Summary
Описан надежный и воспроизводимый подход к введению и поддержанию туннельного катетера Хикмана для длительного сосудистого доступа у свиней. Установка центрального венозного катетера позволяет удобно проводить ежедневный забор цельной крови у бодрствующих животных и внутривенное введение лекарств и жидкостей.
Abstract
Центральные венозные катетеры (ЦВК) являются бесценными устройствами в исследованиях на крупных животных, поскольку они облегчают широкий спектр медицинских применений, включая мониторинг крови и надежное внутривенное введение жидкостей и лекарств. В частности, туннельный многопросветный катетер Хикмана (HC) обычно используется в свиноводческих моделях из-за его более низкой частоты извлечения и осложнений. Несмотря на меньшее количество осложнений по сравнению с другими ЦВК, заболеваемость, связанная с ГЦ, представляет собой серьезную проблему, поскольку она может значительно задержать или иным образом негативно повлиять на текущие исследования. Правильное введение и поддержание ГЦ имеет первостепенное значение для предотвращения этих осложнений, но единого мнения о передовой практике нет. Целью данного протокола является всестороннее описание подхода к введению и поддержанию туннельного ГЦ у свиней, который смягчает осложнения и заболеваемость, связанные с ГЦ. Использование этих методов на свиньях >100 привело к получению патентных линий без осложнений в течение 8 месяцев и отсутствию смертности, связанной с катетером, или инфекции вентральной области хирургического вмешательства. Этот протокол предлагает метод оптимизации срока службы HC и рекомендации по решению проблем во время использования.
Introduction
Незаменимая роль центральных венозных катетеров (ЦВК) в уходе за пациентами обусловлена их удобством, благоприятным профилем безопасности и универсальностью1. Функции ЦВК включают надежный доступ для полного парентерального питания, трансплантации гемопоэтических стволовых клеток, плазмафереза/афереза и эффективного введения жидкости, крови или сопутствующих препаратов2. В ветеринарии ЦВК также сводят к минимуму дискомфорт животных за счет быстрого разведения раздражающих препаратов и забора крови без повторной венепункции3. Несмотря на их широкое применение, использование ЦВК в исследованиях на крупных животных по-прежнему сопряжено с рядом серьезных проблем4.
Чрескожное введение ЦВК через проводник или вводящий катетер может быть затруднительным для исследователей, не являющихся ветеринарами, особенно у животных с глубокими венозными структурами5. Неправильная техника установки ЦВК может привести к непреднамеренному размещению в близлежащих конструкциях, что потребует установки под контролем УЗИ или рентгенографии положенияпосле процедуры 6. Однако, по сравнению с человеческими операционными, ультразвук не всегда доступен во многих крупных исследовательских лабораториях на животных. Кроме того, длительное использование постоянных катетеров может привести к перегибу катетера, проколу, инфицированию или удалению животными с возможным нарушением своевременного лечения, клинического мониторинга и результатов исследований 4,7. Замена ЦВК требует дополнительных ресурсов, включая закупку материалов, планирование хирургического вмешательства, время голодания и рентгенологический доступ. Таким образом, осложнения, связанные с CVC, могут создавать значительные технические и финансовые барьеры или препятствовать продуктивным трансляционным исследованиям, особенно в свиноводстве. Загрязнение пищей или фекалиями, царапины о стенки клетки и удары ногами по местам раздражения могут поставить под угрозу ЦВК, а риск осложнений, связанных с ЦВК, усиливается при длительном использовании. Таким образом, безопасное и несложное содержание ЦВК у свиней требует тщательного рассмотрения выбора, размещения, защиты, санитарии и наблюдения за ЦВК.
Катетер Хикмана (HC), используемый в этом протоколе, представляет собой туннельный CVC с манжетой из полиэстера и от одного до трех просветов, который обычно используется для длительного внутривенного доступа у людей и животных 1,4,8,9. Туннельный катетерный подход связан с более низкой частотой осложнений и затратами на техническое обслуживание по сравнению с нетуннельными вариантами10,11,12. Манжета уменьшает удаление HC, встраиваясь в подкожные ткани, окружающие место выхода кожи. Многопросветная конструкция также позволяет разделять введение лекарств и забор крови, тем самым сводя к минимуму загрязнение образца крови и неточность. Несмотря на это, использование ГЦ не обходится без проблем, наиболее распространенными из которых являются перелом, миграция, окклюзия и инфекция13,14,15,16. Таким образом, правильная установка и обслуживание HC являются незаменимыми навыками при использовании в трансляционных исследованиях. Тем не менее, в современной литературе содержится мало рекомендаций по передовой практике применения ГЦ у свиней во время длительных испытаний 5,6,17.
Целью данного исследования является определение оптимального подхода к введению ГК во внутреннюю яремную вену (IJV), обеспечению безопасности кожи и длительной защите, которая сводит к минимуму долгосрочные осложнения и дискомфорт, связанные с катетером, у свиней. В книгу включено обсуждение важных соображений по использованию УВ, потенциальных проблем, с которыми можно столкнуться, и модификаций, которые могут улучшить качество этого подхода.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры с животными проводились в соответствии с протоколом для животных, утвержденным Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Джонса Хопкинса. Линии свиней-самцов и самок, подвергающихся размещению HC, включают миниатюрных свиней из колонии свиней Массачусетской больницы общего профиля (MGH), свиней Юкатана и свиней, скрещенных в Йоркшире, от сельскохозяйственного поставщика (20-40 кг). Возраст свиней варьировался от 3 до 10 месяцев, когда был помещен HC. HC может быть установлен в любое время относительно экспериментальной процедуры животного. Тем не менее, рекомендуется сделать это заранее, чтобы можно было собрать исходные показатели крови. Также рекомендуется дать свиньям период акклиматизации не менее 1 недели, прежде чем подвергаться каким-либо экспериментальным манипуляциям.
