Summary
Es wird ein zuverlässiger und reproduzierbarer Ansatz für das Einführen und Halten eines getunnelten Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang bei Schweinen beschrieben. Das Legen eines zentralen Venenkatheters ermöglicht eine bequeme tägliche Entnahme von Vollblut von wachen Tieren und die intravenöse Verabreichung von Medikamenten und Flüssigkeiten.
Abstract
Zentralvenenkatheter (ZVK) sind in der Großtierforschung von unschätzbarem Wert, da sie eine Vielzahl von medizinischen Anwendungen ermöglichen, darunter die Blutüberwachung und die zuverlässige intravenöse Verabreichung von Flüssigkeit und Medikamenten. Insbesondere der getunnelte mehrlumige Hickman-Katheter (HC) wird aufgrund seiner geringeren Befreiungs- und Komplikationsraten häufig in Schweinemodellen verwendet. Trotz geringerer Komplikationen im Vergleich zu anderen ZVKs stellt die HC-bedingte Morbidität eine große Herausforderung dar, da sie laufende Studien erheblich verzögern oder anderweitig negativ beeinflussen kann. Das richtige Einsetzen und Warten von HCs ist von größter Bedeutung, um diese Komplikationen zu vermeiden, aber es gibt keinen Konsens über Best Practices. Der Zweck dieses Protokolls ist es, einen Ansatz für die Insertion und Aufrechterhaltung eines getunnelten HC in Schweinen umfassend zu beschreiben, der HC-bedingte Komplikationen und Morbidität mildert. Die Anwendung dieser Techniken bei >100 Schweinen hat zu komplikationsfreien Patentlinien von bis zu 8 Monaten und zu keiner katheterbedingten Mortalität oder Infektion der ventralen Operationsstelle geführt. Dieses Protokoll bietet eine Methode zur Optimierung der Lebensdauer des HC und eine Anleitung zur Herangehensweise an Probleme während des Gebrauchs.
Introduction
Die unverzichtbare Rolle zentraler Venenkatheter (ZVK) in der Patientenversorgung ist auf ihre Bequemlichkeit, ihr günstiges Sicherheitsprofil und ihre Vielseitigkeit zurückzuführen1. Zu den Funktionen eines ZVK gehören ein zuverlässiger Zugang für die totale parenterale Ernährung, die hämatopoetische Stammzelltransplantation, die Plasmapherese/Apherese und die effiziente Verabreichung von Flüssigkeiten, Blut oder Co-Medikamenten2. In der Veterinärmedizin minimieren ZVKs auch die Beschwerden der Tiere durch die schnelle Verdünnung von Reizstoffen und die Blutentnahme ohne wiederholte Venenpunktion3. Trotz ihrer breiten Anwendung stellt der Einsatz von ZVK in der Großtierforschung noch einige erhebliche Herausforderungen dar4.
Die perkutane ZVK-Platzierung über einen Führungsdraht oder einen Einführkatheter kann für nicht-veterinärmedizinische Forscher schwierig sein, insbesondere bei Tieren mit tiefen Venenstrukturen5. Eine unsachgemäße ZVK-Installationstechnik kann zu einer unbeabsichtigten Platzierung in nahe gelegenen Strukturen führen, was eine ultraschallgesteuerte Platzierung oder eine Röntgenaufnahme der Positionierung nach dem Eingriff erforderlichmacht 6. Im Vergleich zu menschlichen Operationssälen ist Ultraschall in vielen großen Tierversuchslaboren jedoch nicht ohne weiteres verfügbar. Darüber hinaus kann die langfristige Verwendung von Dauerkathetern zu einem Abknicken der Leitung, Punktion, Infektion oder Befreiung durch Tiere führen, was zu einer Unterbrechung der rechtzeitigen Behandlung, der klinischen Überwachung und der Forschungsergebnisse führen kann 4,7. Der Austausch des ZVK erfordert zusätzliche Ressourcen, einschließlich Materialbeschaffung, Operationsplanung, Fastenzeit und Röntgenzugang. ZVK-bedingte Komplikationen können daher erhebliche technische und finanzielle Hindernisse oder eine Unterbrechung der produktiven translationalen Forschung, insbesondere bei Schweinen, darstellen. Kontamination durch Futter oder Kot, Kratzen an Käfigwänden und Treten an Reizstellen können einen ZVK beeinträchtigen, und das Risiko von ZVK-bedingten Komplikationen wird durch langfristige Anwendung verstärkt. Daher erfordert die sichere und unkomplizierte Aufrechterhaltung eines ZVK bei Schweinen eine sorgfältige Abwägung der ZVK-Auswahl, der Platzierung, der Sicherung, des Schutzes, der Hygiene und der Überwachung.
Der in diesem Protokoll verwendete Hickman-Katheter (HC) ist ein getunnelter ZVK mit einer Polyestermanschette und ein bis drei Lumen, der üblicherweise für den langfristigen intravenösen Zugang bei Menschen und Tieren verwendet wird 1,4,8,9. Der getunnelte Katheteransatz ist mit geringeren Komplikationsraten und Wartungskosten im Vergleich zu nicht getunnelten Varianten verbunden10,11,12. Die Manschette reduziert die HC-Befreiung, indem sie in das subkutane Gewebe einarbeitet, das die Hautaustrittsstelle umgibt. Das mehrlumige Design ermöglicht auch die Trennung von Medikamentenverabreichung und Blutentnahmen, wodurch die Kontamination und Ungenauigkeit von Blutproben minimiert wird. Trotzdem ist die Anwendung von HC nicht ohne Herausforderungen, von denen die häufigsten Frakturen, Migrationen, Okklusionen und Infektionen sind13,14,15,16. Die ordnungsgemäße Installation und Wartung eines HC sind daher unverzichtbare Fähigkeiten beim Einsatz in der translationalen Forschung. Die derzeitige Literatur bietet jedoch nur wenige Hinweise auf bewährte Verfahren für die Verwendung von HC bei Schweinen während Langzeitversuchen 5,6,17.
Das Ziel dieser Studie ist es, einen optimierten Ansatz für die HC-Insertion in die innere Halsvene (IJV), die Hautsicherung und einen dauerhaften Schutz zu skizzieren, der langfristige katheterbedingte Komplikationen und Beschwerden bei Schweinen minimiert. Eine Erörterung der wichtigen Überlegungen für den Einsatz von HC, potenzieller Herausforderungen, die auftreten können, und Modifikationen, die die Qualität dieses Ansatzes verbessern können, ist enthalten.
