Summary
Viene descritto un approccio affidabile e riproducibile per l'inserimento e la manutenzione di un catetere Hickman tunnelizzato per l'accesso vascolare a lungo termine nei suini. Il posizionamento di un catetere venoso centrale consente un comodo prelievo giornaliero di sangue intero da animali svegli e la somministrazione endovenosa di farmaci e fluidi.
Abstract
I cateteri venosi centrali (CVC) sono dispositivi preziosi nella ricerca sugli animali di grandi dimensioni in quanto facilitano un'ampia gamma di applicazioni mediche, tra cui il monitoraggio del sangue e la somministrazione affidabile di liquidi e farmaci per via endovenosa. In particolare, il catetere Hickman multi-lume tunnelizzato (HC) è comunemente usato nei modelli di suini a causa dei suoi minori tassi di estricazione e complicanze. Nonostante il minor numero di complicanze rispetto ad altri CVC, la morbilità correlata all'HC rappresenta una sfida significativa, in quanto può ritardare significativamente o comunque avere un impatto negativo sugli studi in corso. Il corretto inserimento e mantenimento degli HC è fondamentale per prevenire queste complicanze, ma non c'è consenso sulle migliori pratiche. Lo scopo di questo protocollo è quello di descrivere in modo esaustivo un approccio per l'inserimento e il mantenimento di un HC tunnelizzato nei suini che mitighi le complicanze e la morbilità correlate all'HC. L'uso di queste tecniche nei suini >100 ha portato a linee di perplessità senza complicanze fino a 8 mesi e nessuna mortalità correlata al catetere o infezione del sito chirurgico ventrale. Questo protocollo offre un metodo per ottimizzare la durata dell'HC e una guida per affrontare i problemi durante l'uso.
Introduction
Il ruolo indispensabile dei cateteri venosi centrali (CVC) nella cura del paziente è dovuto alla loro praticità, al profilo di sicurezza favorevole e alla versatilità1. Le funzioni di un CVC includono un accesso affidabile per la nutrizione parenterale totale, il trapianto di cellule staminali ematopoietiche, la plasmaferesi/aferesi e la somministrazione efficiente di liquidi, sangue o co-farmaci2. In medicina veterinaria, i CVC riducono al minimo il disagio degli animali attraverso la rapida diluizione di farmaci irritanti e il prelievo di sangue senza ripetute punture vene3. Nonostante le loro ampie applicazioni, l'uso dei CVC nella ricerca su animali di grandi dimensioni presenta ancora diverse sfide considerevoli4.
Il posizionamento percutaneo di CVC tramite un filo guida o un catetere introduttore può essere difficile per i ricercatori non veterinari, in particolare negli animali con strutture venose profonde5. Una tecnica di installazione CVC impropria può comportare il posizionamento involontario in strutture vicine, rendendo necessario il posizionamento ecoguidato o una radiografia post-procedura del posizionamento6. Tuttavia, rispetto alle sale operatorie umane, gli ultrasuoni non sono prontamente disponibili in molti grandi laboratori di ricerca sugli animali. Inoltre, l'uso a lungo termine di cateteri a permanenza può causare l'attorcigliamento della linea, la puntura, l'infezione o l'estricazione da parte degli animali, con la possibile interruzione del trattamento tempestivo, del monitoraggio clinico e dei risultati della ricerca 4,7. La sostituzione del CVC richiede risorse aggiuntive, tra cui l'approvvigionamento di materiali, la programmazione chirurgica, il tempo di digiuno e l'accesso radiografico. Le complicazioni legate al CVC possono quindi creare ostacoli tecnici e finanziari significativi o un'interruzione della ricerca traslazionale produttiva, in particolare nei suini. La contaminazione da cibo o feci, graffi contro le pareti della gabbia e calci nei siti di irritazione possono compromettere un CVC e il rischio di complicanze correlate al CVC è amplificato dall'uso a lungo termine. Pertanto, la manutenzione sicura e semplice di un CVC nei suini richiede un'attenta considerazione della scelta, del posizionamento, della messa in sicurezza, della protezione, dell'igiene e della sorveglianza del CVC.
Il catetere di Hickman (HC) utilizzato in questo protocollo è un CVC tunnelizzato con un bracciale in poliestere e da uno a tre lumen, comunemente utilizzato per l'accesso endovenoso a lungo termine nell'uomo e negli animali 1,4,8,9. L'approccio con catetere tunnelizzato è stato associato a tassi di complicanze e costi di manutenzione inferiori rispetto alle variazioni non tunnellizzate10,11,12. Il bracciale riduce l'estricazione dell'HC incorporandosi nei tessuti sottocutanei che circondano il sito di uscita della pelle. Il design multi-lumen consente inoltre di separare la somministrazione dei farmaci e i prelievi di sangue, riducendo così al minimo la contaminazione e l'imprecisione del campione di sangue. Nonostante ciò, l'uso dell'HC non è privo di sfide, le più comuni delle quali includono fratture, migrazioni, occlusioni e infezioni13,14,15,16. La corretta installazione e manutenzione di un HC sono quindi competenze indispensabili quando vengono utilizzate nella ricerca traslazionale. Tuttavia, la letteratura attuale offre poche indicazioni sulle migliori pratiche per l'uso dell'HC nei suini durante le prove a lungo termine 5,6,17.
