cilde yaka eklerinin gevşemesi nedeniyle HC'nin cerrahi pozisyonundan yer değiştirdiği diğer durumlarda, kırık dikişler derhal değiştirilmelidir. Deri altı manşet deriden çıkarsa, HC değiştirilmelidir. Merkezi hat enfeksiyonu ile ilgili olarak, domuzlardaki belirti ve semptomlar uyuşukluk, yeni öksürük başlangıcı, iştah azalması, pireksi, lökositoz ve kabarık veya kabarık olmayan peteşileri içerebilir. Herhangi bir enfeksiyon belirtisi, bir veteriner hekimin yönlendirmesi altında derhal antibiyotiklerle ele alınmalı ve hayvan immünosupresyon tedavisi görüyorsa, herhangi bir apse sıvısının kültürü düşünülmelidir. Güvenli kateter torbaları oluşturarak, hatları düzenli olarak sterilize ederek ve yıkayarak, steril uygulamalar uygulayarak ve HC disfonksiyonunun ince veya erken belirtilerini belirlemede dikkatli olunarak merkezi hat enfeksiyonu riskleri azaltılır. Bunlar arasında çizgi sızıntısı, kan alımı sırasında kabarcıklar ve çizgileri yıkama zorluğunun artması yer alır.
Domuzlardaki diğer CVC protokolleriyle karşılaştırma
Eksternal juguler vende (EJV) palpe edilebilir işaretler yoluyla santral venöz erişim elde etmek için perkütan yöntemler tanımlanmıştır. Bu, yumuşak doku bozulması ve postoperatif ağrıda azalma sağlar, ancak yanlışlıkla karotis arter delinmesi ve hematom oluşumu gibi komplikasyonlara yol açabilir27. Perkütan modalitelerin aksine, bu yazıda detaylandırılan protokol, yakındaki dokulara verilen hasarı azaltmaya yardımcı olabilecek hedef yapıların doğrudan görüntülenmesine izin verir. Ek olarak, EJV'nin kanülasyonu için açık prosedürler bildirilmiş olsa da28, IJV gibi daha derin yapılara erişim ve yerleştirme ve sorun giderme konusunda ayrıntılı rehberlik sınırlıdır. Başka bir çalışma, juguler gövdeye erişmek için benzer bir paratrakeal insizyon yaklaşımı kullandı, ancak bunun yerine HC'yi geçmek için bir deri altı tüneli oluşturmak için laparoskopik bir aspirasyon cihazı kullandı ve dış kısmı takılı bir ceket29 ile korudu. Bu çalışmadan elde edilen sonuçlar, deri altı vasküler erişim portu olan başka bir gruba kıyasla, tünellenmiş HC'li domuzlarda daha yüksek bir enfeksiyon oranı ve tromboembolik komplikasyonlar göstermiştir. Bu komplikasyonların kaynağı muhtemelen çok faktörlü olsa da, bu yazıda açıklanan protokol az sayıda enfeksiyöz komplikasyon göstermiştir ve dış kateteri birden fazla noktada sabitleyerek, çok katmanlı bir yaka oluşturarak ve hat koruması için bir kateter poşu kullanarak potansiyel nedenleri azaltmaya yardımcı olur.
Sınırlama
Bu çalışma bazı sınırlılıklar sunmaktadır. Üç farklı domuz suşunun kullanılması, farklı bir kohortta HC prosedürünün başarısını gösterirken, domuzların anatomik değişkenliği azdır ve düşük anormal damar sistemioranları vardır 19. Bu nedenle, sternokleidomastoid ve sternumun cerrahi işaretler olarak kullanılması, sırasıyla insizyon ve kateter uzunluğu için tutarlı bir teknik sağlamıştır. HC yerleştirme, cilt güvenliği ve koruyucu depolama için optimize edilmiş bir yaklaşımın geliştirilmesi, domuzlarda protokol tabanlı çalışmalara paralel olarak birkaç yıl içinde gerçekleşmiştir. Hayvan gözlemine ve yaratıcı sorun gidermeye yanıt olarak sıralı değişiklikler yapılmıştır. Bu nedenle, başarısız modifikasyonlar veya önerilen tekniğin oluşturulduğu süreç hakkında ayrıntılı bir rapor dahil edilmemiştir. Ayrıca, veri analizi, sedasyon altında damar delinmesi yapılan domuzlar gibi bir kontrol karşılaştırma grubunu içermemektedir. Ek olarak, herhangi bir prosedürde olduğu gibi, bu teknik de cerrahi deneyim, uygulama ve daha az deneyimli ekip üyelerinin uygun eğitimini gerektirir. Kateter poşunun montajı da kullanıcı hatasına tabi olabilir. Bu tekniği etkili bir şekilde göstermeyi amaçlayan ayrıntılı diyagramlar dahil edilmiştir. Ayrıca, bu teknik profilaktik antibiyotikler içerdiğinden, antibiyotik uygulamasından etkilenecek çalışmalar için uygun olmayabilir. Son olarak, HC yerleşimi ve sonuçlarına yönelik bu yaklaşımın domuzlarda kullanımı sınırlıdır. Bu teknik, farklı anatomilere sahip diğer büyük hayvanlarda aynı etkinliği göstermeyebilir. HC'ler diğer türlerde kullanılmış olsa da, bu tekniği diğer hayvanlara uyarlamak için daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır.
Sonuç
HC, domuzlarda düzenli kan izleme ve intravenöz ilaç uygulaması için etkili bir yöntemdir. Bu çalışma, HC ile ilişkili komplikasyonları ve hayvan rahatsızlığını en aza indiren HC yerleştirme, cilt güvenliği ve dayanıklı koruma için en iyi uygulamalarımızı detaylandırmaktadır. Yıllarca süren teknik modifikasyon ve sorun giderme sayesinde, bu protokol, yüksek tekrarlanabilirlik ve minimum komplikasyon ile domuzlarda HC kullanımına optimize edilmiş bir yaklaşımı detaylandırır. Son olarak, HC'nin yaşamı boyunca ortaya çıkabilecek sorunları önlemek ve çözmek için rehberlik sunulmaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların hiçbirinin bu yazıda adı geçen herhangi bir ürün, cihaz veya ilaçla ilgili finansal bir çıkarı yoktur.
Acknowledgments
CTA05: W81XWH-13-2-0052 ve CTA06: W81XWH-13-2-0053 ödülü kapsamındaki AFIRM II çabasıyla ilgili olarak Ordu, Deniz Kuvvetleri NIH, Hava Kuvvetleri, VA ve Sağlık İşleri'nin desteğini kabul etmek isteriz. ABD Ordusu Tıbbi Araştırma Satın Alma Faaliyeti, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, ödüllendirme ve yönetme satın alma ofisidir. Görüşler, yorumlar, sonuçlar ve tavsiyeler yazara aittir ve Savunma Bakanlığı tarafından onaylanması gerekmez. Ek olarak, Savunma Bakanlığı Kongre Tarafından Yönlendirilen Tıbbi Araştırma Programları (CDMRP), Rekonstrüktif Transplantasyon Araştırma Programı'nın (RTRP) W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 ve W81XWH18-1-0795 ödülleri aracılığıyla desteğini kabul etmek istiyoruz. Ayrıca Plastik ve Rekonstrüktif Cerrahi Anabilim Dalı ve Johns Hopkins Üniversitesi Tıp Fakültesi'ne de teşekkür ederiz. Ek olarak, Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky ve Victoria Manahan dahil olmak üzere tüm veteriner personeline teşekkür ederiz.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M.
- Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M.
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C.
- Svendsen, O.
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
