Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

Registrering av elektrisk cellesubstrat for sanntidsevaluering av toksikologiske profiler for metallorganisk rammeverk

Published: May 26, 2023 doi: 10.3791/65313
Automatic Translation
1, 2,3, 1
1Department of Chemical and Biomedical Engineering, West Virginia University, 2Department of Anthropology for Energy, West Virginia University, 3Department of Hospitality and Tourism, West Virginia University

Summary

Den følgende studien evaluerer den toksikologiske profilen til et valgt metallorganisk rammeverk ved bruk av ECIS (Electric Cell Substrate Impedance Sensing), en screeningsteknikk i sanntid med høy gjennomstrømning.

Abstract

Metallorganiske rammer (MOF) er hybrider dannet gjennom koordinering av metallioner og organiske linkere i organiske løsningsmidler. Implementeringen av MOFs i biomedisinske og industrielle applikasjoner har ført til bekymringer angående deres sikkerhet. Her ble profilen til en utvalgt MOF, et zeolitisk imidazolrammeverk, evaluert ved eksponering for humane lungeepitelceller. Plattformen for evaluering var en sanntidsteknikk (dvs. registrering av impedans for elektriske cellesubstrater [ECIS]). Denne studien identifiserer og diskuterer noen av de skadelige effektene av den valgte MOF på de eksponerte cellene. Videre demonstrerer denne studien fordelene ved å bruke sanntidsmetoden versus andre biokjemiske analyser for omfattende celleevalueringer. Studien konkluderer med at observerte endringer i celleadferd kan antyde mulig toksisitet indusert ved eksponering for MOFs av forskjellige fysisk-kjemiske egenskaper og doseringen av disse rammene som brukes. Ved å forstå endringer i celleadferd, forutser man evnen til å forbedre sikkerhetsstrategier for MOF-er som skal brukes til biomedisinske applikasjoner ved å skreddersy deres fysisk-kjemiske egenskaper.

Introduction

Metallorganiske rammer (MOF) er hybrider dannet gjennom kombinasjonen av metallioner og organiske linkere 1,2 i organiske løsningsmidler. På grunn av mangfoldet av slike kombinasjoner har MOF-er strukturelt mangfold3, justerbar porøsitet, høy termisk stabilitet og høye overflatearealer 4,5. Slike egenskaper gjør dem til attraktive kandidater i en rekke applikasjoner, fra gasslagring 6,7 til katalyse8,9, og fra kontrastmidler 10,11 til legemiddelleveringsenheter12,13. Implementeringen av MOF-er i slike applikasjoner har imidlertid reist bekymringer i forhold til deres sikkerhet for både brukerne og miljøet. Foreløpige studier har for eksempel vist at cellulær funksjon og vekst endres ved eksponering av celler for metallioner eller linkere som brukes til MOF-syntese 1,14,15. For eksempel viste Tamames-Tabar et al. at ZIF-8 MOF, en Zn-basert MOF, førte til flere cellulære endringer i en human livmorhalskreftcellelinje (HeLa) og en musemakrofagcellelinje (J774) i forhold til Zr-baserte og Fe-baserte MOFs. Slike effekter skyldtes antagelig metallkomponenten i ZIF-8 (dvs. Zn), som potensielt kunne indusere celleapoptose ved rammeoppløsning og Zn-ionfrigjøring1. Tilsvarende viste Gandara-Loe et al. at HKUST-1, en Cu-basert MOF, forårsaket den høyeste reduksjonen i mus retinoblastomcelle levedyktighet når den ble brukt i konsentrasjoner på 10 μg / ml eller høyere. Dette var antagelig på grunn av Cu-metallionet innlemmet under syntesen av dette rammeverket, som, når det ble frigjort, kunne indusere oksidativt stress i de eksponerte cellene15.

Videre viste analyser at eksponering for MOFs med forskjellige fysisk-kjemiske egenskaper kunne føre til varierende respons av eksponerte celler. For eksempel viste Wagner et al. at ZIF-8 og MIL-160 (et Al-basert rammeverk), brukt i eksponeringen av en udødeliggjort human bronkial epitelcelle, førte til cellulære responser avhengig av rammenes fysisk-kjemiske egenskaper, nemlig hydrofobisitet, størrelse og strukturelle egenskaper16. Komplementært viste Chen et al. at en konsentrasjon på 160 μg / ml MIL-100 (Fe) utsatt for humane normale leverceller (HL-7702) forårsaket det største tapet i cellulær levedyktighet, antagelig på grunn av metallkomponenten i dette spesifikke rammeverket (dvs. Fe17).

Selv om disse studiene kategoriserer MOFs skadelige effekter på cellulære systemer basert på deres fysisk-kjemiske egenskaper og eksponeringskonsentrasjoner, og dermed reiser potensielle bekymringer med rammeimplementering, spesielt innen biomedisinske felt, er de fleste av disse evalueringene basert på enkeltpunktkolorimetriske analyser. For eksempel ble det vist at når (3-(4,5-dimetyltiazol-2-yl)-2,5-difenyltetrazoliumbromid) tetrazolium (MTT) og vannløselig tetrazoliumsalt (WST-1) analyser ble brukt, kunne disse biokjemiske reagensene føre til falske positive ved deres interaksjoner med partiklene som cellene også ble utsatt for18. Tetrazolsaltet og nøytrale røde reagenser ble vist å ha en høy adsorpsjon eller bindingsaffinitet på partiklenes overflater, noe som resulterte i signalinterferens19. For andre typer analyser, som flowcytometri, som tidligere har vist seg å bli brukt til å vurdere endringer i celler eksponert for MOFs20,21, ble det dessuten vist at store problemer må omgås hvis en levedyktig analyse av partiklers skadelige effekter skal vurderes. Spesielt må deteksjonsområder av partiklenes størrelser, spesielt i blandede populasjoner som de som tilbys av MOFs eller referanser til partiklene som brukes til kalibrering før cellulære endringer, tas opp22. Det ble også vist at fargestoffet som ble brukt under cellemerking for slike cytometrianalyser, også kunne forstyrre nanopartiklene som cellene ble utsatt for23.

Målet med denne studien var å bruke en sanntidsevalueringsanalyse med høy gjennomstrømning for å vurdere endringer i celleadferd ved eksponering for en utvalgt MOF. Sanntidsevalueringer kan bidra til å gi innsikt i tidsavhengige effekter, som relatert til eksponeringsvinduene16. Videre gir de informasjon om endringer i celle-substrat-interaksjoner, cellemorfologi og celle-celle-interaksjoner, samt hvordan slike endringer avhenger av de fysisk-kjemiske egenskapene til materialene av interesse og eksponeringstiderhenholdsvis 24,25.