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Protocol
Alle Tierbehandlungen wurden in Übereinstimmung mit einem Tierprotokoll durchgeführt, das vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Johns Hopkins University genehmigt wurde. Zu den Stämmen männlicher und weiblicher Schweine, die einer HC-Platzierung unterzogen werden, gehören Miniaturschweine aus der Schweinekolonie des Massachusetts General Hospital (MGH), Yucatan-Schweine und Yorkshire-gekreuzte Schweine von einem landwirtschaftlichen Anbieter (20-40 kg). Die Schweine waren zwischen 3 und 10 Monate alt, als der HC platziert wurde. Der HC kann jederzeit relativ zum Versuchsablauf des Tieres platziert werden. Es wird jedoch empfohlen, es vorher zu platzieren, um die Erfassung der Ausgangsblutwerte zu ermöglichen. Es wird auch empfohlen, dem Schwein mindestens eine Woche Eingewöhnungszeit zu geben, bevor es einer experimentellen Manipulation unterzogen wird.
1. Präoperative Planung
- Lassen Sie vor der Operation eine gründliche klinische Untersuchung aller Tiere von einem Tierarzt durchführen.
- Fasten Sie die Tiere (keine feste Nahrung) mindestens 12 Stunden vor dem Eingriff. Stellen Sie jederzeit Wasser ad libitum zur Verfügung. Wiegen Sie die Tiere für die kontrollierte Verabreichung des Medikaments.
- Am Tag der Operation werden die Tiere mit Ketamin (20-30 mg/kg) und Xylazin (2-3 mg/kg intramuskulär [IM]) in einer einzigen Spritze gemischt sediert. Bei Bedarf Beruhigungsmittel (Ketamin und Xylazin) langsam intravenös verabreichen [IV]. Verwenden Sie eine sterile Augensalbe auf den Augen, um ein Austrocknen während der Narkose zu verhindern.
- Legen Sie einen intravenösen Katheter in eine marginale Ohrvene und verabreichen Sie während des gesamten Eingriffs Erhaltungsflüssigkeit mit 5-10 ml/(kg∙h) 0,9%iger Kochsalzlösung oder Klingellösung (LRS).
- Wenn sich das Tier in Rückenlage befindet, legen Sie einen Endotrachealtubus in geeigneter Größe an, schließen Sie ihn an das Anästhesiegerät an und legen Sie die Handbeatmung an (mit Isofluran bei 0,5-3% mit 1-2 L O2/min).
- Präventive Analgesie (0,02 mg/kg Buprenorphin IV) verabreichen; Verabreichen Sie bei Bedarf zusätzliche Dosen von Buprenorphin intraoperativ. Prophylaktische Antibiotika (20-22 mg/kg Cefazolin i.v.) 10 min vor Beginn der Operation und nochmals alle 90 min intraoperativ verabreichen. Protonix (0,5-1,0 mg/kg i.v.) und Maropitantcitrat (1 mg/kg i.v.) einmal vor Beginn der Operation verabreichen.
- Rasieren Sie den ventralen und dorsalen Hals, der als Stelle für die Platzierung des zentralen Venenkatheters dient. Führen Sie eine vorläufige Vorbereitung des Operationsgebiets mit einem Chlorhexidin-Peeling durch.
- Vergewissern Sie sich, dass sich das Schwein in einer geeigneten Ebene der chirurgischen Anästhesie befindet. Beurteilen Sie die Narkosetiefe, indem Sie den Lid- und Kiefertonus testen. Erhöhen Sie ggf. das Inhalationsanästhetikum oder verabreichen Sie zusätzliche Beruhigungsmittel (wie z.B. Ketamin) IV langsam zur Wirkung.
- Legen Sie das Schwein auf den Operationstisch.
2. Intraoperative Überwachung
- Überwachen Sie während der Erhaltungsanästhesie kontinuierlich die Herzfrequenz und die Elektrokardiographie, den nichtinvasiven Blutdruck, die Pulsoximetrie, die Kapnographie und die Speiseröhren- oder Rektaltemperatur, die mindestens alle 15 Minuten aufgezeichnet wird.
- Überwachen Sie den Blutdruck nichtinvasiv über eine Blutdruckmanschette an einer Extremität oder am Schwanz.
- Verwenden Sie ein Beatmungsgerät, um die Atmung und die Verabreichung von Inhalationsanästhesie genauer zu regulieren. Stellen Sie bei Beatmungsparametern sicher, dass das Tidalvolumen im Bereich von 5-10 ml/kg liegt. Passen Sie die Atemfrequenz während des gesamten Eingriffs an die Narkosetiefe des Tieres an. Stellen Sie die maximale Druckgrenze auf 20 mmHg ein.
- Verwenden Sie während der gesamten Operation eine temperaturgeregelte Warmluftdecke oder -unterlage, um eine Unterkühlung zu vermeiden.
3. Chirurgische Vorbereitung
- Bestimmen Sie mindestens zwei Personen, die steril sind (Chirurg und Assistent), und mindestens zwei Personen, die nicht steril sind (Zirkulator und Anästhesist).
- Positionieren Sie das Schwein unter Vollnarkose in ventraler Liegeposition auf dem Operationstisch, wobei die Beine zur Stabilisierung gesichert sind (Abbildung 1).
- Bereiten Sie das Operationsfeld aseptisch mit drei abwechselnden Peelings aus Chlorhexidin und 70%igem Ethanol vor, gefolgt von einem Ionophor auf der Hautoberfläche für eine Mindesteinwirkzeit von 10 Minuten. Führen Sie eine sterile Vorbereitung der folgenden beiden Bereiche durch:
- Erstreckt sich auf der ventralen Seite vom Winkel des Unterkiefers bis zur Mitte des Brustbeins und erstreckt sich beidseitig bis zum lateralen Rand des Sternocleidomastoideus. Legen Sie sterile Handtücher entlang der Ränder des steril vorbereiteten Bereichs.
- Auf der dorsalen Seite wird der dorsolaterale Hals ipsilateral zum Ziel-IJV vorbereitet. Legen Sie sterile Handtücher unter den dorsalen Hals und über das dorsale Feld, um die Sterilität während der Arbeit im ventralen Feld zu erhalten.
- Lege ein steriles Tuch über die Schweine. Schneiden Sie einen rechteckigen Bereich in den Vorhang, um das ventrale Feld freizulegen.
- Verbinden Sie auf einem separaten, steril drapierten Tisch den doppellumigen HC mit einem langen Einführstück.
- Schrauben Sie die Claves auf Luer-Lock-Adapter am Ende jeder Lumenlinie (breit: rot; schmal: weiß). Spülen Sie die roten und weißen Linien mit 10 ml 0,9%iger Kochsalzlösung. Klemmen Sie dann beide Leitungen.
4. Identifizierung und Aufbereitung der Vena jugularis interna
- Im ventralen Feld wird ein 4 cm langer Schnitt zwischen der Luftröhre und dem medialen Rand des Sternocleidomastoideus gemacht (Abbildung 2). Teilen Sie das Platysma und präparieren Sie das Bindegewebe, um das IJV an der lateralen Grenze des Musculus sternocleidomastoideus freizulegen.