1. Предоперационное планирование
- Перед операцией попросите ветеринара провести тщательную клиническую оценку всех животных.
- Голодать животным (без твердой пищи) не менее чем за 12 часов до процедуры. Всегда предоставляйте воду вволю . Взвесьте животных для контролируемого введения препарата.
- В день операции усыпляйте животных кетамином (20-30 мг/кг) и ксилазином (2-3 мг/кг внутримышечно), смешанными в один шприц. При необходимости медленно внутривенно вводят седативные средства (кетамин и ксилазин) [в/в]. Нанесите стерильную офтальмологическую мазь на глаза, чтобы предотвратить высыхание во время анестезии.
- Установите внутривенный катетер в краевую ушную вену и вводите поддерживающую жидкость в дозе 5-10 мл/(кг∙ч) 0,9% физиологического раствора или лактатного раствора рингера (LRS) на протяжении всей процедуры.
- Когда животное находится в спинном положении лежа, поместите эндотрахеальную трубку соответствующего размера, подключите ее к наркозному аппарату и обеспечьте искусственную вентиляцию легких (поддерживаемую изофлураном в концентрации 0,5-3% при 1-2 лО2/мин).
- Назначают упреждающую анальгезию (0,02 мг/кг бупренорфина внутривенно); При необходимости вводят дополнительные дозы бупренорфина интраоперационно. Профилактическое введение антибиотиков (20-22 мг/кг цефазолина внутривенно) за 10 мин до начала операции и каждые 90 мин интраоперационно. Введите протоникс (0,5-1,0 мг/кг в/в) и маропинт цитрат (1 мг/кг в/в) один раз до начала операции.
- Побрейте вентральную и дорсальную шейку, которая будет служить местом для установки центрального венозного катетера. Выполните предварительную подготовку операционного поля с помощью хлоргексидинового скраба.
- Убедитесь, что свинья находится в соответствующей плоскости хирургического анестетика. Оцените глубину анестетика, проверив тонус глаз и челюсти. При необходимости увеличьте дозу ингаляционного анестетика или медленно вводите дополнительные седативные средства (например, кетамин) внутривенно для достижения эффекта.
- Переложите свиней на операционный стол.
2. Интраоперационный мониторинг
- Во время поддерживающей анестезии постоянно контролируйте частоту сердечных сокращений и электрокардиографию, неинвазивное артериальное давление, пульсоксиметрию, капнографию и температуру пищевода или прямой кишки, регистрируя не реже чем каждые 15 минут.
- Неинвазивный контроль артериального давления с помощью манжеты для измерения артериального давления на конечности или хвосте.
- Используйте аппарат искусственной вентиляции легких для более точного регулирования дыхания и введения ингаляционной анестезии. Для параметров аппарата ИВЛ убедитесь, что дыхательный объем находится в пределах 5-10 мл/кг. Регулируйте частоту дыхания на протяжении всей процедуры в зависимости от глубины анестезии животного; установите максимальный предел давления 20 мм рт.ст.
- Используйте одеяло или прокладку с теплым воздухом с регулируемой температурой на протяжении всей операции, чтобы предотвратить переохлаждение.
3. Хирургическая подготовка
- Назначьте, по крайней мере, двух человек, которые должны быть стерильными (хирург и ассистент) и не менее двух человек, которые должны быть нестерильными (циркулятор и анестезиолог).
- Под общим наркозом расположите свинью в вентральном положении лежа на операционном столе так, чтобы ее ноги были закреплены для стабилизации (рис. 1).
- Асептически подготовить операционное поле тремя чередующимися скрабами хлоргексидина и 70% этанола с последующим ионофором на поверхности кожи в течение минимального времени контакта 10 мин. Проведите стерильную подготовку следующих двух зон:
- На вентральной стороне простираются от угла нижней челюсти до середины грудины и простираются билатерально до латеральной границы грудино-ключично-сосцевидного отростка. Расположите стерильные полотенца вдоль границ стерильно подготовленного участка.
- На дорсальной стороне подготовьте дорсолатеральную шею ипсилатерально к целевому IJV. Положите стерильные полотенца под спинную шею и поверх спинного поля, чтобы сохранить стерильность во время работы в вентральном поле.
- Накройте свиней стерильной простыней. Вырежьте прямоугольный участок в драпировке, чтобы обнажить брюшное поле.
- На отдельном столе, покрытом стерильной драпировкой, подсоедините двухпросветный HC к длинному интродьюсеру.
- Прикрутите клавы к адаптерам замка Люэра в конце каждой линии просвета (широкий: красный; узкий: белый). Промойте красные и белые линии 10 мл 0,9% физиологического раствора. Затем зажмите обе линии.
4. Идентификация и препарирование внутренней яремной вены
- В вентральном поле делают разрез 4 см между трахеей и медиальной границей грудино-ключично-сосцевидной кости (рис. 2). Разделите платизму и рассеките соединительную ткань, чтобы выявить IJV на латеральной границе грудино-ключично-сосцевидной мышцы.