For å demonstrere gyldigheten og anvendeligheten av den foreslåtte tilnærmingen, ble humane bronkialepitelceller (BEAS-2B), ZIF-8 (et hydrofobt rammeverk av zeolitisk imidazolat16) og føling av elektrisk cellesubstratimpedans (ECIS) brukt. BEAS-2B-celler representerer en modell for lungeeksponering 26 og har tidligere blitt brukt til å evaluere endringer ved eksponering av celler for nanoclays og deres termisk nedbrutte biprodukter26,27,28, samt vurdere toksisiteten til nanomaterialer, for eksempel enkeltveggede karbonnanorør (SWCNTs) 18. Videre har slike celler blitt brukt i mer enn 30 år som modell for lungeepitelfunksjon29. ZIF-8 ble valgt på grunn av den brede implementeringen i katalyse30 og som kontrastmiddel31 for bioimaging og legemiddellevering32, og dermed for det utvidede potensialet for lungeeksponering under slike applikasjoner. Til slutt ble ECIS, den ikke-invasive sanntidsteknikken, tidligere brukt til å evaluere endringer i celleadherens, proliferasjon, motilitet og morfologi 16,26 som et resultat av en rekke interaksjoner mellom analytter (både materialer og stoffer) og eksponerte celler i sanntid 16,18,28. ECIS bruker en vekselstrøm (AC) for å måle impedansen til celler immobilisert på gullelektroder, med impedansendringer som gir innsikt i endringer i motstand og kapasitans ved celle-gullsubstratgrensesnittet, barrierefunksjon som indusert av celle-celle-interaksjoner, og overcellelagsdekning av slike gullelektroder33,34. Bruk av ECIS tillater kvantitative målinger ved nanoskalaoppløsning på en ikke-invasiv, sanntids måte26,34.

Denne studien vurderer og sammenligner enkelheten og enkel evaluering av MOF-induserte endringer i cellulær oppførsel i sanntid med enkeltpunktsanalyseevalueringer. En slik studie kan ekstrapoleres ytterligere for å evaluere celleprofiler som respons på eksponering for andre partikler av interesse, og dermed muliggjøre sikker partikkeltesting og påfølgende hjelp med implementering. Videre kan denne studien utfylle genetiske og cellulære analyser som er enkeltpunktsevalueringer. Dette kan føre til en mer informert analyse av de skadelige effektene av partikler på den cellulære populasjonen og kan brukes til screening av slike partiklers toksisitet på en høy gjennomstrømningsmåte16,35,36.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. ZIF-8 syntese

  1. I dette eksemplet bruker du masseforholdet 1:10:100 (metal:linker:solvent) for å syntetisere ZIF-8. For dette måler du ut sinknitratheksahydrat, og registrerer målingen. Bruk eksempelmasseforholdet til å beregne mengden som trengs for linkeren, 2-metylimidazol og løsningsmidlet (dvs. metanol).
  2. Plasser sinknitratheksahydrat og linker i to forskjellige hetteglass. Tilsett halvparten av den beregnede mengden metanol til sinknitratheksahydratet og den andre halvparten til linkeren. La hver oppløsning løses opp.
  3. Kombiner de to løsningene (dvs. løsninger som inneholder henholdsvis metall og linker). Plasser beholderen med den kombinerte løsningen for reaksjonen på en rørplate og rør ved 700 o / min i 24 timer ved romtemperatur (RT).

2. ZIF-8-samlingen

  1. Når reaksjonen ovenfor er avsluttet (dvs. etter 24 timer), plasser oppløsningen i 50 ml sentrifugerør og sentrifuge ved 3,075 x g i 5 minutter (bruk like store mengder og balanser rotoren). Fjern noen av supernatantene fra de sentrifugerte rørene.
  2. Tilsett metanol (5-15 ml) til sentrifugerørene og spre partiklene på nytt.
  3. Gjenta sentrifugeringen og vasketrinnene minst to til fire ganger til. Etter siste vask, tøm supernatanten.
    MERK: Vasketrinnene fjerner alle ikke-utfelte arter.
  4. Fjern lokkene på rørene og legg parafilmtape over toppen; Deretter stikker hull i parafilmen. Plasser slangen(e) som inneholder prøven i et vakuumkammer ved RT for å tørke i 24 timer.

3. ZIF-8 overflatemorfologi (skanning elektronmikroskopi [SEM])

  1. Monter de tørre pulverene til ZIF-8 på karbontape og sputter i 120 s med gull-palladium for å forhindre lading som kan oppstå under SEM-analysen.
  2. Sett mikroskopets akselerasjonsspenning til 15 kV. Ta partiklene i fokus og juster forstørrelsen (forstørrelser på 500x, 1,000x, 1,500x, 4,000x, 10,000x, 20,000x, 30,000x og 40,000x ble brukt.)
  3. Se for deg partiklene under forstørrelsen som tillater både en klar partikkelstørrelse og morfologivurdering (anbefales å vurdere områder for partikler på 5 μm, 10 μm og 20 μm).
  4. Samle inn data fra minst tre forskjellige synsfelt, og vurder forskjellige forstørrelser for hver.

4. ZIF-8 elementær sammensetning

  1. Følg trinnene for SEM-avbildning.
  2. Ved hjelp av den energidispersive røntgenspektroskopien (EDX) i SEM-mikroskopet, analyser prøveelementsammensetningen.
  3. Forsikre deg om at SEM-akselerasjonsspenningen og forstørrelsen samsvarer med EDX-skjermen. Slå av det infrarøde kameraet på SEM-mikroskopet.
  4. Gå til Collect Spectrum på EDX-skjermen og skriv inn en innsamlingstid på 200 s. Dette anbefales for å unngå partikkellading og oppløsning som kan føre til falske vurderinger.
  5. Samle inn data fra minst tre forskjellige synsfelt. Når samlingen er ferdig, analyser dataene og identifiser elementene av interesse.

5. Cellekultur

  1. Kultur udødeliggjort BEAS-2B celler i media supplert med 5% føtal bovint serum (FBS) og 0,2% penicillin / streptomycin.
    MERK: Passasjer mellom 5-10 bør brukes for å sikre at det ikke tidligere har funnet sted fenotypiske endringer i cellebatchen som brukes37 (alle reagenser er oppført i materialfortegnelsen).
  2. Ta en 100 mm cellekulturplate og plasser 10 ml av mediet på platen. Tilsett 1 ml av BEAS-2B-celleoppløsningen til platen.
  3. Plasser platen i en inkubator (37 °C, 5% CO2) og la cellene vokse.
  4. Kontroller platen etter 24 timer for å avgjøre om cellene har nådd 80% konfluens. Heri refererer 80% sammenløp til prosentandelen av overflaten dekket av adhered celler. Hvis ikke, bytt media og la cellene vokse til 80% konfluensnivået er nådd.