Lo scopo di questo studio è quello di delineare un approccio ottimizzato per l'inserimento dell'HC nella vena giugulare interna (IJV), il fissaggio della pelle e la protezione duratura che riduce al minimo le complicanze e il disagio a lungo termine correlati al catetere nei suini. È inclusa una discussione delle considerazioni importanti per l'uso dell'HC, delle potenziali sfide che possono essere incontrate e delle modifiche che possono migliorare la qualità di questo approccio.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tutte le procedure sugli animali sono state condotte in conformità con un protocollo sugli animali approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Johns Hopkins University (IACUC). I ceppi di suini maschi e femmine sottoposti a posizionamento HC includono suini in miniatura provenienti dalla colonia suina del Massachusetts General Hospital (MGH), suini dello Yucatan e suini incrociati con lo Yorkshire provenienti da un venditore agricolo (20-40 kg). I suini avevano un'età compresa tra i 3 e i 10 mesi quando è stato collocato l'HC. L'HC può essere posizionato in qualsiasi momento rispetto alla procedura sperimentale dell'animale. Tuttavia, si consiglia di posizionarlo in anticipo per consentire la raccolta dei valori ematici basali. Si raccomanda inoltre di dare ai suini un periodo di acclimatazione di almeno 1 settimana prima di sottoporsi a qualsiasi manipolazione sperimentale.
1. Pianificazione preoperatoria
- Prima dell'intervento chirurgico, chiedi a un veterinario di eseguire un'approfondita valutazione clinica di tutti gli animali.
- Digiunare gli animali (senza cibo solido) almeno 12 ore prima della procedura. Fornire acqua ad libitum in ogni momento. Pesare gli animali per la somministrazione controllata del farmaco.
- Il giorno dell'intervento, sedare gli animali con ketamina (20-30 mg/kg) e xilazina (2-3 mg/kg per via intramuscolare [IM]) miscelati in un'unica siringa. Se necessario, somministrare lentamente agenti sedativi (ketamina e xilazina) per via endovenosa [IV]. Utilizzare un unguento oftalmico sterile sugli occhi per prevenire l'essiccazione durante l'anestesia.
- Posizionare un catetere endovenoso in una vena marginale dell'orecchio e somministrare liquido di mantenimento a 5-10 mL/(kg∙h) di soluzione salina allo 0,9% o di soluzione di ringer lattati (LRS) durante la procedura.
- Quando l'animale è in decubito dorsale, posizionare un tubo endotracheale di dimensioni adeguate, collegarlo alla macchina per anestesia e posizionare sulla mano la ventilazione (mantenuta con isoflurano allo 0,5-3% con 1-2 L O2/min).
- somministrare analgesia preventiva (0,02 mg/kg di buprenorfina EV); Somministrare dosi aggiuntive di buprenorfina intraoperatoria, se necessario. Somministrare antibiotici profilattici (20-22 mg/kg di cefazolina EV) 10 minuti prima dell'inizio dell'intervento chirurgico e di nuovo ogni 90 minuti intraoperatoriamente. Somministrare protonix (0,5-1,0 mg/kg EV) e citrato maropitant (1 mg/kg EV) una volta prima dell'inizio dell'intervento.
- Radere il collo ventrale e dorsale, che servirà come sito per il posizionamento del catetere venoso centrale. Eseguire la preparazione preliminare dell'area chirurgica utilizzando lo scrub alla clorexidina.
- Verificare che il suino si trovi all'interno di un piano appropriato di anestetico chirurgico. Valutare la profondità dell'anestetico testando il tono palpebrale e mascellare. Se necessario, aumentare l'anestetico inalante o somministrare lentamente agenti sedativi aggiuntivi (come la ketamina) per via endovenosa.
- Trasferire i suini sul tavolo operatorio.
2. Monitoraggio intraoperatorio
- Durante l'anestesia di mantenimento, monitorare continuamente la frequenza cardiaca e l'elettrocardiografia, la pressione arteriosa non invasiva, la pulsossimetria, la capnografia e la temperatura esofagea o rettale, registrando almeno ogni 15 minuti.
- Monitorare la pressione sanguigna in modo non invasivo tramite un bracciale per la pressione sanguigna su un'estremità o sulla coda.
- Utilizzare un ventilatore per regolare in modo più accurato la respirazione e la somministrazione di anestesia inalatoria. Per i parametri del ventilatore, assicurarsi che il volume corrente sia compreso tra 5 e 10 ml/kg. Regolare la frequenza respiratoria durante la procedura in risposta alla profondità dell'anestetico dell'animale; impostare il limite di pressione massima a 20 mmHg.
- Utilizzare una coperta o un cuscinetto ad aria calda a temperatura regolata durante l'operazione per prevenire l'ipotermia.
3. Preparazione chirurgica
- Designare almeno due persone sterili (chirurgo e assistente) e almeno due persone non sterili (circolatore e anestesista).
- In anestesia generale, posizionare il suino in decubito ventrale sul tavolo operatorio con le gambe fissate per la stabilizzazione (Figura 1).
- Preparare asetticamente il campo operatorio con tre scrub alternati di clorexidina ed etanolo al 70%, seguiti da uno ionoforo sulla superficie della pelle per un tempo minimo di contatto di 10 min. Eseguire una preparazione sterile delle seguenti due aree:
- Sul lato ventrale, si estendono dall'angolo della mandibola al centro dello sterno e si estendono bilateralmente fino al bordo laterale dello sternocleidomastoideo. Posizionare asciugamani sterili lungo i bordi dell'area preparata in modo sterile.
- Sul lato dorsale, preparare il collo dorsolaterale omolaterale all'IJV bersaglio. Posizionare asciugamani sterili sotto il collo dorsale e sopra il campo dorsale per mantenere la sterilità mentre si lavora nel campo ventrale.
- Metti un telo sterile sui maiali. Taglia un'area rettangolare nel telo per esporre il campo ventrale.
- Su un tavolo separato drappeggiato sterile, collegare l'HC a doppio lume a un lungo introduttore.
- Avvitare le clave sugli adattatori luer lock all'estremità di ciascuna linea di lumen (largo: rosso; stretto: bianco). Sciacquare le linee rosse e bianche con 10 ml di soluzione fisiologica allo 0,9%. Quindi, clamp entrambe le linee.