- Изолируют 3-4 см IJV, разделив его ветви 4-0 покрытыми и плетеными нерассасывающимися шовными стяжками. По окружности рассекают в сторону от окружающей соединительной ткани. Создайте две нерассасывающиеся шовные стяжки с покрытием и оплеткой для подвешивания и стабилизации IJV во время введения катетера (Рисунок 3).
- На краниальном конце IJV дважды проденьте покрытую и плетеную нерассасывающуюся шовную повязку дважды под сосуд, чтобы создать петлю вокруг него.
- На каудальном конце IJV проденьте покрытую и плетеную нерассасывающуюся шовную повязку один раз под сосуд, чтобы создать стропу.
- Освободите вытяжение от шовных завязок. Поместите стерильную марлю, пропитанную физиологическим раствором, в место операции, чтобы защитить сосуд и сохранить место завязывания.
5. Подготовка места выхода катетера
- Переместите свинью с помощью бокового наклона в сторону нехирургической стороны, чтобы обнажить ипсилатеральное дорсальное хирургическое поле. Закрепите конечности (рисунок 4).
- С помощью скальпеля с лезвием #10 сделайте прокол в коже 0,5 см в нужном месте выхода катетера – 3 см латеральнее позвоночного столба и 5 см каудально к голове (рис. 5).
6. Введение и туннелирование катетера
- В вентральном поле снимите влажную марлю и повторно определите изолированный сегмент IJV. Выберите место входа в цель для подкожного введения катетера. Убедитесь, что он находится на той же глубине, что и IJV, глубже, чем грудино-ключично-сосцевидная мышца, и между двумя покрытыми и плетеными нерассасывающимися шовными завязками (Рисунок 6).
ПРИМЕЧАНИЕ: Подкожные узоры должны иметь шовные узлы, скрытые под кожей. Поскольку глубокие дермальные швы завязываются несколько раз для обеспечения стабильности и поддержания, они иногда занимают больше места, чем нужно, и могут обнажаться через кожу. Эта маленькая область воздействия не вызывает существенного беспокойства, и кожа должна заживать соответствующим образом, несмотря на эту небольшую площадь воздействия. - Расположите доминирующую руку в дорсальном операционном поле, а недоминантную — в вентральном хирургическом поле. Удерживайте интродьюсер HC в дорсальном операционном поле. Оставшуюся длину катетера подвесьте в воздухе над стерильным полем.
- Ввести интродьюсер в место выходного прокола доминирующей рукой, направив кончик устройства в сторону недоминантной руки в вентральном поле.
- Надавите на кончик интродьюсера поверхностно и медиально, чтобы туннелировать катетер через жировую ткань, нащупывая появление наконечника недоминантной рукой. Как только наконечник появится в месте входа в цель, протяните интродьюсер и катетер через подкожный туннель до тех пор, пока манжета основного катетера, не окажется прямо под поверхностью кожи в дорсальном поле.
- Отрежьте интродьюсер от линии. Замените влажную марлю в вентральной области хирургического вмешательства.
7. Введение катетера
- Переведите свиней в положение лежа на спине. Зафиксируйте конечности, замените стерильные перчатки и снимите марлю с вентрального места хирургического вмешательства.
- Зажмите концы краниальных и каудальных покрытых и плетеных нерассасывающихся шовных связок. Положите зажимы на шторы так, чтобы сегмент IJV был слегка приподнят.
- Обрежьте конец катетера примерно до длины, при которой он будет доходить до 1/3 длины грудины свиньи.
ПРИМЕЧАНИЕ: Сведите к минимуму манипуляции с наконечником катетера, пересекая наконечник одним разрезом перпендикулярно катетеру, чтобы избежать фрагментации или засорения катетера. После установки HC должна находиться в верхней полой вене, непосредственно краниально к правому предсердию (рис. 7). - С помощью щипцов Адсона-Брауна возьмитесь за середину изолированного сегмента IJV. В этот же момент сделайте надрез посередине сосуда изогнутыми ножницами Метценбаума.
- Удерживая сегмент IJV щипцами Адсона-Брауна, введите венозный пирожок в каудальный сегмент сосуда (рис. 6). Сохраняя натяжение на краниальной шовной завязке, введите и проденьте конец катетера в сосуд каудально. После того, как катетер будет полностью введен, завяжите каудальный шов один раз, чтобы временно зафиксировать HC.
- Проверяют проходимость обеих линий вне стерильного поля с помощью забора крови и промывки с использованием 3-5 мл 0,9% физиологического раствора с последующим введением 5 мл 100 USP ЕД/мл гепаринизированного физиологического раствора.
- Как только проходимость будет подтверждена, завяжите каудальный шов еще один или два раза, чтобы закрепить дистальный сегмент IJV вокруг внутривенного катетера. Завяжите один раз черепной шов, чтобы перекрыть кровоток в сегменте IJV.
- Вентральное операционное поле закрывают слоями: простые прерывистые швы платизмы рассасывающимся шовным материалом 3-0 и подкожные ходовые швы рассасывающимся шовным материалом 3-0 монофиламент.
8. Фиксация катетера
- Раздвинуть свинью и переложить в спинное лежачее положение. Закрепите конечности.