6. Cell telling

  1. Når cellene på platen har nådd en sammenløp på 80%, fjern mediet fra platen. Vask platen med 5 ml fosfatbufret saltvann (PBS).
  2. Fjern PBS fra platen. Tilsett 2 ml trypsin på platen og legg den i inkubatoren (37 ° C, 5% CO 2) i2 minutter.
  3. Tilsett 2 ml medier på platen og piper mediet opp og ned for å fjerne cellene fra platen. Overfør oppløsningen til et 15 ml rør og sentrifuge ved 123 x g i 5 minutter.
  4. Fjern supernatanten fra tuben og tilsett 2 ml medier. Pipet mediet opp og ned for å spre cellene på nytt.
  5. Bruk et 1,5 ml rør til å tilsette 20 μL trypanblått og deretter 20 μL av celleløsningen (1: 1-forhold mellom trypanblått: celleoppløsning).
  6. Plasser 10 μL av celleblandingen på et lysbilde og legg det på en automatisk celleteller. Vent til skjermen kommer i fokus, og velg deretter capture.
  7. Skjermen viser de levende cellenumrene og cellens levedyktighet. Måleområdet strekker seg fra 1 x 104-1 x 107 celler.
  8. Alternativt kan du telle cellene manuelt ved hjelp av et hemocytometer.
    1. For dette, tilsett 15-20 μL av trypan blåbehandlet celleoppløsning til hemocytometeret.
    2. Bruk et oppreist mikroskop med et 10x objektivt fokus på gitterlinjene til hemocytometeret.
    3. Tell antall celler i de fire ytre kvadratene og del tallet med fire. Deretter multipliserer du med 10 000 for å få det levende celletallet.
    4. For å beregne cellelevedyktighet, legg sammen levende og døde celler for å få det totale celletallet, og divider deretter det levende celletallet med det totale celletallet.

7. Tilberedning av ZIF-8 dose

  1. Lag en ZIF-8 stamløsning på 1 mg/ml. For dette måles mengden ZIF-8 og tilsett avionisert (DI) vann til partiklene for å nå en 1 mg / ml konsentrasjon.
  2. Sonikere (sett sonikatoren til sonikator) ZIF-8-lagerløsningen i 2 minutter med 30 s intervaller i et vannbad.
  3. Lag forskjellige doser ZIF-8 for cellulære eksponeringer ved å beregne mengden stamløsning og Dulbeccos modifiserte ørnemedium (DMEM) som trengs for å nå de ønskede dosene ved å bruke ligningen C 1 V1= C 2 V2. Dosene vil variere fra 0-950 μg/ml.
    MERK: I dette eksperimentet ble doser på 0 μg / ml, 1 μg / ml, 10 μg / ml, 50 μg / ml, 100 μg / ml, 250 μg / ml, 500 μg / ml, 750 μg / ml og 950 μg / ml valgt.

8. Halvmaksimal hemmende konsentrasjon (IC 50)

  1. Etter celletelling, frø BEAS-2B-cellene med en tetthet på 4 x 104 celler / ml i en 96-brønnplate, med et volum på 100 μL / brønn.
    1. For å oppnå en tetthet på 4 x 104 celler/ml, brukC1V1 = C 2 V2for å beregne mengden celleoppløsning som trengs for å kombineres med mediet.
    2. Sørg for å opprettholde tomme brønner for hver dose; La disse brønnene stå tomme inntil ZIF-8 er eksponert.
  2. Plasser 96-brønnplaten i inkubatoren ved 37 ° C og 5% CO2 og la cellene vokse til et konfluent monolag i 24 timer.
  3. Fjern mediet fra brønnene og utsett BEAS-2B-cellene for ZIF-8-doser fra 0-950 μg/ml. Legg til 100 μL ZIF-8 til deres respektive blanke og cellebrønner.
  4. Plasser platene med 96 brønner tilbake i inkubatoren for en eksponeringstid på 48 timer.
  5. Etter eksponeringen, tilsett 10 μL 4-[3-(4-idofenyl)-2-(4-nitrofenyl)-2H-5-tetrazolio]-1,3-benzendisulfonat (WST-1) til hver brønn (blanke og cellebrønner) og inkuber i 2 timer. Mediene forblir i brønnene; Forholdet er 1:10 (reagens:media).
  6. Les av endringene i absorbans på en plateleser ved bruk av en absorbans på 485 nm.
  7. Beregn cellens levedyktighet gjennom programvaren for å bestemme IC 50-verdien (se avsnitt10 ).

9. Føling av elektrisk celle-substratimpedans (ECIS)

  1. Bruk en 96-brønns plate (96W10idf) for å utføre ECIS-analyse. Platen28 inneholder interdigitaliserte fingertilkoblingselektroder som dekker et område på ca. 4 mm2.
  2. Først må du teste at alle brønnene blir lest av sensorene. For dette, plasser 96-brønnplaten på brønnstasjonen og klikk på Setup-knappen .
  3. Hvis brønnene er riktig tilkoblet, vises grønt; Eventuelle ikke-tilkoblede brønner vil bli identifisert som røde. Hvis et slikt tilfelle oppstår, fjern brønnplaten og sett den inn igjen og klikk på Setup-knappen igjen, til alle brønnene tilbyr levedyktige grønne avlesninger.
  4. Stabiliser elektrodene i 40 minutter med 200 μL medier per brønn for å forhindre potensiell drift. Legg til 200 μL medier til hver brønn som brukes, og plasser deretter 96-brønnplaten på ECIS-stasjonen. Klikk på Setup / Check for å sikre at platen er riktig tilkoblet. Klikk på Stabiliser.
  5. Når stabiliseringen er fullført, fjern platen fra stasjonen og fjern mediet fra hver brønn.
  6. Frø BEAS-2B-cellene med en tetthet på 4 x 104 celler / ml, med et volum på 100 μL per brønn, inn i brønnene som inneholder cellene og plasser platen på ECIS-stasjonen i inkubatoren.
  7. På skjermen klikker du på Sjekk for å bestemme at alle elektrodene leses av sensorene på stasjonen.
  8. Definer tidskursmålingen ved å velge Multiple Freq/Time (MFT). Programmet skal måle hver brønn på syv forskjellige frekvenser.
  9. Klikk Start og la den kjøre i 24 timer slik at cellene kan danne et konfluent monolag.
  10. Etter 24 timer vil brønnene som inneholder celler vise økt motstand på skjermen. Dette er en indikator på at cellene har festet seg til elektrodene.
  11. Trykk Pause på skjermen for å stoppe datainnsamlingen.
  12. Utfør ZIF-8-dosene ved, over og under den beregnede IC50-verdien ved å følge trinnene som er beskrevet i avsnitt 7 ovenfor.
  13. Eksponer ZIF-8 nanopartiklene til deres respektive blanke og cellebrønner ved et volum på 100 μL per brønn og plasser 96-brønnplaten tilbake på stasjonen.
  14. Klikk på Sjekk igjen på skjermen for å sikre at sensorene leser alle elektrodene. Klikk på Fortsett og la systemet kjøre i 72 timer for å overvåke mobiloppførselen og vedlegget.
  15. Når datainnsamlingen er ferdig, klikker du på Fullfør på skjermen. Hvis du vil lagre filen, klikker du Fil > Lagre som. Lagre dataene som en regnearkfil.
  16. For å få alfaparametrene, klikk på Modell. I popup-vinduet på skjermen klikker du på Media-Only Well, og velger deretter brønnen som bare har media.
  17. Klikk på sett ref. På skjermen klikker du på Finn.
  18. Hvis brønnen som vises i systemet, ikke er den samme som den som ble valgt, gjentar du trinn 9.16.
  19. Klikk på Angi. Klikk på Fit T-Range for å bestemme tidsintervallet ønsket for datainnsamling.
  20. Mens den behandles, klikker du på Alpha. Når systemet er ferdig med analysen, klikker du på Lagre RbA og lagrer det som en regnearkfil.
    MERK: Se ECIS-håndboken, som du finner på produsentens nettsted38.