4. Identificazione e preparazione della vena giugulare interna
- Nel campo ventrale, praticare un'incisione di 4 cm tra la trachea e il bordo mediale dello sternocleidomastoideo (Figura 2). Dividi il platisma e seziona il tessuto connettivo per rivelare l'IJV sul bordo laterale del muscolo sternocleidomastoideo.
- Isolare 3-4 cm dell'IJV dividendo i suoi rami con fascette di sutura non assorbibili rivestite e intrecciate 4-0. Sezionare circonferenzialmente lontano dal tessuto connettivo circostante. Creare due fascette di sutura non assorbibili rivestite e intrecciate per sospendere e stabilizzare l'IJV durante l'inserimento del catetere (Figura 3).
- All'estremità cranica dell'IJV, passare due volte una fascetta di sutura non assorbibile rivestita e intrecciata sotto il vaso per creare un anello intorno ad esso.
- All'estremità caudale dell'IJV, passare una fascetta di sutura non assorbibile rivestita e intrecciata una volta sotto il vaso per creare un'imbracatura.
- Rilasciare la trazione dalle fascette di sutura. Posizionare una garza sterile imbevuta di soluzione salina nel sito chirurgico per proteggere il vaso e mantenere la posizione del legame.
5. Preparazione del sito di uscita del catetere
- Riposizionare il suino tramite l'inclinazione laterale verso il lato non chirurgico per esporre il campo chirurgico dorsale omolaterale. Rifissare gli arti (Figura 4).
- Con un bisturi a lama #10, praticare una puntura di 0,5 cm nella pelle nel sito di uscita del catetere desiderato: 3 cm lateralmente alla colonna vertebrale e 5 cm caudale alla testa (Figura 5).
6. Introduzione e tunneling del catetere
- Nel campo ventrale, rimuovere la garza bagnata e identificare nuovamente il segmento IJV isolato. Scegliere un sito di ingresso target per introdurre il catetere per via sottocutanea. Assicurarsi che questo sia alla stessa profondità dell'IJV, più profondo dello sternocleidomastoideo e tra i due legami di sutura non assorbibili rivestiti e intrecciati (Figura 6).
NOTA: I modelli sottocuticolari devono avere nodi di sutura sepolti sotto la pelle. Poiché le suture dermiche profonde sono annodate più volte per garantire stabilità e manutenzione, a volte occupano uno spazio più ampio di quello desiderato e possono essere esposte attraverso la pelle. Questa piccola area di esposizione non è di grande interesse e la pelle dovrebbe guarire in modo appropriato nonostante questa piccola area di esposizione. - Posizionare la mano dominante nel campo chirurgico dorsale e la mano non dominante nel campo chirurgico ventrale. Tenere l'introduttore HC nel campo chirurgico dorsale. Sospendere la lunghezza rimanente del catetere nell'aria sopra il campo sterile.
- Inserire l'introduttore nel sito di puntura di uscita con la mano dominante, puntando la punta del dispositivo verso la mano non dominante nel campo ventrale.
- Spingere la punta dell'introduttore superficialmente e medialmente per incanalare il catetere attraverso il tessuto adiposo, sentendo l'emergere della punta con la mano non dominante. Una volta che la punta emerge nel sito di ingresso del bersaglio, tirare l'introduttore e il catetere attraverso il tunnel sottocutaneo fino a quando la cuffia della linea principale non si trova appena sotto la superficie della pelle nel campo dorsale.
- Tagliare l'introduttore dalla linea. Sostituire la garza bagnata nel sito chirurgico ventrale.
7. Inserimento del catetere
- Riposizionare i suini in posizione supina. Rifissare gli arti, sostituire i guanti sterili e rimuovere la garza dal sito chirurgico ventrale.
- Clamp le estremità delle fascette di sutura non riassorbibili rivestite craniche e caudali e intrecciate. Appoggiare i morsetti sui teli in modo che il segmento IJV sia leggermente sollevato.
- Tagliare l'estremità del catetere all'incirca alla lunghezza in cui arriverebbe fino a 1/3 della lunghezza dello sterno del suino.
NOTA: Ridurre al minimo la manipolazione della punta del catetere facendo transettare la punta con un unico taglio perpendicolare alla linea in modo da evitare la frammentazione o l'intasamento della linea. Una volta inserito, l'HC dovrebbe trovarsi all'interno della vena cava superiore, immediatamente craniale all'atrio destro (Figura 7). - Usando la pinza di Adson-Brown, afferrare il centro del segmento IJV isolato. Nello stesso punto, fai un taglio a metà del vaso con le forbici Metzenbaum curve.
- Tenendo il segmento IJV con la pinza di Adson-Brown, inserire il plettro venoso nel segmento caudale del vaso (Figura 6). Mantenendo la tensione sulla fascetta di sutura cranica, inserire e infilare l'estremità del catetere nel vaso caudalmente. Una volta che il catetere è completamente inserito, annodare una volta la fascetta di sutura caudale per fissare temporaneamente l'HC.
- Testare la pervietà di entrambe le linee al di fuori del campo sterile tramite prelievi di sangue e lavaggi utilizzando 3-5 ml di soluzione fisiologica normale allo 0,9% seguita da 5 ml di 100 unità USP/mL di soluzione fisiologica.
- Una volta confermata la pervietà, annodare la sutura caudale una o due volte di più per fissare il segmento distale IJV attorno al catetere endovenoso. Annodare la sutura cranica una volta per occludere il flusso sanguigno nel segmento IJV.
- Chiudere il sito chirurgico ventrale a strati: platisma suture semplici interrotte con una sutura riassorbibile intrecciata 3-0 e suture sottocuticolari con una sutura riassorbibile monofilamento 3-0.
8. Fissaggio del catetere
- Sganciare i suini e riposizionarli in decubito dorsale. Rifissare gli arti.
- Fissare l'HC alla pelle dell'animale in più di tre punti per evitare il distacco del catetere (Figura 8).