- Прикрепите HC к коже животного более чем в трех точках, чтобы избежать отсоединения катетера (Рисунок 8).
- Сориентируйте HC так, чтобы он образовывал U-образную форму.
- Определите точки: убедитесь, что первая точка находится в пределах 2 см от места выхода, вторая точка находится над раздвоенной частью катетера, где расходятся красная и белая линии, а третья точка находится в верхней части буквы «U» между первыми двумя точками.
- В каждой точке поместите ~3-сантиметровый кусок медицинской ленты диаметром 1 дюйм (дюйм) на катетер, чтобы создать крыло с каждой стороны. С помощью синтетического монофиламентного, нерассасывающегося полипропиленового шовного материала 0 закрепите каждое крыло на коже с помощью одного простого прерывистого шва. Во второй точке над раздвоенной частью добавьте один прерывистый шов через промежуток между двумя линиями и убедитесь, что узел лежит поверх ленты, чтобы предотвратить раздражение.
ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от размера места прокола дорсальной шеи, может быть наложен простой прерывистый шов, чтобы уменьшить размер и свести к минимуму риск непреднамеренного смещения катетера из кожи. Следите за тем, чтобы манжета вокруг катетера оставалась подкожной. - Проверяют проходимость как белых, так и красных линий за пределами стерильного поля с помощью забора и промывки крови с использованием 10 мл 0,9% физиологического раствора и 10 мл гепаринизированного физиологического раствора.
- Создайте защитный воротник.
- Оберните 4 ватной прокладкой вокруг шеи три-четыре раза следующим образом:
- Начиная со спинной шеи в левом краниальном углу, заверните по диагонали к правому хвостовому углу, идя выше или ниже красной и белой линий. Заверните под шею по направлению к левому хвостовому углу. Заверните по диагонали к правому краниальному углу, выше или ниже красной и белой линий, а затем оберните до начальной точки в левом краниальном углу. Чередуйте переход вверх и вниз красной и белой линий с каждым последующим обмоткой.
ПРИМЕЧАНИЕ: Воротник должен полностью закрывать места прикрепления кожи и основную линию ГК. Только красная и белая линии должны быть опущены и доступны.
- Начиная со спинной шеи в левом краниальном углу, заверните по диагонали к правому хвостовому углу, идя выше или ниже красной и белой линий. Заверните под шею по направлению к левому хвостовому углу. Заверните по диагонали к правому краниальному углу, выше или ниже красной и белой линий, а затем оберните до начальной точки в левом краниальном углу. Чередуйте переход вверх и вниз красной и белой линий с каждым последующим обмоткой.
- Оберните 3 или 4 эластичной клейкой лентой вокруг шеи три или четыре раза таким же образом, как и ватную набивку (шаг 8.4.1). Если повязка закрывает линии, сделайте разрез в бинте, чтобы разместить их.
ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, чтобы не обернуть этот слой слишком туго - палец должен легко скользить под защитный воротник по окружности. - Синтетическим, монофиламентным, нерассасывающимся полипропиленовым шовным материалом 0 сшивайте каждый угол на конце бинта к нижележащим слоям, чтобы сохранить его положение.
- С помощью синтетического монофиламентного, нерассасывающегося полипропиленового шовного материала 0 закрепите воротник на коже, завязав горизонтальный матрасный шов латерально от позвоночного столба как на краниальном, так и на каудальном конце. Следите за тем, чтобы узлы лежали поверх бинта.
- Создайте мешочек для катетера для защиты и хранения красных и белых линий (рисунок 9).
- Отрежьте кусок эластичной клейкой ленты размером ~100 см в длину и ~7,5 см в ширину.
- Отмерьте отрезок ленты ~16 см. Сложите ленту на себя так, чтобы клейкие стороны были обращены друг к другу, чтобы получился лоскут длиной 16 см с двумя слоями ленты. С оставшейся лентой повторите этот процесс еще два раза, чтобы создать три лоскута одинаковой длины в форме буквы «W» (Рисунок 10).
- Сложите оставшийся хвост ленты за край трех лоскутов. Ориентируя хвост сверху, пронумеруйте створки 1-3 сверху вниз. Пронумеруйте стороны 1-4, начиная с хвостового края и двигаясь по часовой стрелке.
- На стороне 4 удалите продольную ленту из лоскута 2, исключая по 1 см с обоих концов. Убедитесь, что ширина щепки ~1 см.
- Используя нерассасывающийся шовный материал с покрытием 0 и оплеткой для выполнения бегущих швов: сшить лоскуты 1 и 3 вместе со стороны 4, лоскуты 1, 2 и 3 вместе со стороны 3 и лоскуты 1 и 2 вместе со стороны 2. Вырежьте отверстие диаметром 2 см в центре лоскута 1.
- Положив клапан 1 вниз, совместите отверстие с точкой, где линии выходят из воротника, и сориентируйте мешочек так, чтобы отверстие было хвостовым. Убедитесь, что мешочек находится на средней линии или немного латеральнее спинной шеи.
- Протяните красную и белую линии через отверстие в клапане 1. Убедитесь, что линии лежат ровно между створками 1 и 2, а заслонка 3 обращена вверх (Рисунок 8).
- Используя синтетический, монофиламентный, нерассасывающийся полипропиленовый шовный материал 0, закрепите мешочек на воротнике с помощью простого прерывистого шва в каждом углу и посередине по каждому краю. Не прошивайте кожу насквозь.