10. Analyse av data

  1. SEM
    1. Åpne bildebehandlingsprogramvaren for å analysere SEM-bildene. Klikk Fil > Åpne, og velg deretter bildet du vil analysere.
    2. Klikk på Bilde > Skriv > 8 biter for å konvertere bildet til gråtoner for å utføre terskeloperasjonen.
    3. Kalibrer avstandsmålingen av piksler til mikroner. Klikk på Straight-Line-verktøyet og spor lengden på hver partikkel som skal måles.
    4. Klikk Analyser og deretter Angi skala. Den kjente avstanden vil bli satt til lengden på størrelsen på skalalinjen på SEM-bildet. Den kjente lengdeenheten vil bli satt til mikron. Merk av for Global, og trykk på OK.
    5. Klikk på Straight-Line-verktøyet og spor diameteren til partikkelen, og velg deretter Analyser og mål. Registrer lengderesultatet.
    6. Gjenta for alle de innsamlede bildene. Gjennomsnitt alle diametrene fra minst 60 partikler for en passende statistisk evaluering.
  2. EDX
    1. Gjennomsnitt alle vektprosentene for hvert element sammen fra alle de innsamlede bildene (se EDX-delen ovenfor).
    2. Bruk et regneark til å plotte et stolpediagram over hvert element på x-aksen og deres gjennomsnittlige elementvektprosent på y-aksen.
  3. IC50
    1. Gjennomsnitt de tomme brønnene og gjennomsnitt dosebrønnene for hver replikat.
    2. Beregn det justerte emnet ved å trekke kontrollblankens gjennomsnitt fra doseblankgjennomsnittet. Beregn den sanne celleverdien for hver dose ved å trekke det justerte emnet fra gjennomsnittlig doseverdi.
    3. Trekk den justerte blanke verdien for hver dose fra den gjennomsnittlige kontrollverdien. Beregn cellens levedyktighet for hver dose ved hjelp av ligningen: celle levedyktighet = (sann celleverdi / (kontrollverdi - justert blank verdi)) x 100.
    4. Gjenta dette for alle andre replikater.
    5. Gjennomsnittlig celle levedyktighet for hver replikere sammen for å få den endelige cellen levedyktighet for hver dose.
    6. I programvaren velger du XY-fanen på skjermen.
    7. Skriv inn konsentrasjonsverdiene (dose) i X-kolonnen og cellens levedyktighet (%) fra hver dose i Y-kolonnen.
    8. Transformer X-verdiene ved å klikke Analyser > Transformer > Ok og Transformer X = Log(X).
    9. Normaliser Y-verdiene ved å velge arket Transformerte data , klikke på Analyser og deretter velge Normaliser.
    10. Velg dataarket Normaliser transformering , klikk Analyser, og velg Ikke-lineær regresjon (kurvetilpasning). Velg Dose-Response-Inhibition og klikk Log( Inhibitor) vs. Response-Variable Slope (Four Parameters). Klikk på OK for å se resultatene.
  4. ECIS
    1. Fra regnearket tar du motstandskolonnene (ohm) for hver replikat (tomme brønner og dosebrønner) og gjennomsnitt dem sammen fra 4,000 Hz-frekvensen. Denne frekvensen tillater evaluering av celle-cellekontakt38.
    2. Beregn den korrigerte motstanden ved å trekke gjennomsnittlig emne fra gjennomsnittlig dose for hver replikat. Gjennomsnittlig korrigert motstand for replikatene for hver dose.
    3. Gjenta de samme trinnene for alfaverdiene for å beregne den gjennomsnittlige alfaparameteren. Plott x-aksen som tid (h) og y-aksen som gjennomsnittlig motstand/alfa-verdi for hver doseverdi.

11. Statistisk analyse

  1. SEM
    1. Utfør et standardavvik i regnearkfilen der gjennomsnittsdiameteren til ZIF-8-partiklene ble beregnet.
    2. Ved hjelp av STDEV-funksjonen i regnearket, dataene til de 60 partiklene og klikk Enter. Tegn standardavviket for hver gjennomsnittlig diameter som er beregnet.
  2. EDX
    1. I likhet med SEM (trinn 11.1.1-11.1.2) beregner du standardavviket for hver gjennomsnittlige elementære sammensetning ved hjelp av STDAV-funksjonen i regnearket. Lag en graf over standardavvikene for hver gjennomsnittlige elementsammensetning.
  3. IC50
    1. Åpne programvaren som brukes til å beregne IC50 og klikk på gruppert datablad.
    2. Legg inn ZIF-8-dosene i radene merket gruppe A, gruppe B osv. Skriv inn gjennomsnittlig cellelevedyktighet for hver dose og repliker i kolonnen som tilsvarer ZIF-8-dosen.
    3. Klikk på Analyser, og under Kolonneanalyser velger du Enveis ANOVA (og ikke-parametrisk eller blandet).
    4. I kategorien Eksperimentell utforming velger du Ingen samsvar eller paring. Under Gaussisk fordeling av rester velger du Ja bruk ANOVA. Til slutt velger du Ja Bruk ordinær ANOVA-test under Anta like SD-er.
    5. Under fanen Flere sammenligninger velger du Sammenlign gjennomsnittet av hver kolonne med gjennomsnittet av en kontrollkolonne. Klikk på OK for å se resultatene.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Ved å bruke en vanlig in vitro-modellcellelinje 39 (BEAS-2B), hadde denne studien til hensikt å demonstrere gjennomførbarheten og anvendeligheten av ECIS for å vurdere endringer i celleadferd ved eksponering for en laboratoriesyntetisert MOF. Disse endringsvurderingene ble supplert med analyse gjennom konvensjonelle kolorimetriske analyser.