- Isolieren Sie 3-4 cm des IJV, indem Sie seine Äste mit 4-0 beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtbändern teilen. Umkreisförmig vom umgebenden Bindegewebe wegsezieren. Stellen Sie zwei beschichtete und geflochtene, nicht resorbierbare Nahtbänder her, um den IJV während der Kathetereinführung aufzuhängen und zu stabilisieren (Abbildung 3).
- Am kranialen Ende des IJV führen Sie ein beschichtetes und geflochtenes, nicht resorbierbares Nahtband zweimal unter das Gefäß hindurch, um eine Schlaufe um das Gefäß zu bilden.
- Am kaudalen Ende des IJV führen Sie ein beschichtetes und geflochtenes, nicht resorbierbares Nahtband einmal unter das Gefäß hindurch, um eine Schlinge zu bilden.
- Lösen Sie die Zugkraft von den Nahtbändern. Legen Sie sterile, mit Kochsalzlösung getränkte Gaze in die Operationsstelle, um das Gefäß zu schützen und die Bindestelle zu erhalten.
5. Vorbereitung der Katheteraustrittsstelle
- Positionieren Sie das Schwein durch seitliche Neigung zur nicht-chirurgischen Seite, um das ipsilaterale dorsale Operationsfeld freizulegen. Befestigen Sie die Gliedmaßen wieder (Abbildung 4).
- Machen Sie mit einem Skalpell mit einer Klinge #10 einen 0,5 cm langen Einstich in die Haut an der gewünschten Katheteraustrittsstelle – 3 cm seitlich der Wirbelsäule und 5 cm kaudal zum Kopf (Abbildung 5).
6. Einführung und Tunnelung des Katheters
- Entfernen Sie im ventralen Feld die nasse Gaze und identifizieren Sie das isolierte IJV-Segment erneut. Wählen Sie eine Zieleintrittsstelle, um den Katheter subkutan einzuführen. Stellen Sie sicher, dass sich dieser in der gleichen Tiefe wie der IJV, tiefer als das Sternocleidomastoideus und zwischen den beiden beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtbindungen befindet (Abbildung 6).
HINWEIS: Bei subkutikulären Mustern sollten Nahtknoten unter der Haut vergraben sein. Da die tiefen Hautnähte mehrmals verknotet werden, um Stabilität und Pflege zu gewährleisten, nehmen sie gelegentlich einen größeren Raum als gewünscht ein und können durch die Haut freigelegt werden. Dieser kleine Expositionsbereich ist nicht von großer Bedeutung, und die Haut sollte trotz dieses kleinen Bereichs angemessen heilen. - Positionieren Sie die dominante Hand im dorsalen Operationsfeld und die nicht-dominante Hand im ventralen Operationsfeld. Halten Sie die HC-Einführhilfe im dorsalen Operationsfeld. Hängen Sie die verbleibende Länge des Katheters in der Luft über dem sterilen Feld auf.
- Führen Sie die Einführhilfe mit der dominanten Hand in die Austrittspunktionsstelle ein und zeigen Sie mit der Spitze des Geräts auf die nicht-dominante Hand im ventralen Feld.
- Drücken Sie die Spitze der Einführhilfe oberflächlich und medial, um den Katheter durch das Fettgewebe zu tunneln, und tasten Sie mit der nicht-dominanten Hand nach dem Auftauchen der Spitze. Sobald die Spitze an der Zieleintrittsstelle auftaucht, ziehen Sie die Einführhilfe und den Katheter durch den subkutanen Tunnel, bis sich die Manschette der Hauptleitung knapp unter der Hautoberfläche im dorsalen Feld befindet.
- Schneiden Sie die Einführhilfe aus der Leitung. Ersetzen Sie die nasse Gaze in der ventralen Operationsstelle.
7. Einführen des Katheters
- Positionieren Sie das Schwein in Rückenlage. Befestigen Sie die Gliedmaßen erneut, ersetzen Sie sterile Handschuhe und entfernen Sie die Gaze von der ventralen Operationsstelle.
- Klemmen Sie die Enden der kranialen und kaudal beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtbänder ein. Legen Sie die Klammern so auf die Vorhänge, dass das IJV-Segment leicht angehoben ist.
- Schneiden Sie das Ende des Katheters ungefähr auf die Länge ab, bei der es bis zu 1/3 der Länge des Brustbeins des Schweins reichen würde.
HINWEIS: Minimieren Sie die Manipulation der Katheterspitze, indem Sie die Spitze mit einem einzigen Schnitt senkrecht zur Linie durchschneiden, um eine Fragmentierung oder Verstopfung der Linie zu vermeiden. Nach dem Einsetzen sollte der HC innerhalb der oberen Hohlvene liegen, unmittelbar kranial des rechten Vorhofs (Abbildung 7). - Greife mit einer Adson-Brown-Pinzette die Mitte des isolierten IJV-Segments. Machen Sie an der gleichen Stelle einen Schnitt auf halber Höhe des Gefäßes mit einer gebogenen Metzenbaum-Schere.
- Während Sie das IJV-Segment mit der Adson-Brown-Pinzette halten, führen Sie das Venenpickel in das kaudale Segment des Gefäßes ein (Abbildung 6). Unter Aufrechterhaltung der Spannung auf dem kranialen Nahtband wird das Ende des Katheters kaudal in das Gefäß eingeführt und eingefädelt. Sobald der Katheter vollständig eingeführt ist, verknoten Sie das kaudale Nahtband einmal, um den HC vorübergehend zu sichern.
- Testen Sie die Durchgängigkeit beider Linien außerhalb des sterilen Feldes durch Blutentnahmen und Spülungen mit 3-5 ml 0,9%iger normaler Kochsalzlösung, gefolgt von 5 ml mit 100 USP-Einheiten/ml heparinisierter Kochsalzlösung.
- Sobald die Durchgängigkeit bestätigt ist, verknoten Sie das kaudale Nahtband noch ein oder zwei Mal, um das distale IJV-Segment um den intravenösen Katheter zu sichern. Verknoten Sie das kraniale Nahtband einmal, um den Blutfluss im IJV-Segment zu verschließen.
- Verschließen Sie die ventrale Operationsstelle in Schichten: Platysma-einfache unterbrochene Nähte mit einer 3-0 geflochtenen resorbierbaren Naht und subkutikulär laufende Nähte mit einer 3-0 monofilen resorbierbaren Naht.
8. Fixieren des Katheters
- Entfernen Sie das Schwein und stellen Sie es in Rückenlage um. Befestigen Sie die Gliedmaßen erneut.
- Befestigen Sie den HC an mehr als drei Punkten an der Haut des Tieres, um eine Ablösung des Katheters zu vermeiden (Abbildung 8).
- Richten Sie den HC so aus, dass er eine "U"-Form bildet.