- Оберните 4 ватной прокладкой вокруг шеи три-четыре раза следующим образом:
9. Послеоперационный уход
- После выхода из наркоза верните свинью в домашнюю клетку. Из-за жевательного характера свиней убедитесь, что свинья содержится поодиночке, чтобы предотвратить удаление катетера конкурирующей свиньей. При содержании рядом с другими свиньями установите барьер, предотвращающий пережевывание катетера между клетками.
- В течение ближайшего послеоперационного периода наблюдайте за животным, по крайней мере, ежедневно на предмет признаков боли, инфекции и заживления. Частота дыхания, частота сердечных сокращений, температура, энергия, аппетит и потребление воды являются хорошими показателями здоровья в это время. При появлении признаков боли назначайте дополнительные дозы анальгетика (например, 0,12 мг/кг бупренорфина с пролонгированным высвобождением [SR] LAB каждые 48 ч). Выполняйте обслуживание катетера (шаг 10) и визуальный осмотр места операции ежедневно, начиная с послеоперационного дня (POD) 1.
ПРИМЕЧАНИЕ: Исследователи, решившие использовать эту технику введения катетера Хикмана, могут модифицировать эту процедуру с помощью мультимодальной анальгезии; однако НПВП могут изменять результаты исследования в зависимости от других элементов дизайна эксперимента. Это следует учитывать перед планированием схемы обезболивания. - После того, как место операции катетера заживет, проводите профилактические проверки животного: проводите еженедельные измерения массы тела и проводите визуальные осмотры во время ежедневного обслуживания катетера. Обратитесь к ветеринару, если появились признаки инфекции, такие как снижение аппетита или снижение энергии. Если необходим общий анализ крови, соберите кровь с красной линии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Лейкоцитоз, характеризующийся нейтрофилией, часто наблюдается у инфицированных животных.
10. Обслуживание катетера
- Обозначьте более широкую красную линию исключительно для забора крови, а более узкую белую — исключительно для введения лекарств. Всегда работайте с катетером руками в перчатках.
ПРИМЕЧАНИЕ: Эти роли могут быть разными в зависимости от дизайна исследования. - Ежедневно промывайте красную линию (назначенный забор крови), чтобы оценить проходимость и предотвратить свертывание крови следующим образом:
- Используйте асептическую технику: протирайте клав и наконечник шприца спиртовой салфеткой между каждым шагом. Если клав или шприц становятся нестерильными, замените загрязненный материал, прежде чем продолжить.
- Смойте 1 мл 0,9% физиологического раствора в капельницу. Убедитесь, что жидкость может смываться без чрезмерного усилия, чтобы предотвратить выталкивание сгустков из магистрали в животное.
- Отодвиньте 2 мл жидкости. Подтвердите проходимость линии, наблюдая, как жидкость оттягивается темно-красной кровью.
- Если необходимо взять кровь, приложите пустой шприц, чтобы набрать соответствующее количество крови.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если берется избыток крови, кровь можно вернуть животному, протолкнув ее обратно через катетер, чтобы уменьшить кровопотерю. Это следует делать только в том случае, если шприц с кровью продолжал обрабатываться с использованием асептической техники. Не заливайте загрязненную кровь обратно в центральный катетер. - Промойте катетер 5 мл 100 USP/мл гепаринизированного физиологического раствора или количеством, необходимым для промывки всей линии. Зажмите леску. Верните леску в защитный чехол, стараясь не перевернуть и не завязать леску.
- Ежедневно промывайте белую (предназначенную для введения лекарства) линию для оценки проходимости и предотвращения свертывания крови следующим образом:
- Используйте асептическую технику: протирайте клав и наконечник шприца спиртовой салфеткой между каждым шагом. Если клав или шприц становятся нестерильными, замените загрязненный материал, прежде чем продолжить.
- Смойте 1 мл 0,9% физиологического раствора в капельницу. Убедитесь, что жидкость может смываться без чрезмерного усилия, чтобы предотвратить выталкивание сгустков из магистрали в животное.
- Вводите лекарства с помощью этой линии со скоростью и разведением, специфичными для лекарства. Промывайте катетер 1-3 мл 0,9% физиологического раствора между приемами лекарств.
- Промойте катетер 5 мл 100 USP/мл гепаринизированного физиологического раствора или количеством, необходимым для промывки всей линии. Зажмите леску. Верните леску в защитный чехол, стараясь не перевернуть и не завязать леску.
- Ежедневно проверяйте клавы на наличие признаков дисфункции, ломкости или явного загрязнения кровью, пищей или фекалиями. Если это так, немедленно замените клав. Ежедневно визуально осматривайте мешочек Хикмана и защитный ошейник, чтобы убедиться, что швы, наложенные на этапах 8.2 и 8.3, остаются нетронутыми.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Более 100 свиней прошли успешное введение HC в нашей лаборатории. HC может быть безопасно и правильно установлен и закреплен менее чем за 1 час с помощью хирурга, ассистента, циркулятора и анестезиолога. Изготовление катетерного мешочка занимает примерно 15-20 минут. Эта техника проста и проста в обучении и выполняется ветеринарами, хирургическими ординаторами и студентами-медиками в соответствии с инструкциями под наблюдением.