De fysisk-kjemiske egenskapene til rammeverket ble først evaluert for å sikre reproduserbarheten av metodene som ble brukt, gyldigheten av de oppnådde resultatene og de relevante diskusjonene av slike resultater. Analysen av overflatemorfologien til ZIF-8 ble for eksempel utført gjennom SEM; bilder viste at rammene viste en rombisk dodekaedronmorfologi40 og hadde en gjennomsnittlig størrelse på 62,87 nm ± 9,61 nm (figur 1A). Den elementære sammensetningen av MOFene ble bestemt viaEDX-spektroskopi. Resultatene viste at hovedsammensetningen av ZIF-8 besto av C, N og Zn (dvs. sammensetningen av imidazolatlinkeren og metallionet, Zn16) (figur 1B). Tidligere røntgendiffraksjon viste at ZIF-8 krystallinske faser har identifisert spesifikke topper ved henholdsvis 10,33°, 12,8°, 14,7°, 16,5° og 18°, med slike topper tilskrevet plan (002), (112), (022), (013) og (222), henholdsvis 16,41.

For den foreslåtte celleadferdsscreeningen ble IC 50 (konsentrasjon der ZIF-8 hemmer cellevekst med50 %) bestemt29. For dette ble cellene eksponert for ZIF-8 i 48 timer i doser fra 0-950 μg / ml (figur 2A). Dose-respons-grafen for eksponerte celler er vist i figur 2B, med den påfølgende registrerte IC50 på 35,7 μg/ml. I tillegg viste analysen en doseavhengig trend i levedyktigheten til celler ved eksponering for ZIF-8.

Ved bestemmelse av IC50 ble ECIS-analyse utført. Kort fortalt ble ECIS brukt som en sanntids screeningstrategi for BEAS-2B utsatt for ZIF-8 MOFs ved IC50, samt under og over denne konsentrasjonen, nemlig henholdsvis 15,7 μg / ml (C1), 35,7 μg / ml (C2), 55,7 μg / ml (C3) og 75,7 μg / ml (C4), med cellene eksponert for en total periode på 72 timer. Inkluderingen av ECIS var tenkt å gi innsikt i å bestemme endringer i celledekning, morfologi og levedyktighet, alt i sanntid. ECIS-resultatene ble registrert som endringer i motstand og endringer i celle-substrat-interaksjoner, nemlig alfaparameteren42.

Resistenstrendene er vist i figur 3A som endringer i profilene til cellene behandlet med ZIF-8 sammenlignet med kontrollgruppen (svart linje) (dvs. ueksponerte celler). Spesielt viste analysen at brønnene som inneholdt celler på gullelektrodene utsatt for C2-C4-doser, viste en innledende liten økning i motstand umiddelbart etter celleeksponering for rammene (alle i forhold til kontrollen [dvs. ueksponerte celler]). Disse innledende endringene ble deretter fulgt av kraftige reduksjoner i registrert resistens, med slike reduksjoner mellom 6-8 timer fra eksponeringen (figur 3A). Et fullstendig tap i resistens ble observert etter 14-18 timer fra eksponeringstiden. Celler utsatt for doser under IC50-verdien viste motstand, som brønnene med kontrollceller, til ca. 16-18 timer fra eksponeringen når motstandstap oppstår. Også under mobileksponeringen ble det observert en kontinuerlig signalforstyrrelse av signalet fra brønnene som ble brukt i forsøkene. Disse forstyrrelsene vedvarte under analysen av alfaparameteren (figur 3B), med denne analysen som videre viser at eksponerte celler endrer sine cellesubstratinteraksjoner med profiler som ligner på motstandene. Videre var slike endringer avhengig av tiden fra eksponeringen og dosen som ble brukt i slik eksponering.

Figure 1
Figur 1: SEM-bilde og gjennomsnittlig elementær sammensetning ZIF-8-partikler. (A) Representativt SEM-bilde av ZIF-8-partikler. (B) Gjennomsnittlig elementær sammensetning av ZIF-8 partikler (± standardavvik [SD] barer). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Cellens levedyktighet. (A) Skjematisk cellebehandling (opprettet med Biorender.com). (B) levedyktigheten til BEAS-2B-celler eksponert for ZIF-8-partikler ved doser fra 0-950 μg / ml; Denne analysen ble brukt til å bestemme IC50 (± SD-stolper; ***p = 0,0001 og **** p < 0,0001 i forhold til kontrollen). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Representativ cellulær motstand og endringer i cellulær tilknytning. (A) Representativ cellulær motstand av BEAS-2B-celler eksponert for ZIF-8-partikler under, ved og over IC50-konsentrasjonen. (B) Endringer i cellulær tilknytning (dvs. endringer i alfaparameteren) av BEAS-2B-celler når de utsettes for ZIF-8-partikler under og over IC50-konsentrasjonen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Tidligere analyse viste at ECIS kunne brukes til å vurdere oppførselen til celler utsatt for analytter (dvs. karbonnanorør35, narkotika43 eller nanoclays16). Videre brukte Stueckle et al. ECIS for å evaluere toksisiteten til BEAS-2B-celler utsatt for nanoclays og deres biprodukter og fant at cellulær oppførsel og vedlegg var avhengig av de fysisk-kjemiske egenskapene til slike materialer42. Her foreslo vi å bestemme mulige endringer av BEAS-2B-celler som respons på eksponering for MOF, for dermed å bidra til kunnskapsgrunnlaget som har som mål å skille eventuelle skadelige effekter av ZIF-8 på cellulære systemer in vitro, alt på en høy gjennomstrømning og sanntids måte.

Analysen tillot først evaluering av rammeegenskaper for dermed å bidra til å korrelere endringene i cellulær oppførsel til de fysisk-kjemiske egenskapene til de testede MOFene44. Spesielt ved cellulær eksponering for MOFs med vanlige geometrier med lignende elementær sammensetning (se resultatene ovenfor), viste analysen endringer i cellulær oppførsel, antagelig som følge av opptaket av rammene og deres profilcellulære nedbrytning. Spesielt når det gjelder opptaket, viste tidligere analyse av toksisitet på hydrofobe materialer, som dette rammeverket, at når slike materialer blir utsatt for celler, er deres opptak mer forstyrrende for en cellulær membran enn opptaket av deres hydrofile kolleger, antagelig på grunn av deres evne til å fjerne lipider fra membranens strukturelle dobbeltlag16, 45 under deres cellulære translokasjon som dermed fører til membrandysfunksjoner eller plasmamembranforstyrrelser46,47. Spesielt ble lipidfjerning vist å føre til endringer i membranintegritet, cellesignalering48 og en økning i cellulært opptak49, med en ulempe av cellefunksjonseffekter. For eksempel viste Farcal et al. at et hydrofobt TiO2 nanomateriale hadde en økt cytotoksisk effekt sammenlignet med sin hydrofile motpart i eksponerte alveolære makrofager50. I tillegg viste Wagner et al. at hydrofob ZIF-8 forårsaket mer forstyrrelse av BEAS-2B-celler sammenlignet med hydrofile MIL-16016.