- Identifizieren Sie die Punkte: Stellen Sie sicher, dass sich der erste Punkt innerhalb von 2 cm von der Austrittsstelle befindet, der zweite Punkt über dem gegabelten Teil des Katheters liegt, wo die roten und weißen Linien divergieren, und der dritte Punkt oben auf dem "U" zwischen den ersten beiden Punkten liegt.
- Legen Sie an jedem Punkt ein ~3 cm langes Stück 1 Zoll (in) medizinisches Klebeband über den Katheter, um auf jeder Seite einen Flügel zu erzeugen. Mit einem 0 synthetischen, monofilen, nicht resorbierbaren Polypropylen-Nahtmaterial befestigen Sie jeden Flügel über eine einzige einfache unterbrochene Naht an der Haut. Fügen Sie an der zweiten Stelle über dem gegabelten Teil eine einzelne unterbrochene Naht durch den Spalt zwischen den beiden Linien hinzu und stellen Sie sicher, dass der Knoten auf dem Klebeband liegt, um Reizungen zu vermeiden.
HINWEIS: Abhängig von der Größe der dorsalen Halspunktionsstelle kann eine einfache unterbrochene Naht gelegt werden, um die Größe zu verringern und das Risiko einer versehentlichen Verschiebung des Katheters aus der Haut zu minimieren. Achten Sie darauf, dass die Manschette um den Katheter subkutan bleibt. - Testen Sie die Durchgängigkeit sowohl der weißen als auch der roten Linien außerhalb des sterilen Feldes durch Blutentnahmen und Spülungen mit 10 ml 0,9%iger normaler Kochsalzlösung und 10 ml heparinisierter Kochsalzlösung.
- Erstellen Sie ein Schutzhalsband.
- Wickeln Sie 4 in Baumwollpolster drei- bis viermal wie folgt um den Hals:
- Beginnen Sie am dorsalen Hals an der linken kranialen Ecke und wickeln Sie diagonal in Richtung der rechten kaudalen Ecke, über oder unter den roten und weißen Linien. Wickeln Sie unter dem Hals in Richtung der linken kaudalen Ecke. Wickeln Sie diagonal in Richtung der rechten Schädelecke, über oder unter den roten und weißen Linien, und wickeln Sie sie dann bis zum Startpunkt an der linken kranialen Ecke. Gehen Sie bei jedem weiteren Wrap abwechselnd über und unter die rote und weiße Linie.
HINWEIS: Das Halsband sollte die Hautbefestigungsstellen und die Hauptleine des HC vollständig bedecken. Nur die roten und weißen Linien sollten weggelassen und zugänglich gemacht werden.
- Beginnen Sie am dorsalen Hals an der linken kranialen Ecke und wickeln Sie diagonal in Richtung der rechten kaudalen Ecke, über oder unter den roten und weißen Linien. Wickeln Sie unter dem Hals in Richtung der linken kaudalen Ecke. Wickeln Sie diagonal in Richtung der rechten Schädelecke, über oder unter den roten und weißen Linien, und wickeln Sie sie dann bis zum Startpunkt an der linken kranialen Ecke. Gehen Sie bei jedem weiteren Wrap abwechselnd über und unter die rote und weiße Linie.
- 3 oder 4 mit elastischem Klebeband drei- bis viermal auf die gleiche Weise wie die Baumwollpolsterung um den Hals wickeln (Schritt 8.4.1). Wenn der Verband die Linien abdeckt, mache einen Schlitz in den Verband, um sie unterzubringen.
HINWEIS: Achten Sie darauf, diese Schicht nicht zu fest einzuwickeln - ein Finger sollte leicht unter den Schutzkragen geschoben werden können. - Mit einem 0 synthetischen, monofilen, nicht resorbierbaren Polypropylen-Naht wird jede Ecke am Ende des Verbandes mit den darunter liegenden Schichten vernäht, um seine Position beizubehalten.
- Mit einem 0 synthetischen, monofilen, nicht resorbierbaren Polypropylen-Naht wird der Kragen an der Haut befestigt, indem eine horizontale Matratzennaht seitlich der Wirbelsäule sowohl am kranialen als auch am kaudalen Ende gebunden wird. Achten Sie darauf, dass die Knoten auf dem Verband liegen.
- Erstellen Sie einen Katheterbeutel, um die roten und weißen Linien zu schützen und aufzubewahren (Abbildung 9).
- Schneiden Sie ein Stück elastisches Klebeband mit einer Länge von ~100 cm und einer Breite von ~7,5 cm ab.
- Messen Sie ein ~16 cm langes Segment des Maßbandes. Falten Sie das Klebeband auf sich selbst, so dass die Klebeseiten zueinander zeigen, um eine 16 cm lange Klappe mit zwei Lagen Klebeband zu erhalten. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit dem restlichen Klebeband noch zwei weitere Male, um drei gleich lange Klappen in einer "W"-Form zu erstellen (Abbildung 10).
- Falte das restliche Ende des Klebebandes über die Kante der drei Laschen. Nummerieren Sie die Klappen mit dem Schwanz nach oben von oben nach unten von 1-3. Nummerieren Sie die Seiten von 1 bis 4, beginnend mit der Schwanzkante und im Uhrzeigersinn.
- Auf Seite 4 einen Längsstreifen von der Klappe 2 entfernen, mit Ausnahme von 1 cm an beiden Enden. Achten Sie darauf, dass die Breite des Splitters ~1 cm beträgt.
- Verwendung eines 0 beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtmaterials zur Durchführung von laufenden Nähten: Die Lappen 1 und 3 auf Seite 4, die Lappen 1, 2 und 3 auf Seite 3 und die Lappen 1 und 2 auf Seite 2 zusammennähen. Schneide ein 2 cm großes Loch durch die Mitte der Klappe 1.
- Richten Sie das Loch mit Klappe 1 nach unten an dem Punkt aus, an dem die Linien aus dem Kragen austreten, und richten Sie den Beutel so aus, dass die Öffnung kaudal ist. Achten Sie darauf, dass sich der Beutel auf der Mittellinie oder leicht seitlich zum dorsalen Hals befindet.
- Ziehe die roten und weißen Linien durch das Loch in Klappe 1. Stellen Sie sicher, dass die Linien zwischen den Klappen 1 und 2 flach liegen, wobei die Klappe 3 nach oben zeigt (Abbildung 8).
- Befestigen Sie den Beutel mit einem synthetischen, monofilen, nicht resorbierbaren Polypropylen-Naht am Kragen mit einer einfachen unterbrochenen Naht an jeder Ecke und in der Mitte jeder Kante. Nicht durch die Haut nähen.