ГЦ остаются на месте без осложнений или ревизий в течение 8 месяцев. В недавней репрезентативной когорте из 32 свиней с конечными точками от 8 до 132 дней, 78,13% ГЦ оставались патентованными до экспериментальной конечной точки (рис. 11). Среди свиней, у которых были клинические показания, требующие эвтаназии и диагностического вскрытия, ГЦ был задокументирован при правильном размещении в IJV без тромбов, мусора или признаков инфекции. Частота осложнений, требующих вмешательства, была умеренной: 9,38% пациентов с ГК потребовали удаления или замены в течение 30 дней, а 12,5% нуждались в удалении или замене через 30 дней или позже. Кроме того, 9,38% ГЦ нуждались в небольшом ремонте исходной ГЦ под седацией (Рисунок 11). Причины компрометации линии не всегда были выяснены, но этиология включала смещение, пункцию и внутреннюю блокаду (табл. 1). Своевременный ремонт и замена линии продемонстрировали 100% функциональный успех без существенного вмешательства в сбор данных исследования. В случаях подозрения на инфекцию центрального катетера, свиньям была оказана незамедлительная соответствующая медицинская помощь без дальнейших осложнений. Смертность, связанная с ГЦ, у свиней не выявлена.
Рисунок 1: Животное, расположенное в вентральном положении лежа. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Вентральный разрез через кожу и платизму для обнажения внутренней яремной вены. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Доступ к внутренней яремной вене . (А) Разрез платизмы, обнажающий грудино-ключично-сосцевидный узел. (B) Внутренняя яремная вена медиально от грудино-ключично-сосцевидной кости и латеральнее грудино-грудиновидной кости. (C) Покрытые и плетеные нерассасывающиеся шовные стяжки располагаются на каудальном и краниальном концах изолированной части IJV. (D) Влажная марля помещается в разрез для защиты сосуда и поддержания положения покрытого слоем и оплетки нерассасывающегося шовного материала при перемещении свиньи. Сокращения: SCM = грудино-ключично-сосцевидный; IJV = внутренняя яремная вена; SH = стернохиоид. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Животное расположено под боковым наклоном, чтобы обеспечить доступ как к месту выхода дорсального катетера, так и к вентральному разрезу. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Дорсальный прокол через кожу, который служит местом выхода катетера. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Установка катетера . (А) Прокол кожи в месте выхода катетера на дорсолатеральной шейке ипсилатерально по отношению к мишени IJV. (B) Катетер, входящий в область хирургического вмешательства латерально от IJV. (C) Введение катетера в дистальный конец IJV с помощью венозной насадки. (D) Вена закрепляется вокруг катетера дистально, а проксимальный сегмент окклюзируется покрытой и плетеной нерассасывающейся шовной повязкой. (Д) Закрытие платизмы. (F) Закрытие кожи. Аббревиатура: IJV = внутренняя яремная вена. Следует отметить, что глубокие дорсальные швы, которые широко завязаны узлом для безопасности, могут выступать через закрытие; Это не должно мешать заживлению ран. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7: Боковая рентгенограмма установки катетера Хикмана. Стрелка показывает его правильное расположение над правым предсердием. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 8: Фиксация катетера и бандажного воротника . (A) Катетер зажат между слоями 1 в медицинской ленте и на вилке, где разделяются два просвета. (Б) Ватный валик оборачивается вокруг шеи, чередуя черепные и каудальные просветы. (C) Эластичная лейкопластырная повязка оборачивается вокруг шеи с прорезями, чтобы закрепить просветы по центру. (D) Два просвета пронизываются через отверстие в катетерном мешочке, и мешочек крепится к эластичной лейкопластырной повязке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 9: Мешочек для катетера . (А) Верхняя часть мешочка. (B) Верхний клапан (клапан 3) поднят, чтобы показать средний клапан (клапан 2). В глубокой части кармана виден обрезанный край клапана 2. (C) Дно мешка с отверстием в нижнем клапане (клапан 1), чтобы открыть клапан 2. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 10: Конструкция и сборка катетерного мешка . (А) Длинная полоска эластичной клейкой бинтовой ленты складывается так, чтобы образовались три лоскута одинаковой длины, с остаточным свободным хвостом. (B) Хвост загибается через конец мешочка, чтобы закрепить открытые липкие складки. (C) С хвостом наверху створки пронумерованы 1-3 сверху вниз. Полоска длинного края среднего лоскута (Лоскут 2) вырезается для создания внутреннего кармана. (D) Шовные нити используются для соединения лоскутов в соответствии с номерами и положениями швов вокруг мешка. (E) В середине заслонки 3 вырезается отверстие. (F) Верхняя часть подсумка. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 11: Результаты катетера Хикмана у свиней. N = 32. Экспериментальные конечные точки варьировали от 8 до 132 дней. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Таблица 1: Результаты применения катетера Хикмана и осложнения у свиней. Аббревиатура: HC = катетер Хикмана. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать эту таблицу.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Несмотря на то, что ЦВК выполняют целый ряд функций в исследованиях на крупных животных, в современной литературе отсутствует консенсусный подход к безопасному и устойчивому использованию в долгосрочных испытаниях продолжительностью более 30 дней. Поэтапная процедура этого протокола по введению, закреплению кожи и хранению в пакете ручной работы претерпела значительные корректировки для улучшения качества. Таким образом, этот протокол представляет собой технику использования ГК, которая обеспечивает эффективный и действенный внутривенный доступ, обеспечивая при этом благополучие животных и сводя к минимуму осложнения.
Клиническое и научное применение этого протокола
Свиньи используются во многих областях биомедицинских исследований, и их использование в качестве доклинических моделей резко возросло с начала 1980-х годов. Примечательно, что многие анатомические и физиологические характеристики свиней очень похожи на человеческие, что делает их подходящей моделью для лечения многих болезней и преобладающим видом лабораторных животных для хирургических и интервенционных протоколов19. Сердечно-сосудистая, покровная, мочевыделительная, пищеварительная и почечная системы являются наиболее распространенными моделями у свиней из-за сравнительного совпадения с человеческими. Свиньи являются одной из основных моделей хирургической подготовки в области лапароскопических и эндоскопических методов, трансплантации органов, токсикологии, фармацевтики и оценки биомедицинских устройств 18,20,21,22. Универсальность HC делает его бесценным инструментом в этих клинических и исследовательских условиях. Они обеспечивают надежный доступ для серийного анализа крови и являются эффективным средством внутривенного введения жидкостей и лекарств4, что позволяет избежать множественных седативных препаратов, которые могут внести искажающие переменные в исследования и поставить под угрозу здоровье субъекта. Многочисленные исследования также показали их полезность для регулярного мониторинга уровня наркотиков в крови, таких как значения такролимуса в протоколах иммуносупрессии23. У некоторых свиней, включенных в этот протокол, были ГЦ для мониторинга уровня иммуносупрессивных препаратов и внутривенного введения иммуносупрессивных и/или иммуномодулирующих препаратов свиньям, проходящим процедуры васкуляризированной композитной аллотрансплантации (СВУ), включая гетеротопическую модель трансплантации задних конечностей24, модель диссекции и трансплантации полуфасального трансплантата свиньи и модель аутотрансплантации почки.
Критические шаги в протоколе
Подходящая длина линии и надежный уход за леской имеют важное значение для продления срока службы HC. Катетер должен быть обрезан в том месте, где он достигает одной трети длины грудины (шаг протокола 7.4), так как более короткие катетерные линии подвержены риску смещения, а более длинные — риску удара о стенку сосуда. Для поддержания проходимости и предотвращения закупорки обе капельницы необходимо ежедневно промывать обычным и гепаринизированным физиологическим раствором (этапы протокола 9.2-9.3). Линии также должны быть систематически идентифицированы по цвету перед каждым использованием, чтобы избежать переключения красных (забор крови) и белых (введение лекарств) линий во избежание повреждения. Например, высокое отрицательное давление во время забора крови может разрушить белую линию и вызвать свертывание, в то время как введение препарата через красную линию может привести к тому, что остаточный препарат будет сохраняться внутри линии или клавы, тем самым искусственно повышая измеренное содержание лекарства в взятой крови. Несмотря на технику безопасной перевязки, подробно описанную в этой рукописи, свиньи иногда могут получить доступ к линиям и нанести механические повреждения, такие как жевание или царапины. Если одна из линий приходит в негодность, неисправная линия должна быть надежно перекрыта, завязав двойной узел на леске после вилки (для сохранения доступа к оставшейся патентной линии), чтобы предотвратить случайное использование или смещение засора в циркуляцию. Оставшаяся патентная линия может быть использована для временного выполнения обеих функций линии, но неисправная линия должна быть заменена как можно скорее с помощью ремонтного комплекта Хикмана. Также важно защищать линии, надежно храня их в пакете (шаг протокола 8.3.5) после каждого использования. Чтобы обеспечить надлежащую фиксацию подсумка, воротник должен быть прикреплен к коже как на краниальном, так и на хвостовом конце (шаг протокола 8.3.4), а подсумок должен быть прикреплен к воротнику по каждому краю (шаг протокола 8.3.8). Разорванные швы следует своевременно заменять.
Проблемы протокола и их решения
Осложнения, связанные с ГЦ, включают миграцию, смещение и инфекцию центрального катетера. Если есть подозрение, что внутренний конец катетера мигрировал дистально и прижался к стенке правого предсердия, обычные рентгенограммы могут помочь определить местонахождение кончика катетера. Это осложнение лечится удалением и заменой HC с помощью контралатерального IJV. У свиней, которым в соответствии с этим протоколом были помещены ГЦ, использование контралатерального IJV не привело к каким-либо осложнениям, связанным со здоровьем животных или результатами исследований. Вероятно, это связано с тем, что свиньи имеют прочную внутричерепную и лицевую венозную сеть, которая позволяет дренировать голову через двусторонние наружные яремные вены, в то время как IJV вносит сравнительно незначительный вклад в дренирование головы25,26. В других случаях, когда HC смещается из операционного положения из-за ослабления крепления катетера или воротника к коже, разорванные швы должны быть немедленно заменены. Если подкожная манжета выходит из кожи, HC следует заменить. Что касается инфекции центрального катетера, признаки и симптомы у свиней могут включать вялость, новое появление кашля, снижение аппетита, пирексию, лейкоцитоз и повышенные или неповышенные петехии. Любые признаки инфекции должны быть немедленно устранены с помощью антибиотиков под руководством ветеринара, а также следует рассмотреть возможность бактериологического исследования любой абсцесса, если животное находится на иммуносупрессивном лечении. Риск инфекции центрального катетера, который можно снизить за счет создания надежных катетерных мешков, регулярной дезинфекции и промывки катетерных катетеров, использования стерильных методов и бдительности при выявлении малозаметных или ранних признаков дисфункции ГЦ. К ним относятся протекание катетера, пузырьки во время забора крови и возрастающие трудности с промывкой капельниц.
Сравнение с другими протоколами CVC у свиней
Описаны чрескожные методы получения центрального венозного доступа в наружную яремную вену (ЗЯП) через пальпируемые ориентиры. Это обеспечивает уменьшение разрушения мягких тканей и послеоперационной боли, но может привести к осложнениям, таким как непреднамеренный пункция сонной артерии и образование гематомы27. В отличие от чрескожных методов, протокол, подробно описанный в этой рукописи, позволяет непосредственно визуализировать целевые структуры, что может помочь уменьшить повреждение близлежащих тканей. Кроме того, несмотря на то, что сообщалось об открытых процедурах канюляции EJV28, доступ к более глубоким структурам, таким как IJV, и подробные инструкции по размещению и устранению неполадок ограничены. В другом исследовании использовался аналогичный подход паратрахеального разреза для доступа к яремному стволу, но вместо этого использовалось лапароскопическое отсасывающее устройство для создания подкожного туннеля для прохождения HC и защиты внешней части с помощью приталенной куртки29. Результаты этого исследования показали более высокую частоту инфицирования и тромбоэмболических осложнений у свиней с туннельными ГЦ по сравнению с другой группой с портом подкожного сосудистого доступа. Несмотря на то, что источник этих осложнений, вероятно, является многофакторным, протокол, описанный в этой рукописи, показал несколько инфекционных осложнений и помогает смягчить потенциальные причины, фиксируя внешний катетер в нескольких точках, создавая многослойный воротник и используя катетерный мешочек для защиты катетера.
Ограничения
Данное исследование имеет некоторые ограничения. В то время как использование трех различных линий свиней демонстрирует успех процедуры HC в разнообразной когорте, свиньи имеют небольшую анатомическую изменчивость и низкие показатели аномальной сосудистой сети19. Таким образом, использование грудино-ключично-сосцевидной мышцы и грудины в качестве хирургических ориентиров обеспечило последовательную технику разреза и длины катетера соответственно. Разработка оптимизированного подхода к размещению ГК, обеспечению безопасности кожи и защитному хранению происходила в течение нескольких лет параллельно с протокольными исследованиями на свиньях. Последовательные модификации были сделаны в ответ на наблюдение за животными и творческое устранение неполадок. Таким образом, подробный отчет о неудачных модификациях или процессе, с помощью которого была создана предлагаемая методика, не был включен. Более того, анализ данных не включает контрольную группу сравнения, например, свиней, перенесших венепункцию под седацией. Кроме того, как и любая другая процедура, эта техника требует хирургического опыта, практики и соответствующей подготовки менее опытных членов команды. Сборка катетерного мешка также может быть подвержена ошибке пользователя. Включены подробные схемы, которые призваны эффективно проиллюстрировать эту технику. Кроме того, поскольку этот метод включает профилактическое применение антибиотиков, он может быть неподходящим для исследований, на которые может повлиять введение антибиотиков. Наконец, такой подход к размещению ГЦ и его исходам ограничен использованием у свиней. Этот метод может не продемонстрировать такую же эффективность у других крупных животных с другой анатомией. Несмотря на то, что HC использовались и на других видах, необходимы дальнейшие исследования, чтобы адаптировать эту технику к другим животным.
Выводы
ГК является эффективным методом регулярного мониторинга крови и внутривенного введения препарата свиньям. В этом исследовании подробно описаны наши передовые методы введения ГЦ, защиты кожи и длительной защиты, которые сводят к минимуму осложнения, связанные с ГЦ, и дискомфорт животных. Благодаря многолетней модификации техники и устранению неполадок, этот протокол детализирует оптимизированный подход к использованию HC у свиней с высокой воспроизводимостью и минимальными осложнениями. Наконец, предлагаются рекомендации по предотвращению и устранению проблем, которые могут возникнуть в течение срока службы HC.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ни один из авторов не имеет финансовой заинтересованности в каких-либо продуктах, устройствах или лекарствах, упомянутых в этой рукописи.
Acknowledgments
Мы хотели бы выразить признательность за поддержку со стороны армии, военно-морского флота, национальных институтов здравоохранения, военно-воздушных сил, штата Вирджиния и министерства здравоохранения в отношении усилий AFIRM II в рамках грантов CTA05: W81XWH-13-2-0052 и CTA06: W81XWH-13-2-0053. Отдел закупок медицинских исследований армии США, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, является отделом по присуждению и администрированию закупок. Мнения, интерпретации, выводы и рекомендации принадлежат автору и не обязательно одобряются Министерством обороны. Кроме того, мы хотели бы выразить признательность за поддержку со стороны Программ медицинских исследований (CDMRP) Министерства обороны США, Исследовательской программы реконструктивной трансплантации (RTRP) в виде грантов W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 и W81XWH18-1-0795. Мы также хотели бы выразить признательность кафедре пластической и реконструктивной хирургии и Медицинской школе Университета Джонса Хопкинса. Кроме того, мы хотели бы поблагодарить весь ветеринарный персонал, включая Мелани Адамс, Карен Госс, Хейли Смут, Кайлу Шонвиски и Викторию Манахан.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M.
- Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M.
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C.
- Svendsen, O.
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