De registrerte endringene i celleoppførsel skyldes antagelig forstyrrelser i cellesubstratinteraksjoner26 og / eller celle levedyktighet og proliferasjon16 på elektrodene som følge av celleeksponering for det valgte rammeverket. For eksempel evaluerte Wagner et al. lignende parametere i celler utsatt for nanoclays. Forfatterne fant at et komplett tap i celle-substrat-interaksjon ble observert i løpet av 72-timers eksperimenter. I tillegg viste forfatterne en tidsavhengig effekt på celle levedyktighet og spredning når BEAS-2Bs ble utsatt for deres utvalgte nanoclays26. Mens partiklene som testes her er MOFs, er den mulige utvidede tilknytningen til effektene sett for nanoclays mulig, da noen av de fysisk-kjemiske egenskapene til disse partiklene (nemlig størrelse, hydrofobicitet og sammensetning) ligner MOFene. Videre demonstrerte Stueckle et al. også tids- og behandlingsavhengig cellulær oppførsel når nanoclays ble utsatt for udødeliggjorte BEAS-2B-celler. Andre har vist at ZIF-8, i en dose på 100 μg / ml, forårsaker at BEAS-2B-celler har et fullstendig tap i cellemonolaget og cellens levedyktighet, antagelig på grunn av endringer i cellesubstratinteraksjoner16. Det er imidlertid bemerket at i slike studier ble ZIF-8-partiklene oppnådd under forskjellige syntesebetingelser (dvs. 10 min versus 24 timer brukt i denne studien), med slike syntesebetingelser som senere resulterte i forskjellige former / morfologier av rammene for å støtte tidligere konklusjoner. Dette viser at reaksjonstiden6, temperatur2 og løsningsmiddel44 som brukes under partikkelsyntese påvirker deres form, størrelse og sammensetningsprofiler, og deretter fører til differensielle effekter og oppførsel i eksponerte celler.

Analysen viste også at celler utsatt for ZIF-8-doser under IC50-verdien viste motstander som ligner på kontrollene, antagelig siden slike doser ikke var signifikante nok til å indusere ECIS-observerbar celletransformasjon under forholdene og tidsrammen disse forsøkene ble utført i. Ved doser over IC50 ble det imidlertid observert et komplett tap i cellulær motstand og bare innen få timer etter eksponeringen, mest sannsynlig på grunn av endringer i cellenes levedyktighet og induserte mulige endringer i cellesubstratinteraksjoner16 (figur 3A). Disse påstandene støttes av tidligere studier som viste at ikke-levedyktige celler endrer form og løsner fra substratene. For eksempel brukte Verma et al. en sanntids impedansfølerteknikk for å vurdere cytotoksisiteten til nanoclays i en human alveolær epitelcellelinje (A549). Det ble vist at nanoclays av blodplatetype forårsaket en økning i antall frittliggende og deformerte celler sammenlignet med nanoclays av rørformet type51. I tillegg viste Xiao et al. at cytoskjelettet av fibroblastiske V79-celler ble kompromittert når de ble utsatt for kadmiumklorid, på grunn av tilstrømning av vann, ekstracellulære ioner og cytotoksiske kjemikalier fra kulturmediet. Endringene i cellecytoskjelettet førte til tap av celle-substrat-interaksjoner. Videre, når benzalkoniumklorid ble eksponert for V79-celler, var det en signifikant reduksjon i cellulær motstand på grunn av skade på cellemembranen som eksponeringen forårsaket52.

Også endringer i resistens kan skyldes cellereaksjonene på de fysisk-kjemiske egenskapene til ZIF-8. Spesielt er ZIF-8 et hydrofobt rammeverk; Tidligere analyse har vist at hydrofobicitet kan forårsake en økning i toksisitet16. Metallioner, som Zn, har også tidligere vist seg å indusere en høyere grad av toksisitet sammenlignet med andre metaller som Zr og Fe1 , nemlig muligens bidra til høyere cellulær død.

Det ble videre vist at alle cellene registrerte en innledende reduksjon i resistens rett etter eksponering, etterfulgt av en påfølgende økning. Eldawud et al. viste lignende effekter når SWCNTer ble utsatt for BEAS-2B-celler. Forfatterne tolket økningen i cellulær motstand som følge av at BEAS-2B-cellene overvant forstyrrelsene forårsaket av materialers eksponering og deretter gjenvant sin integritet18 , samtidig som elektrodedrift28 elimineres, for dermed å sikre reproduserbarhet av dataanalysen (se ECIS-håndbok).

Selv om denne studien viste at ECIS kan være et verdifullt verktøy å bruke i celleadferdsscreening, spesielt på grunn av funksjonen med høy gjennomstrømning, anbefales det at teknikken ikke erstatter enkeltpunktanalyser når et fullstendig bilde av et materiales skadelige vurdering er ønsket. Spesielt kan enkeltpunktsanalysen videre tillate evaluering av celletransformasjon på deres genetiske nivå 45,53, som vist av Eldawud et al., for eksempel for BEAS-2B-celler utsatt for nanodiamanter og gjennom fluorescensaktivert cellesortering (FACS)45.   Yu et al. brukte også FACS til å evaluere humane tykktarmskreftceller (HCT0116) utsatt for hyaluronsyremodifiserte mesoporøse silikananopartikler (HA-MSN)54.