- Orientare l'HC in modo che formi una forma a "U".
- Identificare i punti: assicurarsi che il primo punto si trovi entro 2 cm dal sito di uscita, il secondo punto sia sopra la porzione biforcuta del catetere, dove le linee rosse e bianche divergono, e il terzo punto sia nella parte superiore della "U" tra i primi due punti.
- In ogni punto, posizionare un pezzo di ~3 cm di nastro medico da 1 pollice (in) sul catetere per creare un'ala su ciascun lato. Con una sutura in polipropilene sintetico, monofilamento e non assorbibile, fissare ogni ala alla pelle tramite un'unica semplice sutura interrotta. Nel secondo punto sopra la parte biforcuta, aggiungi una singola sutura interrotta attraverso lo spazio tra le due linee e assicurati che il nodo si trovi sopra il nastro per evitare irritazioni.
NOTA: A seconda delle dimensioni del sito di puntura del collo dorsale, è possibile posizionare una semplice sutura interrotta per ridurre le dimensioni e ridurre al minimo il rischio di spostamento involontario del catetere fuori dalla pelle. Assicurarsi che il bracciale intorno al catetere rimanga sottocutaneo. - Testare la pervietà di entrambe le linee bianche e rosse al di fuori del campo sterile tramite prelievi di sangue e lavaggi utilizzando 10 mL di soluzione fisiologica normale allo 0,9% e 10 mL di soluzione fisiologica eparinizzata.
- Crea un collare protettivo.
- Avvolgi 4 in un'imbottitura di cotone intorno al collo tre o quattro volte nel modo seguente:
- Partendo dal collo dorsale nell'angolo cranico sinistro, avvolgere diagonalmente verso l'angolo caudale destro, andando sopra o sotto le linee rosse e bianche. Avvolgi sotto il collo verso l'angolo caudale sinistro. Avvolgi diagonalmente verso l'angolo cranico destro, sopra o sotto le linee rosse e bianche, quindi avvolgi fino al punto di partenza nell'angolo cranico sinistro. Alternare andando sopra e sotto le linee rosse e bianche ad ogni avvolgimento successivo.
NOTA: Il collare deve coprire completamente i siti di attacco della pelle e la linea principale dell'HC. Solo le linee rosse e bianche dovrebbero essere lasciate fuori e accessibili.
- Partendo dal collo dorsale nell'angolo cranico sinistro, avvolgere diagonalmente verso l'angolo caudale destro, andando sopra o sotto le linee rosse e bianche. Avvolgi sotto il collo verso l'angolo caudale sinistro. Avvolgi diagonalmente verso l'angolo cranico destro, sopra o sotto le linee rosse e bianche, quindi avvolgi fino al punto di partenza nell'angolo cranico sinistro. Alternare andando sopra e sotto le linee rosse e bianche ad ogni avvolgimento successivo.
- Avvolgere 3 o 4 con nastro adesivo elastico intorno al collo tre o quattro volte allo stesso modo dell'imbottitura di cotone (passaggio 8.4.1). Se la benda copre le linee, crea una fessura nella benda per accoglierle.
NOTA: Fare attenzione a non avvolgere questo strato troppo stretto: un dito dovrebbe poter essere facilmente fatto scivolare sotto il collare protettivo circonferenzialmente. - Con una sutura in polipropilene sintetico, monofilamento, non assorbibile, suturare ogni angolo all'estremità della benda agli strati sottostanti per mantenerne la posizione.
- Con una sutura sintetica in polipropilene monofilamento non assorbibile, fissare il collare alla pelle legando una sutura a materasso orizzontale lateralmente alla colonna vertebrale sia all'estremità cranica che caudale. Assicurati che i nodi si trovino sopra la benda.
- Create una sacca per catetere per proteggere e conservare le linee rosse e bianche (Figura 9).
- Tagliare un pezzo di nastro adesivo elastico di ~100 cm di lunghezza e ~7,5 cm di larghezza.
- Misura un segmento di nastro di ~16 cm. Ripiega il nastro su se stesso in modo che i lati adesivi siano uno di fronte all'altro per creare un lembo di 16 cm con due strati di nastro adesivo. Con il nastro rimanente, ripetete questo processo altre due volte per creare tre lembi di uguale lunghezza a forma di "W" (Figura 10).
- Piega la coda rimanente del nastro adesivo sul bordo dei tre lembi. Con la coda orientata verso l'alto, numerare i lembi da 1 a 3 dall'alto verso il basso. Numerare i lati da 1 a 4, partendo dal bordo della coda e muovendosi in senso orario.
- Sul lato 4, rimuovere una scheggia nel senso della lunghezza dal lembo 2, escludendo 1 cm su entrambe le estremità. Assicurarsi che la larghezza del nastro sia di ~1 cm.
- Utilizzo di una sutura non assorbibile rivestita e intrecciata 0 per eseguire le suture correnti: cucire insieme i lembi 1 e 3 sul lato 4, i lembi 1, 2 e 3 insieme sul lato 3 e i lembi 1 e 2 insieme sul lato 2. Praticare un foro di 2 cm al centro del lembo 1.
- Con il lembo 1 rivolto verso il basso, allineare il foro con il punto in cui le linee escono dal colletto e orientare la sacca in modo che l'apertura sia caudale. Assicurati che la sacca si trovi sulla linea mediana o leggermente lateralmente al collo dorsale.
- Tirare le linee rosse e bianche attraverso il foro nel lembo 1. Assicurarsi che le linee siano piatte tra i lembi 1 e 2, con il lembo 3 rivolto verso l'alto (Figura 8).
- Utilizzando una sutura in polipropilene sintetico, monofilamento, non assorbibile, fissare la sacca al collare con una semplice sutura interrotta ad ogni angolo e a metà di ogni bordo. Non suturare attraverso la pelle.
- Avvolgi 4 in un'imbottitura di cotone intorno al collo tre o quattro volte nel modo seguente:
9. Cure postoperatorie
- Dopo il recupero dall'anestesia, riportare il maiale nella sua gabbia di casa. A causa della natura masticatoria dei suini, assicurarsi che il maiale sia alloggiato singolarmente per evitare la rimozione del catetere da parte di un suino conspecifico. Se alloggiato accanto ad altri suini, posizionare una barriera per impedire la masticazione del catetere tra una gabbia e l'altra.
- Durante il periodo immediatamente postoperatorio, monitorare l'animale almeno una volta al giorno per segni di dolore, infezione e guarigione. La frequenza respiratoria, la frequenza cardiaca, la temperatura, l'energia, l'appetito e il consumo di acqua sono buoni indicatori di salute durante questo periodo. Somministrare dosi aggiuntive di un analgesico (ad es. 0,12 mg/kg di buprenorfina a rilascio prolungato [SR] LAB ogni 48 ore) se si sviluppano segni di dolore. Eseguire quotidianamente la manutenzione del catetere (fase 10) e l'ispezione visiva del sito dell'intervento, a partire dal giorno postoperatorio (POD) 1.
NOTA: I ricercatori che scelgono di adottare questa tecnica di inserimento del catetere di Hickman possono modificare questa procedura con l'analgesia multimodale; tuttavia, i FANS possono alterare i risultati dello studio a seconda di altri elementi del disegno sperimentale. Questo dovrebbe essere considerato prima di pianificare il regime di analgesia. - Una volta guarita la sede chirurgica del catetere, eseguire controlli di monitoraggio di mantenimento sull'animale: eseguire misurazioni settimanali del peso corporeo ed eseguire controlli visivi durante la manutenzione quotidiana del catetere. Consultare un veterinario se si sviluppano segni di infezione, come diminuzione dell'appetito o diminuzione dell'energia. Se è necessario un esame emocromometrico completo, raccogliere il sangue dalla linea rossa.
NOTA: Una leucocitosi caratterizzata da neutrofilia è spesso osservata negli animali con infezione.
10. Manutenzione del catetere
- Designare la linea rossa più larga esclusivamente per i prelievi di sangue e la linea bianca più stretta esclusivamente per la somministrazione dei farmaci. Maneggiare sempre il catetere con le mani guantate.
NOTA: questi ruoli possono essere diversi a seconda del disegno dello studio. - Sciacquare quotidianamente la linea rossa (prelievo di sangue designato) per valutare la pervietà e prevenire la coagulazione come segue:
- Utilizzare una tecnica asettica: pulire la clave e la punta della siringa con un tampone imbevuto di alcol tra un passaggio e l'altro. Se la clave o la siringa non sono sterili, sostituire il materiale contaminato prima di continuare.
- Sciacquare 1 mL di soluzione fisiologica allo 0,9% nella linea. Verificare che il liquido sia in grado di fluire senza forza eccessiva per evitare di spingere i coaguli dalla linea nell'animale.
- Estrarre 2 mL di liquido. Confermare la pervietà della linea osservando che il liquido tirato indietro è sangue rosso scuro.
- Se è necessario un prelievo di sangue, collegare una siringa vuota per prelevare la quantità appropriata di sangue.
NOTA: Se viene prelevato sangue in eccesso, il sangue può essere restituito all'animale spingendolo indietro attraverso la linea per ridurre la perdita di sangue. Questo deve essere fatto solo se la siringa contenente il sangue continua ad essere maneggiata con tecnica asettica. Non reimmettere il sangue contaminato nella linea centrale. - Sciacquare la linea con 5 mL di soluzione fisiologica eparinizzata da 100 USP/mL o una quantità necessaria per lavare l'intera linea. Clamp la linea. Rimettere il filo nella custodia protettiva, facendo attenzione a non piegare o annodare il filo.
- Sciacquare quotidianamente la linea bianca (somministrazione di farmaci progettata) per valutare la pervietà e prevenire la coagulazione come segue:
- Utilizzare una tecnica asettica: pulire la clave e la punta della siringa con un tampone imbevuto di alcol tra un passaggio e l'altro. Se la clave o la siringa non sono sterili, sostituire il materiale contaminato prima di continuare.
- Sciacquare 1 mL di soluzione fisiologica allo 0,9% nella linea. Verificare che il liquido sia in grado di fluire senza forza eccessiva per evitare di spingere i coaguli dalla linea nell'animale.
- Somministrare i farmaci utilizzando questa linea a una velocità e una diluizione specifiche per il farmaco. Sciacquare la linea con 1-3 ml di soluzione fisiologica allo 0,9% tra i farmaci.
- Sciacquare la linea con 5 mL di soluzione fisiologica eparinizzata da 100 USP/mL o una quantità necessaria per lavare l'intera linea. Clamp la linea. Rimettere il filo nella custodia protettiva, facendo attenzione a non piegare o annodare il filo.
- Controllare quotidianamente le clavi per segni di disfunzione, rottura o contaminazione evidente con sangue, cibo o feci. In tal caso, sostituire immediatamente la clave. Ispezionare visivamente la sacca Hickman e il collare protettivo ogni giorno per assicurarsi che i punti di sutura posizionati nei passaggi 8.2 e 8.3 rimangano intatti.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Oltre 100 suini sono stati sottoposti con successo all'inserimento di HC nel nostro laboratorio. L'HC può essere posizionato e fissato in modo sicuro e corretto in meno di 1 ora con un chirurgo, un assistente, un circolatore e un anestesista. La sacca del catetere richiede circa 15-20 minuti per essere realizzata. La tecnica è semplice e facile da insegnare ed è stata eseguita da veterinari, specializzandi in chirurgia e studenti di medicina seguendo istruzioni supervisionate.
Gli HC sono rimasti in posizione senza complicazioni o revisioni per un massimo di 8 mesi. In una recente coorte rappresentativa di 32 suini con endpoint compresi tra 8 e 132 giorni, il 78,13% degli HC è rimasto brevettato fino all'endpoint sperimentale (Figura 11). Dei suini che avevano indicazioni cliniche che richiedevano l'eutanasia e l'autopsia diagnostica, l'HC è stato documentato con un corretto posizionamento nell'IJV senza trombi, detriti o segni di infezione. I tassi di complicanze che hanno richiesto l'intervento sono stati modesti: il 9,38% degli HC ha richiesto la rimozione o la sostituzione prima dei 30 giorni e il 12,5% ha richiesto la rimozione o la sostituzione entro i 30 giorni. Inoltre, il 9,38% degli HC ha richiesto piccole riparazioni all'HC originale sotto sedazione (Figura 11). Le ragioni per la compromissione della linea non sono state sempre chiarite, ma le eziologie includevano spostamento, foratura e blocchi interni (Tabella 1). La riparazione e la sostituzione tempestiva della linea hanno dimostrato un tasso di successo funzionale del 100% senza interferenze significative con la raccolta dei dati dello studio. In caso di sospetta infezione della linea centrale, i suini sono stati sottoposti a un trattamento medico tempestivo e appropriato senza ulteriori complicazioni. Non c'è stata mortalità correlata all'HC nei suini.
Figura 1: Animale posizionato in decubito ventrale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Incisione ventrale attraverso la pelle e il platisma per esporre la vena giugulare interna. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Accesso alla vena giugulare interna . (A) Incisione del platisma, rivelando lo sternocleidomastoideo. (B) Vena giugulare interna mediale allo sternocleidomastoideo e laterale allo sternoioideo. (C) I legami di sutura non riassorbibili rivestiti e intrecciati sono posizionati alle estremità caudali e craniche della porzione isolata dell'IJV. (D) La garza bagnata viene posizionata nell'incisione per mantenere il vaso protetto e mantenere il posizionamento della sutura non assorbibile rivestita e intrecciata durante il riposizionamento del suino. Abbreviazioni: SCM = sternocleidomastoideo; IJV = vena giugulare interna; SH = sternoioideo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Animale posizionato in inclinazione laterale per consentire l'accesso sia al sito di uscita del catetere dorsale che all'incisione ventrale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Puntura dorsale attraverso la pelle per fungere da sito di uscita del catetere. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: Posizionamento del catetere . (A) Puntura della pelle nel sito di uscita del catetere sul collo dorsolaterale omolaterale all'IJV bersaglio. (B) Catetere che entra nel sito chirurgico lateralmente all'IJV. (C) Inserimento del catetere nell'estremità distale dell'IJV con l'aiuto di un prelievo venoso. (D) La vena è fissata attorno al catetere distalmente e il segmento prossimale è occluso con una fascetta di sutura non assorbibile rivestita e intrecciata. (E) Chiusura del platisma. (F) Chiusura della pelle. Abbreviazione: IJV = vena giugulare interna. Da notare che le suture dorsali profonde che sono ampiamente annodate per sicurezza possono sporgere attraverso la chiusura; Ciò non dovrebbe interferire con la guarigione della ferita. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 7: Radiografia laterale del posizionamento del catetere di Hickman. La freccia indica la sua posizione corretta sopra l'atrio destro. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 8: Fissaggio del catetere e del collare della fasciatura. (A) Il catetere è inserito tra gli strati di 1 nel nastro medico e alla forcella dove i due lumi si dividono. (B) Il rotolo di cotone è avvolto intorno al collo, alternando craniale e caudale ai lumi. (C) La benda adesiva elastica è avvolta intorno al collo con fessure tagliate per fissare i lumi centralmente. (D) I due lumen vengono infilati attraverso il foro nella sacca del catetere e la sacca viene fissata alla benda adesiva elastica. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 9: Sacca per catetere . (A) Parte superiore della sacca. (B) Lembo superiore (Flap 3) sollevato per mostrare il flap centrale (Flap 2). La parte profonda della tasca mostra il bordo tagliato del lembo 2. (C) Fondo della busta con un foro nel lembo inferiore (Flap 1) per rivelare il Flap 2. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 10: Progettazione e montaggio della sacca del catetere . (A) Una lunga striscia di bendaggio adesivo elastico viene piegata per creare tre lembi di uguale lunghezza, con una coda residua sciolta. (B) La coda è piegata sull'estremità della sacca per fissare le pieghe appiccicose esposte. (C) Con la coda in alto, i lembi sono numerati da 1 a 3 dall'alto verso il basso. Una striscia del bordo lungo del lembo centrale (Flap 2) viene tagliata per creare una tasca interna. (D) Le suture vengono utilizzate per unire i lembi in base al numero e alle posizioni di sutura intorno alla sacca. (E) Viene praticato un foro al centro del lembo 3. (F) Parte superiore della busta. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 11: Esiti del catetere di Hickman nei suini. N = 32. Gli endpoint sperimentali variavano da 8 a 132 giorni. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Tabella 1: Esiti del catetere di Hickman e complicanze nei suini. Abbreviazione: HC = catetere di Hickman. Clicca qui per scaricare questa tabella.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Sebbene i CVC svolgano uno spettro di funzioni nella ricerca su animali di grandi dimensioni, la letteratura attuale manca di un approccio consensuale per un uso sicuro e sostenibile in studi a lungo termine di oltre 30 giorni. La procedura graduale di questo protocollo per l'inserimento dell'HC, il fissaggio della pelle e la conservazione in una busta fatta a mano ha subito modifiche significative per il miglioramento della qualità. In quanto tale, questo protocollo presenta una tecnica per l'uso dell'HC che consente un accesso endovenoso efficiente ed efficace, garantendo al contempo il benessere degli animali e riducendo al minimo le complicanze.
Applicazioni cliniche e di ricerca di questo protocollo
I suini sono utilizzati in molte aree della ricerca biomedica e il loro uso come modelli preclinici è aumentato notevolmente dall'inizio degli anni '80. In particolare, molte caratteristiche anatomiche e fisiologiche dei suini assomigliano molto all'uomo, rendendoli un modello adatto per molte malattie e una specie animale da laboratorio predominante per protocolli chirurgici e interventistici19. I sistemi cardiovascolare, tegumentario, urinario, digestivo e renale sono i modelli più comuni nei suini a causa delle sovrapposizioni comparative con gli esseri umani. I suini sono uno dei principali modelli per la formazione chirurgica nelle tecniche laparoscopiche ed endoscopiche, nei trapianti d'organo, nella tossicologia, nella farmaceutica e nella valutazione dei dispositivi biomedici 18,20,21,22. La versatilità dell'HC lo rende uno strumento prezioso in questi contesti clinici e di ricerca. Consentono un accesso affidabile per le analisi del sangue seriali e sono un mezzo efficiente per la somministrazione endovenosa di liquidi e farmaci4, che evitano sedazioni multiple che possono introdurre variabili confondenti negli studi e compromettere la salute del soggetto. Diversi studi hanno anche dimostrato la loro utilità nel monitoraggio regolare dei livelli di farmaci nel sangue, come i valori di tacrolimus nei protocolli di immunosoppressione23. Alcuni dei suini inclusi in questo protocollo avevano HC per il monitoraggio dei livelli di farmaci immunosoppressori e la somministrazione endovenosa di farmaci immunosoppressori e/o immunomodulatori nei suini sottoposti a procedure di allotrapianto composito vascolarizzato (VCA), tra cui un modello di trapianto eterotopico dell'arto posteriore24, un modello di dissezione e trapianto di innesto emifacciale suino e un modello di autotrapianto renale.
Passaggi critici del protocollo
Una lunghezza della linea appropriata e una cura affidabile della linea sono essenziali per prolungare la vita dell'HC. Il catetere deve essere tagliato nel punto in cui raggiunge un terzo della lunghezza dello sterno (fase 7.4 del protocollo), poiché le linee più corte sono a rischio di spostamento e le linee più lunghe rischiano di colpire la parete del vaso. Per mantenere la pervietà e prevenire le ostruzioni, entrambe le linee devono essere lavate quotidianamente con soluzione fisiologica normale ed eparinizzata (passaggi del protocollo 9.2-9.3). Le linee devono anche essere sistematicamente identificate dal colore prima di ogni utilizzo per evitare di scambiare i ruoli delle linee rossa (prelievo di sangue) e bianca (somministrazione di farmaci) per evitare danni. Ad esempio, un'elevata pressione negativa durante il prelievo di sangue può far collassare la linea bianca e causare coagulazione, mentre la somministrazione di farmaci attraverso la linea rossa può causare la persistenza del farmaco residuo all'interno della linea o della clave, aumentando così artificialmente il contenuto di farmaco misurato nel sangue prelevato. Nonostante la tecnica di medicazione sicura descritta in questo manoscritto, i suini sono occasionalmente in grado di accedere alle linee e causare danni meccanici, come masticare o graffiare. Se una delle linee diventa inutilizzabile, la linea disfunzionale deve essere occlusa in modo sicuro legando un doppio nodo nella linea dopo la forcella (per mantenere l'accesso alla linea di brevetto rimanente) per evitare l'uso accidentale o lo spostamento del blocco in circolazione. La linea di brevetto rimanente può essere utilizzata per adempiere temporaneamente a entrambi i ruoli di linea, ma la linea disfunzionale dovrebbe essere sostituita il prima possibile tramite un kit di riparazione Hickman. È inoltre importante proteggere le linee conservandole in modo sicuro nella busta (protocollo passaggio 8.3.5) dopo ogni utilizzo. Per garantire il corretto fissaggio della sacca, il collare deve essere fissato alla pelle sia all'estremità craniale che caudale (fase 8.3.4 del protocollo) e la sacca deve essere fissata al collare lungo ciascun bordo (fase 8.3.8 del protocollo). I punti di sutura rotti devono essere sostituiti rapidamente.
Sfide e soluzioni del protocollo
Le complicanze correlate all'HC includono la migrazione, lo spostamento e l'infezione della linea centrale. Se si sospetta che la punta interna del catetere sia migrata distalmente per premere contro la parete dell'atrio destro, le radiografie semplici possono aiutare a localizzare la punta del catetere. Questa complicanza viene gestita con la rimozione e la sostituzione dell'HC utilizzando l'IJV controlaterale. Nei suini che hanno HC posizionati secondo questo protocollo, l'uso dell'IJV controlaterale non ha comportato alcuna complicazione legata alla salute degli animali o ai risultati della ricerca. Ciò è probabilmente dovuto al fatto che i suini hanno una robusta rete venosa intracranica e facciale che consente il drenaggio della testa attraverso le vene giugulari esterne bilaterali, mentre l'IJV ha un contributo relativamente minore al drenaggio della testa25,26. In altri casi in cui l'HC viene spostato dalla sua posizione chirurgica a causa dell'allentamento del catetere o degli attacchi del collare alla pelle, i punti di sutura rotti devono essere immediatamente sostituiti. Se la cuffia sottocutanea fuoriesce dalla pelle, l'HC deve essere sostituito. Per quanto riguarda l'infezione della linea centrale, i segni e i sintomi nei suini possono includere letargia, nuova insorgenza di tosse, diminuzione dell'appetito, piressia, leucocitosi e petecchie sollevate o non sollevate. Eventuali segni di infezione devono essere affrontati immediatamente con antibiotici sotto la direzione di un veterinario e deve essere presa in considerazione la coltura di qualsiasi liquido ascessesso se l'animale è in trattamento immunosoppressore. I rischi di infezione della linea centrale sono ridotti creando sacche di catetere sicure, igienizzando e lavando regolarmente le linee, impiegando pratiche sterili ed essendo vigili nell'identificare segni sottili o precoci di disfunzione HC. Questi includono perdite di linee, bolle durante il prelievo di sangue e aumento della difficoltà di risciacquo delle linee.
Confronto con altri protocolli CVC nei suini
Sono stati descritti metodi percutanei per ottenere l'accesso venoso centrale nella vena giugulare esterna (EJV) attraverso punti di riferimento palpabili. Ciò offre il vantaggio di una riduzione della rottura dei tessuti molli e del dolore postoperatorio, ma può portare a complicanze, come la puntura involontaria dell'arteria carotide e la formazione di ematomi27. A differenza delle modalità percutanee, il protocollo dettagliato in questo manoscritto consente la visualizzazione diretta delle strutture bersaglio, che può aiutare a ridurre i danni ai tessuti vicini. Inoltre, sebbene siano state segnalate procedure aperte per l'incannulamento dell'EJV28, l'accesso a strutture più profonde come l'IJV e una guida dettagliata sul posizionamento e sulla risoluzione dei problemi sono limitati. Un altro studio ha utilizzato un approccio simile di un'incisione paratracheale per accedere al tronco giugulare, ma ha invece utilizzato un dispositivo di aspirazione laparoscopica per creare un tunnel sottocutaneo per passare l'HC e proteggere la porzione esterna con una giacca aderente29. I risultati di questo studio hanno mostrato un tasso di infezione più elevato e complicanze tromboemboliche nei suini con HC tunnellizzate rispetto a un altro gruppo con una porta di accesso vascolare sottocutanea. Sebbene la fonte di queste complicanze sia probabilmente multifattoriale, il protocollo descritto in questo manoscritto ha mostrato poche complicanze infettive e aiuta a mitigare le potenziali cause fissando il catetere esterno in più punti, creando un collare multistrato e utilizzando una sacca per catetere per la protezione della linea.
Limitazioni
Questo studio presenta alcune limitazioni. Mentre l'uso di tre diversi ceppi suini dimostra il successo della procedura HC in una coorte diversificata, i suini hanno poca variabilità anatomica e bassi tassi di vascolarizzazione anomala19. Pertanto, l'uso dello sternocleidomastoideo e dello sterno come punti di riferimento chirurgici ha fornito una tecnica coerente per l'incisione e la lunghezza del catetere, rispettivamente. Lo sviluppo di un approccio ottimizzato per il posizionamento dell'HC, la sicurezza della pelle e la conservazione protettiva è avvenuto nel corso di diversi anni in parallelo con studi basati su protocolli nei suini. Sono state apportate modifiche sequenziali in risposta all'osservazione degli animali e alla risoluzione creativa dei problemi. Pertanto, non è stata inclusa una relazione dettagliata sulle modifiche non riuscite o sul processo mediante il quale è stata stabilita la tecnica proposta. Inoltre, l'analisi dei dati non include un gruppo di confronto di controllo, come i suini sottoposti a venipuntura sotto sedazione. Inoltre, come per qualsiasi procedura, questa tecnica richiede esperienza chirurgica, pratica e formazione appropriata dei membri del team meno esperti. Anche il montaggio della sacca del catetere può essere soggetto a errori da parte dell'utente. Sono inclusi diagrammi dettagliati che mirano a illustrare efficacemente questa tecnica. Inoltre, poiché questa tecnica prevede antibiotici profilattici, potrebbe non essere appropriata per gli studi che sarebbero influenzati dalla somministrazione di antibiotici. Infine, questo approccio al posizionamento e ai risultati dell'HC è limitato all'uso nei suini. Questa tecnica potrebbe non dimostrare la stessa efficacia in altri animali di grandi dimensioni con anatomie diverse. Sebbene gli HC siano stati utilizzati in altre specie, sono necessarie ulteriori ricerche per adattare questa tecnica ad altri animali.
Conclusioni
L'HC è un metodo efficace per il monitoraggio regolare del sangue e la somministrazione di farmaci per via endovenosa nei suini. Questo studio descrive in dettaglio le nostre migliori pratiche per l'inserimento dell'HC, il fissaggio della pelle e la protezione duratura che riduce al minimo le complicanze legate all'HC e il disagio dell'animale. Attraverso anni di modifiche tecniche e di risoluzione dei problemi, questo protocollo descrive in dettaglio un approccio ottimizzato all'uso dell'HC nei suini, con un'elevata riproducibilità e complicanze minime. Infine, viene offerta una guida per prevenire e risolvere i problemi che possono sorgere durante la vita dell'HC.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Nessuno degli autori ha un interesse finanziario in nessuno dei prodotti, dispositivi o farmaci menzionati in questo manoscritto.
Acknowledgments
Vorremmo riconoscere il supporto dell'Esercito, della Marina NIH, dell'Aeronautica, del VA e degli Affari Sanitari per quanto riguarda lo sforzo AFIRM II nell'ambito del premio CTA05: W81XWH-13-2-0052 e CTA06: W81XWH-13-2-0053. L'U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, è l'ufficio di acquisizione che assegna e amministra. Le opinioni, le interpretazioni, le conclusioni e le raccomandazioni sono quelle dell'autore e non sono necessariamente approvate dal Dipartimento della Difesa. Inoltre, vorremmo riconoscere il supporto del Dipartimento della Difesa Congressionally Directed Medical Research Programs (CDMRP), Reconstructive Transplantation Research Program (RTRP), attraverso i premi W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 e W81XWH18-1-0795. Vorremmo anche ringraziare il Dipartimento di Chirurgia Plastica e Ricostruttiva e la Johns Hopkins University School of Medicine. Inoltre, vorremmo ringraziare l'intero staff veterinario, tra cui Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky e Victoria Manahan.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M.
- Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M.
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C.
- Svendsen, O.
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