- Wickeln Sie 4 in Baumwollpolster drei- bis viermal wie folgt um den Hals:
9. Nachsorge
- Nach der Genesung von der Narkose bringen Sie das Schwein in seinen Heimatkäfig zurück. Aufgrund der kauenden Natur von Schweinen ist darauf zu achten, dass das Schwein einzeln untergebracht wird, um zu verhindern, dass der Katheter von einem Artgenossen entfernt wird. Wenn der Katheter neben anderen Schweinen untergebracht ist, ist eine Barriere zu platzieren, um zu verhindern, dass der Katheter zwischen dem Käfig zerkaut wird.
- Überwachen Sie das Tier während der unmittelbaren postoperativen Phase mindestens täglich auf Anzeichen von Schmerzen, Infektionen und Heilung. Atemfrequenz, Herzfrequenz, Temperatur, Energie, Appetit und Wasserverbrauch sind gute Gesundheitsindikatoren in dieser Zeit. Verabreichen Sie zusätzliche Dosen eines Analgetikums (z. B. 0,12 mg/kg Buprenorphin-Retard-LAB alle 48 Stunden), wenn Anzeichen von Schmerzen auftreten. Führen Sie täglich eine Katheterwartung (Schritt 10) und eine visuelle Inspektion der Operationsstelle durch, beginnend am postoperativen Tag (POD) 1.
HINWEIS: Forscher, die sich für diese Hickman-Kathetereinführungstechnik entscheiden, können dieses Verfahren mit multimodaler Analgesie modifizieren. NSAIDs können jedoch die Studienergebnisse in Abhängigkeit von anderen Elementen des Versuchsdesigns verändern. Dies sollte vor der Planung des Analgesie-Regimes berücksichtigt werden. - Sobald die Operationsstelle des Katheters verheilt ist, führen Sie Wartungskontrollen am Tier durch: Führen Sie wöchentliche Körpergewichtsmessungen durch und führen Sie visuelle Kontrollen während der täglichen Katheterwartung durch. Konsultieren Sie einen Tierarzt, wenn Anzeichen einer Infektion, wie z. B. verminderter Appetit oder verminderte Energie, auftreten. Wenn ein großes Blutbild erforderlich ist, entnehmen Sie Blut von der roten Linie.
HINWEIS: Eine Leukozytose, die durch eine Neutrophilie gekennzeichnet ist, wird häufig bei Tieren mit Infektion beobachtet.
10. Wartung des Katheters
- Bezeichnen Sie die breitere rote Linie ausschließlich für Blutentnahmen und die schmalere weiße Linie ausschließlich für die Verabreichung von Medikamenten. Fassen Sie den Katheter immer mit behandschuhten Händen an.
HINWEIS: Diese Rollen können je nach Studiendesign unterschiedlich sein. - Spülen Sie die rote Linie (ausgewiesene Blutentnahme) täglich, um die Durchgängigkeit zu beurteilen und die Gerinnung wie folgt zu verhindern:
- Verwenden Sie die aseptische Technik: Wischen Sie die Clave und die Spritzenspitze zwischen jedem Schritt mit einem Alkoholpad ab. Wenn die Clave oder Spritze unsteril wird, ersetzen Sie das kontaminierte Material, bevor Sie fortfahren.
- Spülen Sie 1 ml 0,9%ige Kochsalzlösung in die Leitung. Vergewissern Sie sich, dass die Flüssigkeit ohne übermäßige Kraft gespült werden kann, um zu verhindern, dass Gerinnsel aus der Leitung in das Tier gedrückt werden.
- Ziehen Sie 2 ml Flüssigkeit zurück. Bestätigen Sie die Durchgängigkeit der Linie, indem Sie beobachten, dass es sich bei der zurückgezogenen Flüssigkeit um dunkelrotes Blut handelt.
- Wenn eine Blutentnahme erforderlich ist, setzen Sie eine leere Spritze auf, um die entsprechende Menge Blut zu entnehmen.
HINWEIS: Wenn überschüssiges Blut entnommen wird, kann das Blut dem Tier zurückgegeben werden, indem es durch die Leitung zurückgedrückt wird, um den Blutverlust zu verringern. Dies sollte nur erfolgen, wenn die Spritze mit Blut weiterhin aseptisch gehandhabt wird. Geben Sie kontaminiertes Blut nicht zurück in die Mittelleitung. - Spülen Sie die Leitung mit 5 ml 100 USP/ml heparinisierter Kochsalzlösung oder einer Menge, die zum Spülen der gesamten Leitung erforderlich ist. Klemmen Sie die Leine ein. Legen Sie die Schnur wieder in den Schutzbeutel und achten Sie darauf, dass die Schnur nicht geknickt oder verknotet wird.
- Spülen Sie die weiße Linie (entworfene Medikamentenverabreichung) täglich, um die Durchgängigkeit zu beurteilen und die Gerinnung wie folgt zu verhindern:
- Verwenden Sie die aseptische Technik: Wischen Sie die Clave und die Spritzenspitze zwischen den einzelnen Schritten mit einem Alkoholpad ab. Wenn die Clave oder Spritze unsteril wird, ersetzen Sie das kontaminierte Material, bevor Sie fortfahren.
- Spülen Sie 1 ml 0,9%ige Kochsalzlösung in die Leitung. Vergewissern Sie sich, dass die Flüssigkeit ohne übermäßige Kraft gespült werden kann, um zu verhindern, dass Gerinnsel aus der Leitung in das Tier gedrückt werden.
- Verabreichen Sie Medikamente mit dieser Linie in einer medikamentenspezifischen Geschwindigkeit und Verdünnung. Spülen Sie den Schlauch mit 1-3 ml 0,9%iger Kochsalzlösung zwischen den Medikamenten.
- Spülen Sie die Leitung mit 5 ml 100 USP/ml heparinisierter Kochsalzlösung oder einer Menge, die zum Spülen der gesamten Leitung erforderlich ist. Klemmen Sie die Leine ein. Legen Sie die Schnur wieder in den Schutzbeutel und achten Sie darauf, dass die Schnur nicht geknickt oder verknotet wird.
- Überprüfen Sie die Claves täglich auf Anzeichen von Funktionsstörungen, Brüchen oder offensichtlicher Kontamination mit Blut, Nahrung oder Kot. Wenn ja, tauschen Sie die Clave sofort aus. Kontrollieren Sie den Hickman-Beutel und den Schutzkragen täglich visuell, um sicherzustellen, dass die in den Schritten 8.2 und 8.3 platzierten Nähte intakt bleiben.
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Representative Results
Über 100 Schweine wurden in unserem Labor erfolgreich HC eingebracht. Der HC kann in weniger als 1 Stunde mit einem Chirurgen, Assistenten, Zirkulator und Anästhesisten sicher und korrekt platziert und gesichert werden. Die Herstellung des Katheterbeutels dauert etwa 15-20 Minuten. Die Technik ist unkompliziert und leicht zu erlernen und wurde von Tierärzten, chirurgischen Assistenzärzten und Medizinstudenten unter Anleitung durchgeführt.
HCs sind bis zu 8 Monate lang ohne Komplikationen oder Revisionen an Ort und Stelle geblieben. In einer kürzlich durchgeführten repräsentativen Kohorte von 32 Schweinen mit Endpunkten zwischen 8 und 132 Tagen blieben 78,13 % der HCs bis zum experimentellen Endpunkt patentgeschützt (Abbildung 11). Von den Schweinen, die klinische Indikationen aufwiesen, die eine Euthanasie und diagnostische Obduktion erforderten, wurde der HC mit korrekter Platzierung im IJV ohne Thromben, Trümmer oder Anzeichen einer Infektion dokumentiert. Die Komplikationsraten, die eine Intervention erforderten, waren bescheiden: 9,38 % der HCs mussten innerhalb von 30 Tagen entfernt oder ersetzt werden, und 12,5 % mussten innerhalb von 30 Tagen entfernt oder ersetzt werden. Darüber hinaus waren bei 9,38 % der HCs unter Sedierung kleine Reparaturen am ursprünglichen HC erforderlich (Abbildung 11). Die Gründe für die Linienkompromittierung wurden nicht immer aufgeklärt, aber die Ätiologien umfassten Verschiebungen, Punktionen und interne Blockaden (Tabelle 1). Die rechtzeitige Reparatur und der Austausch von Leitungen haben eine 100%ige Funktionserfolgsrate ohne signifikante Beeinträchtigung der Studiendatenerfassung gezeigt. Bei Verdacht auf eine Zentrallinieninfektion wurden die Schweine ohne weitere Komplikationen umgehend und angemessen medizinisch behandelt. Es gab keine HC-bedingte Mortalität bei Schweinen.
Abbildung 1: Tier in ventraler Liegeposition. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Ventraler Schnitt durch Haut und Platysma zur Freilegung der Vena jugularis interna. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Zugang zur Vena jugularis interna . (A) Inzision des Platysmas mit Freilegung des Sternocleidomastoideus. (B) Vena jugularis interna medial des Sternocleidomastoideus und lateral des Sternohyoideus. (C) Beschichtete und geflochtene, nicht resorbierbare Nahtbänder werden an den kaudalen und kranialen Enden des isolierten Teils des IJV positioniert. (D) Nasse Gaze wird in den Einschnitt eingebracht, um das Gefäß zu schützen und die Positionierung des beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtmaterials aufrechtzuerhalten, während das Schwein neu positioniert wird. Abkürzungen: SCM = Sternocleidomastoideus; IJV = Vena jugularis interna; SH = Sternohyoid. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Das Tier befindet sich in seitlicher Neigung, um den Zugang sowohl zur dorsalen Katheteraustrittsstelle als auch zum ventralen Schnitt zu ermöglichen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Dorsale Punktion durch die Haut, die als Katheteraustrittsstelle dient. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Platzierung des Katheters . (A) Punktion der Haut an der Katheteraustrittsstelle am dorsolateralen Hals ipsilateral zum Ziel-IJV. (B) Katheter, der seitlich des IJV in die Operationsstelle eintritt. (C) Einführen des Katheters in das distale Ende des IJV mit Hilfe eines Venenpicks. (D) Die Vene wird distal um den Katheter herum befestigt und das proximale Segment wird mit einem beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtband verschlossen. (E) Verschluss des Platysmas. (F) Verschluss der Haut. Abkürzung: IJV = Vena jugularis interna. Bemerkenswert ist, dass tiefe dorsale Nähte, die aus Sicherheitsgründen großflächig verknotet sind, durch den Verschluss ragen können; Dies sollte die Wundheilung nicht beeinträchtigen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 7: Laterale Röntgenaufnahme der Hickman-Katheterplatzierung . Der Pfeil zeigt die korrekte Position über dem rechten Vorhof an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 8: Fixierung des Katheters und des Verbandskragens . (A) Der Katheter wird zwischen Schichten von 1 im medizinischen Klebeband und an der Gabel, an der sich die beiden Lumen teilen, eingeklemmt. (B) Die Watterolle wird um den Hals gewickelt, abwechselnd kranial und kaudal zu den Lumen. (C) Die elastische Klebebinde wird um den Hals gewickelt und mit Schlitzen versehen, um die Lumen mittig zu fixieren. (D) Die beiden Lumen werden durch das Loch im Katheterbeutel gefädelt und der Beutel wird an der elastischen Klebebinde befestigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 9: Katheterbeutel . (A) Oberseite des Beutels. (B) Die obere Klappe (Klappe 3) wurde angehoben, um die mittlere Klappe (Klappe 2) zu zeigen. Der tiefe Teil der Tasche zeigt die Schnittkante der Klappe 2. (C) Boden des Beutels mit einem Loch in der unteren Klappe (Klappe 1), um Klappe 2 freizulegen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 10: Aufbau und Montage des Katheterbeutels . (A) Ein langer Streifen elastischen Klebebandes wird gefaltet, um drei gleich lange Klappen mit einem losen Rest zu bilden. (B) Der Schwanz wird über das Ende des Beutels gefaltet, um die freiliegenden klebrigen Falten zu sichern. (C) Mit dem Schwanz oben sind die Klappen von oben nach unten von 1-3 nummeriert. Ein Streifen der langen Kante der mittleren Klappe (Klappe 2) wird zu einer Innentasche abgeschnitten. (D) Nähte werden verwendet, um die Lappen entsprechend der Anzahl und Nahtpositionen um den Beutel herum zu verbinden. (E) In der Mitte von Klappe 3 wird ein Loch geschnitten. (F) Oberseite des Beutels. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 11: Hickman-Katheter-Ergebnisse bei Schweinen. N = 32. Die experimentellen Endpunkte lagen zwischen 8 und 132 Tagen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Tabelle 1: Hickman-Katheter-Ergebnisse und Komplikationen bei Schweinen. Abkürzung: HC = Hickman-Katheter. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
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Discussion
Während ZVKs in der Großtierforschung ein Spektrum von Funktionen erfüllen, fehlt in der aktuellen Literatur ein Konsensansatz für eine sichere und nachhaltige Anwendung in Langzeitstudien über 30 Tage. Das schrittweise Verfahren dieses Protokolls für die HC-Einführung, Hautsicherung und Aufbewahrung in einem handgefertigten Beutel wurde zur Qualitätsverbesserung erheblich angepasst. Als solches stellt dieses Protokoll eine Technik für die HC-Anwendung dar, die einen effizienten und effektiven intravenösen Zugang ermöglicht und gleichzeitig das Wohlergehen der Tiere gewährleistet und Komplikationen minimiert.
Klinische und Forschungsanwendungen dieses Protokolls
Schweine werden in vielen Bereichen der biomedizinischen Forschung eingesetzt, und ihre Verwendung als präklinische Modelle hat seit den frühen 1980er Jahren dramatisch zugenommen18. Bemerkenswert ist, dass viele anatomische und physiologische Merkmale von Schweinen dem Menschen sehr ähnlich sind, was sie zu einem geeigneten Modell für viele Krankheiten und zu einer vorherrschenden Labortierart für chirurgische und interventionelle Protokolle macht19. Das Herz-Kreislauf-, Integumentär-, Harn-, Verdauungs- und Nierensystem sind aufgrund der vergleichenden Überschneidungen mit dem Menschen die häufigsten Modelle bei Schweinen. Schweine sind eines der primären Modelle für die chirurgische Ausbildung in laparoskopischen und endoskopischen Techniken, Organtransplantation, Toxikologie, Pharmazie und der Bewertung biomedizinischer Geräte 18,20,21,22. Die Vielseitigkeit des HC macht ihn zu einem unschätzbaren Werkzeug in diesen klinischen und Forschungsumgebungen. Sie ermöglichen einen zuverlässigen Zugang zu seriellen Blutuntersuchungen und sind ein effizientes Mittel zur intravenösen Verabreichung von Flüssigkeit und Medikamenten4, wodurch Mehrfachsedierungen vermieden werden, die Störvariablen in Studien einführen und die Gesundheit der Probanden beeinträchtigen können. Mehrere Studien haben auch ihren Nutzen bei der regelmäßigen Überwachung der Arzneimittelspiegel im Blut gezeigt, wie z. B. Tacrolimus-Werte in Immunsuppressionsprotokollen23. Einige der Schweine, die in diesem Protokoll enthalten sind, hatten HCs zur Überwachung des immunsuppressiven Arzneimittelspiegels und zur intravenösen Verabreichung von immunsuppressiven und/oder immunmodulatorischen Medikamenten bei Schweinen, die sich einer vaskularisierten Komposit-Allotransplantation (VCA) unterzogen, einschließlich eines heterotopen Hintergliedmaßentransplantationsmodells24, eines Schweinehemifgesichtstransplantat-Dissektions- und Transplantationsmodells und eines renalen Autotransplantationsmodells.
Kritische Schritte im Protokoll
Eine angemessene Leinenlänge und eine zuverlässige Schnurpflege sind unerlässlich, um die Lebensdauer des HC zu verlängern. Der Katheter muss dort durchtrennt werden, wo er ein Drittel der Länge des Brustbeins erreicht (Protokollschritt 7.4), da kürzere Leitungen die Gefahr einer Verschiebung und längere Leitungen die Gefahr bergen, gegen die Gefäßwand zu stoßen. Um die Durchgängigkeit zu erhalten und Verstopfungen zu vermeiden, müssen beide Leitungen täglich mit normaler und heparinisierter Kochsalzlösung gespült werden (Protokollschritte 9.2-9.3). Die Linien sollten auch vor jedem Gebrauch systematisch farblich gekennzeichnet werden, um zu vermeiden, dass die Rollen der roten (Blutentnahme) und weißen (Medikamentenverabreichung) Linien vertauscht werden, um Schäden zu vermeiden. Zum Beispiel kann ein hoher Unterdruck während der Blutentnahme die weiße Linie kollabieren lassen und eine Gerinnung verursachen, während die Verabreichung eines Arzneimittels durch die rote Linie dazu führen kann, dass das Medikament in der Linie oder in der Klave verbleibt, wodurch der gemessene Arzneimittelgehalt des entnommenen Blutes künstlich erhöht wird. Trotz der in diesem Manuskript beschriebenen sicheren Verbandstechnik sind Schweine gelegentlich in der Lage, sich Zugang zu den Leinen zu verschaffen und mechanische Schäden wie Kauen oder Kratzen zu verursachen. Wenn eine der Leinen unbrauchbar wird, sollte die dysfunktionale Leine sicher verschlossen werden, indem ein Doppelknoten in die Leine nach der Gabel gebunden wird (um den Zugang zur verbleibenden Patentleine zu behalten), um eine versehentliche Verwendung oder ein Lösen der Blockade in den Kreislauf zu verhindern. Die verbleibende Patentleitung kann verwendet werden, um beide Leitungsrollen vorübergehend zu erfüllen, aber die defekte Leitung sollte so schnell wie möglich über ein Hickman-Reparaturset ersetzt werden. Es ist auch wichtig, die Leinen zu schützen, indem sie nach jedem Gebrauch sicher in der Tasche aufbewahrt werden (Protokollschritt 8.3.5). Um eine ordnungsgemäße Fixierung des Beutels zu gewährleisten, muss das Halsband sowohl am kranialen als auch am kaudalen Ende an der Haut befestigt werden (Protokollschritt 8.3.4) und der Beutel an jeder Kante am Halsband befestigt werden (Protokollschritt 8.3.8). Gerissene Nähte sollten zügig ersetzt werden.
Herausforderungen und Lösungen für Protokolle
Zu den HC-bedingten Komplikationen gehören Migration, Verdrängung und Infektion der Zentralleitung. Wenn der Verdacht besteht, dass die innere Spitze des Katheters distal gewandert ist, um gegen die rechte Vorhofwand zu drücken, können einfache Röntgenaufnahmen helfen, die Katheterspitze zu lokalisieren. Diese Komplikation wird durch Entfernung und Ersatz des HC mit dem kontralateralen IJV behandelt. Bei Schweinen, bei denen HCs gemäß diesem Protokoll eingesetzt wurden, hat die Anwendung des kontralateralen IJV zu keinen Komplikationen im Zusammenhang mit der Tiergesundheit oder den Forschungsergebnissen geführt. Dies ist wahrscheinlich darauf zurückzuführen, dass Schweine über ein robustes intrakranielles und fazialvenöses Netzwerk verfügen, das eine Drainage des Kopfes über bilaterale Venen externa jugularis ermöglicht, während die IJV einen vergleichsweise geringen Beitrag zur Kopfdrainage leistet25,26. In anderen Fällen, in denen der HC aufgrund einer Lockerung des Katheters oder der Kragenbefestigung an der Haut aus seiner chirurgischen Position verschoben wird, sollten gebrochene Nähte sofort ersetzt werden. Wenn die subkutane Manschette aus der Haut austritt, sollte der HC ausgetauscht werden. In Bezug auf die Zentrallinieninfektion können Anzeichen und Symptome bei Schweinen Lethargie, neu auftretender Husten, verminderter Appetit, Pyrexie, Leukozytose und erhöhte oder nicht erhabene Petechien sein. Alle Anzeichen einer Infektion sollten sofort mit Antibiotika unter Anleitung eines Tierarztes behandelt werden, und die Kultur von Abszessflüssigkeit sollte in Betracht gezogen werden, wenn das Tier eine Immunsuppressionsbehandlung erhält. Das Risiko einer Infektion des zentralen Zugangs wird durch die Herstellung sicherer Katheterbeutel, die regelmäßige Desinfektion und Spülung der Leitungen, die Anwendung steriler Praktiken und die Wachsamkeit bei der Identifizierung subtiler oder früher Anzeichen einer HC-Dysfunktion reduziert. Dazu gehören undichte Leitungen, Blasen während der Blutentnahme und zunehmende Schwierigkeiten beim Spülen von Leitungen.
Vergleich mit anderen ZVK-Protokollen beim Schwein
Perkutane Methoden zur Erlangung eines zentralvenösen Zugangs in die Vena jugularis externa (EJV) über tastbare Landmarken wurden beschrieben. Dies bietet den Vorteil einer Verringerung der Weichteilverletzung und der postoperativen Schmerzen, kann jedoch zu Komplikationen wie einer unbeabsichtigten Punktion der Halsschlagader und der Bildung von Hämatomen führen27. Im Gegensatz zu perkutanen Modalitäten ermöglicht das in diesem Manuskript beschriebene Protokoll eine direkte Visualisierung der Zielstrukturen, was dazu beitragen kann, Schäden an nahegelegenen Geweben zu reduzieren. Darüber hinaus wurde zwar über offene Verfahren zur Kanülierung des EJV berichtet28, der Zugang zu tieferen Strukturen wie dem IJV und detaillierte Anleitungen zur Platzierung und Fehlerbehebung sind jedoch begrenzt. Eine andere Studie verwendete einen ähnlichen Ansatz eines paratrachealen Schnitts, um Zugang zum Rumpf jugularis zu erhalten, verwendete jedoch stattdessen eine laparoskopische Absaugvorrichtung, um einen subkutanen Tunnel zu schaffen, um den HC zu passieren, und schützte den äußeren Abschnitt mit einem angepassten Mantel29. Die Ergebnisse dieser Studie zeigten eine höhere Infektionsrate und thromboembolische Komplikationen bei Schweinen mit getunnelten HCs im Vergleich zu einer anderen Gruppe mit einem subkutanen Gefäßzugang. Während die Ursache dieser Komplikationen wahrscheinlich multifaktoriell ist, hat das in diesem Manuskript beschriebene Protokoll nur wenige infektiöse Komplikationen gezeigt und hilft, mögliche Ursachen zu mildern, indem der externe Katheter an mehreren Punkten befestigt, ein mehrschichtiger Kragen erstellt und ein Katheterbeutel zum Schutz der Leitung verwendet wird.
Begrenzungen
Diese Studie weist einige Einschränkungen auf. Während die Verwendung von drei verschiedenen Schweinestämmen den Erfolg des HC-Verfahrens in einer heterogenen Kohorte zeigt, weisen Schweine eine geringe anatomische Variabilität und niedrige Raten anomaler Gefäßsystemeauf 19. Daher bot die Verwendung des Sternocleidomastoideus und des Sternums als chirurgische Orientierungspunkte eine konsistente Technik für die Inzision bzw. die Katheterlänge. Die Entwicklung eines optimierten Ansatzes für die HC-Platzierung, Hautsicherung und schützende Lagerung erfolgte über mehrere Jahre parallel zu protokollbasierten Studien an Schweinen. Als Reaktion auf die Beobachtung von Tieren und die kreative Fehlerbehebung wurden sequentielle Änderungen vorgenommen. Daher wurde kein detaillierter Bericht über fehlgeschlagene Änderungen oder das Verfahren, mit dem die vorgeschlagene Technik eingeführt wurde, aufgenommen. Darüber hinaus umfasst die Datenanalyse keine Kontrollvergleichsgruppe, wie z. B. Schweine, die sich einer Venenpunktion unter Sedierung unterzogen haben. Darüber hinaus erfordert diese Technik, wie bei jedem Eingriff, chirurgische Erfahrung, Übung und eine angemessene Ausbildung von weniger erfahrenen Teammitgliedern. Auch bei der Montage des Katheterbeutels kann es zu Benutzerfehlern kommen. Es sind detaillierte Diagramme enthalten, die diese Technik effektiv veranschaulichen sollen. Da diese Technik prophylaktische Antibiotika beinhaltet, ist sie möglicherweise nicht für Studien geeignet, die durch die Verabreichung von Antibiotika beeinträchtigt würden. Schließlich ist dieser Ansatz für die HC-Platzierung und die Ergebnisse auf die Anwendung bei Schweinen beschränkt. Diese Technik zeigt möglicherweise nicht die gleiche Wirksamkeit bei anderen großen Tieren mit unterschiedlicher Anatomie. Während HCs bereits bei anderen Spezies eingesetzt wurden, sind weitere Forschungen erforderlich, um diese Technik auf andere Tiere zu übertragen.
Schlüsse
Der HC ist eine wirksame Methode zur regelmäßigen Blutüberwachung und intravenösen Verabreichung von Medikamenten bei Schweinen. Diese Studie beschreibt unsere Best Practices für das Einführen von HC, die Hautsicherung und den dauerhaften Schutz, der HC-bedingte Komplikationen und Beschwerden bei Tieren minimiert. Durch jahrelange Technikmodifikation und Fehlerbehebung beschreibt dieses Protokoll einen optimierten Ansatz für den Einsatz von HC bei Schweinen mit hoher Reproduzierbarkeit und minimalen Komplikationen. Schließlich wird eine Anleitung zur Vorbeugung und Lösung von Problemen angeboten, die während der Lebensdauer des HC auftreten können.
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Disclosures
Keiner der Autoren hat ein finanzielles Interesse an den in diesem Manuskript erwähnten Produkten, Geräten oder Medikamenten.
Acknowledgments
Wir möchten uns für die Unterstützung der Armee, der Navy NIH, der Air Force, der VA und des Gesundheitsministeriums in Bezug auf die AFIRM II-Bemühungen im Rahmen der Auszeichnungen CTA05: W81XWH-13-2-0052 und CTA06: W81XWH-13-2-0053 bedanken. Die U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, ist das Vergabe- und Verwaltungsbüro. Meinungen, Interpretationen, Schlussfolgerungen und Empfehlungen sind die des Autors und werden nicht notwendigerweise vom Verteidigungsministerium gebilligt. Darüber hinaus möchten wir uns für die Unterstützung durch die vom US-Verteidigungsministerium vom Kongress geleiteten medizinischen Forschungsprogramme (CDMRP) und das Reconstructive Transplantation Research Program (RTRP) durch die Auszeichnungen W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 und W81XWH18-1-0795 bedanken. Wir möchten uns auch bei der Abteilung für Plastische und Rekonstruktive Chirurgie und der Johns Hopkins University School of Medicine bedanken. Darüber hinaus möchten wir uns bei dem gesamten tierärztlichen Personal bedanken, darunter Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky und Victoria Manahan.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M.
- Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M.
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C.
- Svendsen, O.
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