Resultatene som presenteres tyder på at endringsruten er avhengig av MOFs fysisk-kjemiske egenskaper, samt tid og dosering av slike rammer som brukes i eksponeringer. Resultatene og metodene beskrevet her understreker ytterligere viktigheten av sanntidsmålinger og deres fordeler for å forstå endringene i cellulære profiler. Disse kan potensielt suppleres med ytterligere biokjemiske analyser for å evaluere toksisitetsmekanismen, og dermed føre til trygge designstrategier for MOF-er som ikke har skadelige effekter på celleadferd, registrert som cellevedlegg, celle-celle-interaksjoner eller celle-substrat-interaksjoner.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne oppgir ingen interessekonflikter i dette arbeidet.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble delvis finansiert av National Institute of General Medical Sciences (NIGMS) T32-programmet (T32 GM133369) og National Science Foundation (NSF 1454230). I tillegg er WVU Shared Research Facilities og Applied Biophysics assistanse og støtte anerkjent.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
 4-[3-(4-idophenyl)-2-(4-nitrophenyl)-2H-5-tetrazolio]-1,3-benzene disulfonate (WST-1 assay)  Roche 5015944001
0.25% Trypsin-EDTA (1x) Gibco 25255-056
100 mm plates Corning 430167
1300 Series A2 biofume hood Thermo Scientific 323TS
2510 Branson bath sonicator Process Equipment & Supply, Inc.  251OR-DTH
2-methylimidazole, 97% Alfa Aesar 693-98-1
5 mL sterile microtube Argos Technologies T2076S-CA
50 mL  tubes  Falcon 352098
96W10idf well plates Applied Biophysics  96W10idf PET
96-well plates Fisherbrand FB012931
Biorender Biorender N/A
Countess cell counting chamber slides Invitrogen C10283
Countess II FL automated cell counter Life Technologies C0916-186A-0303
Denton Desk V sputter and carbon coater Denton Vacuum N/A
Dimethly sulfoxide  Corning 25-950-CQC
DPBS/Modified Cytiva SH30028.02
Dulbecco's modified Eagle medium Corning 10-014-CV
ECIS-ZΘ Applied Biophysics  ABP 1129
Excel Microsoft Version 2301
Falcon tubes (15 mL) Corning 352196
Fetal bovine serum Gibco 16140-071
FLUOstar OPTIMA plate reader BMG LABTECH 413-2132
GraphPad Prism Software (9.0.0) GraphPad Software, LLC Version 9.0.0
HERAcell 150i CO2 Incubator Thermo Scientific 50116047
Hitachi S-4700 Field emission scanning electron microscope equipped with energy dispersive X-ray  Hitachi High-Technologies Corporation S4700 and EDAX TEAM analysis software
ImageJ software National Institutes of Health N/A
Immortalized human bronchial epithelial cells American Type Culture Collection CRL-9609
Isotemp freezer Fisher Scientific 
Methanol, 99% Fisher Chemical 67-56-1
Parafilm sealing film The Lab Depot HS234526A
Penicillin/Steptomycin Gibco 15140-122
Sorvall Legend X1R Centrifuge  Thermo Scientific 75004220
Sorvall T 6000B DU PONT  T6000B
Trypan blue, 0.4% solution in PBS MP Biomedicals, LLC 1691049
Vacuum Chamber Belart 999320237
Zinc Nitrate Hexahydrate, 98% extra pure Acros Organic 101-96-18-9

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tamames-Tabar, C., et al. Cytotoxicity of nanoscaled metal-organic frameworks. Journal of Materials Chemistry. B. 2 (3), 262-271 (2014).
  2. Lin, W. X., et al. Low cytotoxic metal-organic frameworks as temperature-responsive drug carriers. ChemPlusChem. 81 (8), 804-810 (2016).
  3. Vasconcelos, I. B., et al. Cytotoxicity and slow release of the anti-cancer drug doxorubicin from ZIF-8. RSC Advances. 2 (25), 9437-9442 (2012).
  4. Yang, B. C., Shen, M., Liu, J. Q., Ren, F. Post-synthetic modification nanoscale metal-organic frameworks for targeted drug delivery in cancer cells. Pharmaceutical Research. 34 (11), 2440-2450 (2017).
  5. Lucena, M. A. M., et al. Application of the metal-organic framework Eu(BTC) as a luminescent marker for gunshot residues: A synthesis, characterization, and toxicity study. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (5), 4684-4691 (2017).
  6. Kayal, S., Sun, B. C., Chakraborty, A. Study of metal-organic framework MIL-101(Cr) for natural gas (methane) storage and compare with other MOFs (metal-organic frameworks). Energy. 91, 772-781 (2015).
  7. Gutov, O. V., et al. Water-stable zirconium-based metal-organic framework material with high-surface area and gas-storage capacities. Chemistry. 20 (39), 12389-12393 (2014).
  8. Ghorbanloo, M., Safarifard, V., Morsali, A. Heterogeneous catalysis with a coordination modulation synthesized MOF: morphology-dependent catalytic activity. New Journal of Chemistry. 41 (10), 3957-3965 (2017).
  9. Valvekens, P., et al. Base catalytic activity of alkaline earth MOFs: a (micro) spectroscopic study of active site formation by the controlled transformation of structural anions. Chemical Science. 5 (11), 4517-4524 (2014).
  10. Taylor, K. M. L., Rieter, W. J., Lin, W. B. Manganese-based nanoscale metal-organic frameworks for magnetic resonance imaging. Journal of the American Chemical Society. 130 (44), 14358-14359 (2008).
  11. Taylor-Pashow, K. M. L., Della Rocca, J., Xie, Z. G., Tran, S., Lin, W. B. Postsynthetic modifications of iron-carboxylate nanoscale metal-organic frameworks for imaging and drug delivery. Journal of the American Chemical Society. 131 (40), 14261-14263 (2009).
  12. Kundu, T., et al. Mechanical downsizing of a gadolinium(III)-based metal-organic framework for anticancer drug delivery. Chemistry. 20 (33), 10514-10518 (2014).
  13. Orellana-Tavra, C., et al. Drug delivery and controlled release from biocompatible metal-organic frameworks using mechanical amorphization. Journal of Materials Chemistry. B. 4 (47), 7697-7707 (2016).
  14. Su, H. M., et al. A highly porous medical metal-organic framework constructed from bioactive curcumin. Chemical Communications. 51 (26), 5774-5777 (2015).
  15. Gandara-Loe, J., et al. Metal-organic frameworks as drug delivery platforms for ocular therapeutics. ACS Applied Materials & Interfaces. 11 (2), 1924-1931 (2019).
  16. Wagner, A., et al. Toxicity screening of two prevalent metal organic frameworks for therapeutic use in human lung epithelial cells. International Journal of Nanomedicine. 14, 7583-7591 (2019).
  17. Chen, G. S., et al. In vitro toxicity study of a porous iron(III) metal-organic framework. Molecules. 24 (7), 1211 (2019).
  18. Eldawud, R., Wagner, A., Dong, C. B., Rojansakul, Y., Dinu, C. Z. Electronic platform for real-time multi-parametric analysis of cellular behavior post-exposure to single-walled carbon nanotubes. Biosensors & Bioelectronics. 71, 269-277 (2015).
  19. Kroll, A., Pillukat, M. H., Hahn, D., Schnekenburger, J. Current in vitro methods in nanoparticle risk assessment: Limitations and challenges. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 72 (2), 370-377 (2009).
  20. Lucena, F. R. S., et al. Induction of cancer cell death by apoptosis and slow release of 5-fluoracil from metal-organic frameworks Cu-BTC. Biomedicine & Pharmacotherapy. 67 (8), 707-713 (2013).
  21. Orellana-Tavra, C., et al. Tuning the endocytosis mechanism of Zr-based metal-organic frameworks through linker functionalization. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (41), 35516-35525 (2017).
  22. Zucker, R. M., Ortenzio, J. N. R., Boyes, W. K. Characterization, detection, and counting of metal nanoparticles using flow cytometry. Cytometry. Part A. 89 (2), 169-183 (2016).
  23. Robson, A. L., et al. Advantages and limitations of current imaging techniques for characterizing liposome morphology. Frontiers in Pharmacology. 9, 80 (2018).
  24. Giaever, I., Keese, C. R. Micromotion of mammalian cells measured electrically. Proceedings of the National Academy of Sciences. 88 (17), 7896-7900 (1991).
  25. Wegener, J., Keese, C. R., Giaever, I. Electric cell-substrate impedance sensing (ECIS) as a noninvasive means to monitor the kinetics of cell spreading to artificial surfaces. Experimental Cell Research. 259 (1), 158-166 (2000).
  26. Wagner, A., et al. Toxicity evaluations of nanoclays and thermally degraded byproducts through spectroscopical and microscopical approaches. Biochimica et Biophysica Acta. General Subjects. 1861, 3406-3415 (2017).
  27. Wagner, A., et al. Early assessment and correlations of nanoclay's toxicity to their physical and chemical properties. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (37), 32323-32335 (2017).
  28. Wagner, A., et al. Incineration of nanoclay composites leads to byproducts with reduced cellular reactivity. Scientific Reports. 8 (1), 10709 (2018).
  29. Zhao, F., Klimecki, W. T. Culture conditions profoundly impact phenotype in BEAS-2B, a human pulmonary epithelial model. Journal of Applied Toxicology. 35 (8), 945-951 (2015).
  30. Wu, S. X., Wang, W. H., Fang, Y. Z., Kong, X. J., Liu, J. H. Efficient Friedel-Crafts acylation of anisole over silicotungstic acid modified ZIF-8. Reaction Kinetics Mechanisms and Catalysis. 122, 357-367 (2017).
  31. Shu, F. P., et al. Fabrication of a hyaluronic acid conjugated metal organic framework for targeted drug delivery and magnetic resonance imaging. RSC Advances. 8 (12), 6581-6589 (2018).
  32. Shi, Z. Q., et al. FA-PEG decorated MOF nanoparticles as a targeted drug delivery system for controlled release of an autophagy inhibitor. Biomaterials Science. 6 (10), 2582-2590 (2018).
  33. Ebrahim, A. S., et al. Functional optimization of electric cell-substrate impedance sensing (ECIS) using human corneal epithelial cells. Scientific Reports. 12 (1), 14126 (2022).
  34. Szulcek, R., Bogaard, H. J., van Nieuw Amerongen, G. P. Electric cell-substrate impedance sensing for the quantification of endothelial proliferation, barrier function, and motility. Journal of Visualized Experiments. (85), e51300 (2014).
  35. Eldawud, R., et al. Carbon nanotubes physicochemical properties influence the overall cellular behavior and fate. Nanoimpact. 9, 72-84 (2018).
  36. An, Y., Jin, T. Y., Zhang, F., He, P. Electric cell-substrate impedance sensing (ECIS) for profiling cytotoxicity of cigarette smoke. Journal of Electroanalytical Chemistry. 834, 180-186 (2019).
  37. Kaur, G., Dufour, J. M. Cell lines. Spermatogenesis. 2 (1), 1-5 (2012).
  38. Applied Biophysics, Allied Biophysics. , Available from: https://biophysics.com (2023).
  39. Park, Y. H., Kim, D., Dai, J., Zhang, Z. Human bronchial epithelial BEAS-2B cells, an appropriate in vitro model to study heavy metals induced carcinogenesis. Toxicology and Applied Pharmacology. 287 (3), 240-245 (2015).
  40. Yang, F., et al. Morphological map of ZIF-8 crystals with five distinctive shapes: Feature of filler in mixed-matrix membranes on C3H6/C3H8 separation. Chemistry of Materials. 30 (10), 3467-3473 (2018).
  41. Rose, O. L., et al. Thin films of metal-organic framework interfaces obtained by laser evaporation. Nanomaterials. 11 (6), 1367 (2021).
  42. Stueckle, T. A., et al. Impacts of organomodified nanoclays and their incinerated byproducts on bronchial cell monolayer integrity. Chemical Research in Toxicology. 32 (12), 2445-2458 (2019).
  43. Eldawud, R., et al. Potential antitumor activity of digitoxin and user-designed analog administered to human lung cancer cells. Biochimica et Biophysica Acta. General Subjects. 1864 (11), 129683 (2020).
  44. Zhuang, J., et al. Optimized metal-organic-framework nanospheres for drug delivery: Evaluation of small-molecule encapsulation. ACS Nano. 8 (3), 2812-2819 (2014).
  45. Eldawud, R., et al. Combinatorial approaches to evaluate nanodiamond uptake and induced cellular fate. Nanotechnology. 27 (8), 085107 (2016).
  46. Houthaeve, G., De Smedt, S. C., Braeckmans, K., De Vos, W. H. The cellular response to plasma membrane disruption for nanomaterial delivery. Nano Convergence. 9 (1), 6 (2022).
  47. Otero-Gonzalez, L., Sierra-Alvarez, R., Boitano, S., Field, J. A. Application and validation of an impedance-based real time cell analyzer to measure the toxicity of nanoparticles impacting human bronchial epithelial cells. Environmental Science & Technology. 46 (18), 10271-10278 (2012).
  48. Ibarguren, M., Lopez, D. J., Escriba, P. V. The effect of natural and synthetic fatty acids on membrane structure, microdomain organization, cellular functions and human health. Biochimica et Biophysica Acta. 1838 (6), 1518-1528 (2014).
  49. Nor, Y. A., et al. Shaping nanoparticles with hydrophilic compositions and hydrophobic properties as nanocarriers for antibiotic delivery. ACS Central Science. 1 (6), 328-334 (2015).
  50. Farcal, L., et al. Comprehensive in vitro toxicity testing of a panel of representative oxide nanomaterials: First steps towards an intelligent testing strategy. PLoS One. 10 (5), e0127174 (2015).
  51. Verma, N. K., Moore, E., Blau, W., Volkov, Y., Babu, P. R. Cytotoxicity evaluation of nanoclays in human epithelial cell line A549 using high content screening and real-time impedance analysis. Journal of Nanoparticle Research. 14, 1137 (2012).
  52. Xiao, C. D., Lachance, B., Sunahara, G., Luong, J. H. T. Assessment of cytotoxicity using electric cell-substrate impedance sensing: Concentration and time response function approach. Analytical Chemistry. 74 (22), 5748-5753 (2002).
  53. Coyle, J. P., et al. Carbon nanotube filler enhances incinerated thermoplastics-induced cytotoxicity and metabolic disruption in vitro. Particle and Fibre Toxicology. 17 (1), 40 (2020).
  54. Yu, M. H., et al. Hyaluronic acid modified mesoporous silica nanoparticles for targeted drug delivery to CD44-overexpressing cancer cells. Nanoscale. 5 (1), 178-183 (2013).

Tags

Bioteknologi utgave 195
Registrering av elektrisk cellesubstrat for sanntidsevaluering av toksikologiske profiler for metallorganisk rammeverk
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Rose, O. L., Arnold, M., Dinu, C. Z. … More

Rose, O. L., Arnold, M., Dinu, C. Z. Electric Cell-Substrate Sensing for Real-Time Evaluation of Metal-Organic Framework Toxicological Profiles. J. Vis. Exp. (195), e65313, doi:10.3791/65313 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter