Arabidopsis thaliana Profiling Glycerolipid Polar por cromatografia em camada delgada (TLC) Juntamente com Cromatografia gás-líquido (GLC)

Biology
 

Summary

Composição de extratos de lipídios polares e da composição de ácidos graxos de glycerolipids individuais são determinados em um experimento simples e robusto perfil lipídico. Para este fim, glycerolipids são isolados por cromatografia em camada delgada e submetido a transmetilação de seus grupos acil. Graxos methylesters acila são quantificados por cromatografia gás-líquido.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Wang, Z., Benning, C. Arabidopsis thaliana Polar Glycerolipid Profiling by Thin Layer Chromatography (TLC) Coupled with Gas-Liquid Chromatography (GLC). J. Vis. Exp. (49), e2518, doi:10.3791/2518 (2011).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Biológica células membranas separado do ambiente. A partir de uma única célula de plantas e animais multicelulares, glycerolipids, como fosfatidilcolina ou fosfatidiletanolamina, membranas formam bicamada que atuam tanto como os limites e interfaces para permuta química entre as células e seus arredores. Ao contrário dos animais, células vegetais têm uma organela especial para a fotossíntese, o cloroplasto. O sistema de membrana intrincados do cloroplasto contém glycerolipids única, ou seja, glicolipídeos falta de fósforo: monogalactosyldiacylglycerol (MGDG), digalactosyldiacylglycerol (DGDG), sulfoquinovosyldiacylglycerol (SQDG) 4. Os papéis destes lipídios são além de simplesmente estrutural. Estes glicolipídeos e glycerolipids outros foram encontrados na estrutura cristalina do fotossistema I e II, que indica o envolvimento de glycerolipids na fotossíntese 8,11. Durante a fome de fosfato, DGDG é transferido para membranas extraplastidic para compensar a perda de fosfolipídeos 9,12.

Muito do nosso conhecimento da biossíntese e função desses lipídios foi derivado de uma combinação de estudos genéticos e bioquímicos com 14 Arabidopsis thaliana. Durante esses estudos, um procedimento simples para a análise de lipídios polares tem sido essencial para o rastreamento e análise de mutantes lipídico e será descrito em detalhes. Um extrato de lipídios folha é primeiro separados por cromatografia em camada delgada (TLC) e glycerolipids estão manchadas reversivelmente com vapor de iodo. Os lipídios individuais são raspadas da placa de TLC e convertidos em gordura methylesters acila (FAMEs), que são analisados ​​por cromatografia gás-líquido acoplado com detecção de ionização de chama (FID-GLC) (Figura 1). Este método tem provado ser uma ferramenta confiável para a seleção de mutantes. Por exemplo, o tgd1, 2,3,4 retículo endoplasmático-to-plastid mutantes tráfico de lipídios foram descobertos com base na acumulação de um galactoglycerolipid anormal: trigalactosyldiacylglycerol (TGDG) e uma diminuição na quantidade relativa de 18:03 (carbonos: double títulos) grupos acila graxos em lipídios de membrana 3,13,18,20. Este método também é aplicável para a determinação atividades enzimáticas de proteínas usando lipídios como substrato 6.

Protocol

1. Extração de lipídeos

  1. Começar a extração de lipídios colhendo 30 mg deixa quatro semanas de idade Arabidopsis partir de plantas cultivadas em ágar solidificado médio ou solo e transferi-los para 1,5 mL tubos de reacção de polipropileno. Folhas frescas podem ser flash congelado em nitrogênio líquido e armazenadas a -80 ° C.
  2. Adicionar 300 mL de extração de solvente composto por metanol, clorofórmio e ácido fórmico (20:10:01, v / v / v) para cada amostra. Agite vigorosamente (usando um misturador de tinta ou similar) por 5 minutos.
  3. Adicionar 150 mL de ácido fosfórico 0,2 M (H 3 PO 4), 1 M de cloreto de potássio (KCl) e brevemente vortex.
  4. Centrifugar a 13.000 xg à temperatura ambiente por 1 minuto. Lipídios dissolvidos na fase de menor clorofórmio será manchado em placas de TLC.

2. Cromatografia em camada fina (TLC) 15

  1. Para preparar as placas TLC, submerge um 20cmx20cm placa de sílica gel TLC revestido com carga strip por 30 segundos em 0,15 M de sulfato de amônio ((NH 4) 2 SO 4) solução, depois de submergir por 30 segundos, secar a placa por pelo menos dois dias no um recipiente coberto. Durante a ativação da sublimação de amônio deixa para trás ácido sulfúrico, que protonates fosfatidilglicerol necessário para a sua separação de glycerolipids outros.
  2. No dia do experimento, ativar placas por TLC assando no forno a 120 ° C por 2,5 horas.
  3. Após resfriamento das placas ativado à temperatura ambiente, use um lápis para desenhar uma linha reta (1,5 cm da borda da placa) em toda a placa na origem do cromatograma.
  4. Em uma capela, lentamente entregar 3 X 20 mL do extrato lipídico na fase de menor clorofórmio, utilizando uma pipeta 20 mL com 200 mL amarelo dicas de plástico sob uma corrente lenta de N 2. Para esta finalidade, um tubo Tygon é conectado ao regulador do 2 N tanque. Mantenha o ponto inferior a 1 cm de diâmetro. Cada placa pode conter até 10 amostras (quando a análise subseqüente é planejada GLC).
  5. Como o de lipídios spots completamente seco na capela, prepare o solvente de desenvolvimento composto de acetona, tolueno, água (91 mL: 30 mL: 7,5 mL). Se a umidade relativa do ar ambiente é alta, a separação poderia ser afetada. Neste caso, a água deve ser reduzida para dar (mL 91: 30 mL: 7,0 mL) para conseguir a separação desejada.
  6. Despeje 80 ml solvente de desenvolvimento em um TLC selável desenvolvimento câmara (L: H: W = 27,0: 26,5: 7,0, cm / cm / cm) e colocar a placa para dentro do tanque com o fim da amostra virada para baixo. Vedação do tanque usando a braçadeira. O solvente irá subir a placa e lipídios serão separados. O tempo de desenvolvimento é de aproximadamente 50 minutos em temperatura ambiente.
  7. Quando a frente do solvente tenha atingido 1 cm do topo da placa, remova cuidadosamente a placa da tina e secar completamente na capela por aproximadamente 10 minutos.
  8. Lipídios separados por TLC pode ser reversível manchada brevemente com iodo para a análise quantitativa ou irreversivelmente manchado com ácido sulfúrico ou α-naftol.
    1. Sulfúrico carbonização ácido: pulverizar a placa com 50% de ácido sulfúrico em água em um frasco spray de vidro no extractor de fumo e leve ao forno a 120 ° C por 15 minutos (Figura 2A).
    2. α-naftol coloração para glycolipids: pulverizar a placa com 2,4% (w / v) α-naftol em 10% (v / v) de ácido sulfúrico, 80% (v / v) etanol e leve ao forno a 120 ° C por 3-5 minutos, até bandas glicolipídeo estão manchadas rosa ou roxo (Figura 2B). Sobretratamento levará a carbonização de todos os lipídios devido à presença de ácido sulfúrico no reagente.
    3. Coloração de iodo: em um exaustor, colocar a placa em um tanque de TLC fechado com cristais de iodo (em uma bandeja na parte inferior levando à saturação da atmosfera com vapor de iodo até lipídios são visíveis). Não expor a placa ao iodo muito tempo como o iodo pode modificar covalentemente de ácidos graxos poliinsaturados (Figura 2C). Como alternativa, para evitar a oxidação de lipídios, apenas pistas padrão intercaladas com faixas de amostra deve ser manchado com um a lã de vidro conectado Pasteur pipeta com cristais de iodo através do qual N 2 é soprado sobre pistas individuais padrão.

3. Acil graxos metílicos Reaction (FAME) 16

  1. Remove manchas de sílica em torno de lipídios identificados a partir da placa de TLC com uma lâmina de barbear. Raspe a sílica contendo lipídios e transferir o pó de sílica utilizando um funil para um tubo de vidro com tampa de rosca de teflon (PTFE) alinhadas.
  2. Adicionar 1 mL de ácido clorídrico 1 N (HCl) em metanol anidro para cada amostra de vidro pipeta.
  3. Adicionar 100 mL 50 mg mL -1 pentadecanoic ácido (15:00), utilizando 200 mL de pipeta para cada amostra como padrão interno, utilizando uma pipeta 200 mL com 200 mL ponta de plástico amarela. Mantenha um tubo com apenas ácido pentadecenoic em metanólico HCl como controle. Fechar os tubos de vidro firmemente com Teflon alinhadas caps.
  4. Incubar glass tubos em um banho de água 80 ° C por 25 minutos. Tubos devem ser selados de forma que o solvente não evapore.
  5. Depois de tubos têm arrefecido, adicione 1 mL de cloreto de sódio a 0,9%, seguido por uma hexano mL e vortex vigorosamente. Centrifugar amostras 1000xg por 3 minutos.
  6. Na capela, remova a camada de hexano / superior da amostra com uma pipeta Pasteur e colocá-lo em um novo tubo de vidro 13x100 milímetros.
  7. Evaporar hexano sob uma corrente lenta de N 2 sem secar completamente.
  8. Dissolver o resultado graxos acil methylesters s em 60 mL de hexano. Transferência de amostras em frascos de amostrador automático e tampa. Amostras podem ser armazenadas a 4 ° C para curto prazo e -20 ° C por alguns dias.

4. Cromatografia gás-líquido (GLC) 10

  1. Antes de iniciar GLC, Certifique-se que o hidrogênio, hélio e cilindros de ar são preenchidos.
  2. Hexano suficiente deve ser adicionado ao reservatório de solvente e o recipiente de resíduos deve estar vazio. Para graxos separação methylesters acila, anexar um DB-23 da coluna para a máquina.
  3. Frascos lugar para o amostrador automático. Inicie o software ChemStation para GLC no computador do sistema.
  4. Definir a temperatura de entrada a 250 ° C com taxa de fluxo de hélio em 48,6 mL min -1 ea pressão em 21,93 psi. A razão de separação é de 30,0: 1.
  5. A temperatura do forno é definido inicialmente a 140 ° C por 2 min e aumentada para 160 ° C a uma taxa de 25 ° C min -1. Em seguida, defina a temperatura aumente de 160 ° C a 250 ° C a uma taxa de 8 ° C min -1 e mantenha a 250 ° C por 4 min seguido por uma diminuição para 140 ° C a uma taxa de 38 ° C min - 1. Uma corrida dura aproximadamente 21 minutos.
  6. A temperatura do detector de ionização de chama é de 270 ° C com uma taxa de fluxo de hidrogênio de 30,0 mL min -1, vazão de ar de 400 mL min -1 e taxa de fluxo de hélio em 30,0 mL min -1.
  7. Digite o número de frascos e nomes de amostra na tabela de seqüência de execução. Definir o injector de 10 L para injetar 2 mL da amostra por frasco.
  8. Quando o instrumento está pronto, iniciar a seqüência de execução.

5. Resultados representativos:

Exemplos de coloração irreversível de TLC-separados lipídios a partir de mudas de quatro semanas de idade Arabidopsis são mostrados na Figura 2. Os lipídios ácido sulfúrico corado (Figura 2A) estão carbonizados e aparecem como manchas marrons. α-naftol é preferível a mancha glycolipids como MGDG, DGDG, SQDG etc Glicolipídeos corados com α-naftol levar uma cor rosa-púrpura, enquanto outros lipídeos polares mancha amarela (Figura 2B). A coloração de iodo é reversível e dá lipídios uma cor amarelada que desaparecerão ao longo de um curto período de tempo como evapora iodo (Figura 2C). Lipídios brevemente iodo manchadas podem ser submetidos à análise GLC embora imaculada lipídios são preferíveis para reduzir a quebra de lipídios.

Se feito com sucesso, os sinais distintivos que representam diferentes Fatty acil metílicos será observado após GLC (Figura 3). Metílicos de acila graxos de cadeia curta de carbono e menos ligações duplas têm menor tempo de retenção usando o DB-23 coluna. Graxos acil perfil metílico é um instrumento sensível para identificar mutantes com composição lipídica alterada. Na Figura 4, o MGDG18: 3 proporção molar de ácidos graxos é reduzida no mutante tgd4-1 em relação ao tipo selvagem 18. Dividindo-se o moles de gordos acil metílicos para uma classe de lipídios com as toupeiras de todas as classes de lipídios, a relação molar de cada lipídios são calculados. Por exemplo, para calcular a razão molar de MGDG:

(MGDG) mol% =% x100 Σ [FAMEs (MGDG)] / Σ [FAMEs (total)]

As relações resultantes molar de cada classe de lipídeos de tanto o tipo selvagem eo mutante pode ser comparado. Por exemplo, o mutante tgd4-1 aumentou quantidades relativas de MGDG e PG, mas diminuiu quantidades de DGDG e PE (Figura 5) 18.

Figura 1
Figura Fluxograma 1. Da análise de lipídios polar usando mudas de Arabidopsis. Lipídios totais são extraídos de mudas de quatro semanas de idade Arabidopsis e separados por TLC. Os lipídios podem ser separados raspadas TLC placa de transesterificação seguido de análise GLC.

Figura 2
Figura 2. Separação de lipídios em placas de TLC. Extratos de lipídios de 35 mg (peso fresco) de mudas do tipo selvagem são separados por TLC e corados pelo ácido sulfúrico (A), α-naftol (B) ou iodo vapor (C). Três repetições são mostradas em cada método de coloração. DGDG, digalactosyldiacylglycerol; monogalactosyldiacylglycerol MGDG,; PC, fosfatidilcolina, PE, fosfatidiletanolamina, PG, phosphatidylglycerol; PI, fosfatidilinositol; SQDG, sulfoquinovosyldiacylglycerol.

Figura 3
Figura 3. GLC análise de Methylesters ácidos graxos (FAMEs) derivado de MGDG do tipo selvagem. FAMEs são separados em uma coluna de 30 m capilar e detectado por ionização de chama. Pentadecanoic ácido (15:00) é usado como padrão interno.

Figura 4
Figura 4. Perfil de ácidos graxos de MGDG no tipo selvagem Col2 (colunas brancas) e os tgd4-1 mutante (colunas pretas). Ácidos graxos são apresentados como o número de carbonos, seguido do número de ligações duplas. Três repetições são em média e desvios-padrão são mostrados.

Figura 5
Figura 5. Composição de lipídios polares do tipo selvagem Col2 (colunas brancas) e os tgd4-1 mutante (colunas pretas). Três repetições são em média e desvios-padrão são mostrados pela barra de erro.

Discussion

TLC juntamente com GLC fornece uma ferramenta robusta e rápida de análise quantitativa de lipídios polares em plantas. Pequenas mudanças na composição lipídica podem ser identificados e, portanto, este método tem sido utilizado para triagem em larga escala de mutantes deficientes nas vias metabólicas lipídicas polar 1,20. Este método também é amplamente utilizado para atividades de monitoramento de enzimas utilizando lipídeos polares como substrato. 2,6,7

Além de folhas, a composição lipídica de outros tecidos vegetais, como raízes e sementes ou frações subcelulares, como cloroplastos e mitocôndria também pode ser determinado da mesma maneira.

O sistema de solvente (acetona, tolueno, água) aqui utilizado é otimizado para a separação de glicolipídios e fosfolipídios em plantas. No entanto, em tgd1, 2,3,4 mutantes e cloroplastos isolados, TGDG executado em conjunto com o PE, enquanto tetragalactosyldiacylglycerol funciona com PC. Neste caso, um sistema de solventes com clorofórmio, metanol, ácido acético e água (85: 20: 10: 4, v / v / v / v) é usado 13. Às vezes bidimensional TLC usando dois diferentes sistemas solventes é realizada para mais glycolipids separado e fosfolipídios 19. Além disso, tecidos vegetais podem ser diretamente submetidas à reação FAME seguido por GLC para determinar o perfil de ácidos graxos totais, sem separação inicial sobre TLC 5. Ao lado do TLC-GLC demonstrado sistema, outro método utilizado para o perfil lipídico é baseado em directo de massas com ionização electrospray em tandem espectrometria de 17. Neste método, a separação cromatográfica inicial de lipídios no extrato é omitido. No entanto, este método requer equipamentos caros e pessoal experiente, o que o torna menos útil para análises de rotina no laboratório ou para a seleção de mutantes.

Disclosures

Não há conflitos de interesse declarados.

Acknowledgements

Este trabalho é apoiado por uma bolsa da National Science Foundation EUA para Christoph Benning.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
α-naphthol Sigma-Aldrich N1000
Methanolic HCL 3N Sigma-Aldrich 33050-U Dilute to 1N by methanol
Si250-PA TLC plates JT Baker 7003-04 With pre-absorbent
TLC chamber Sigma-Aldrich Z266000
Screw cap tubes VWR international 53283-800
Scew caps Sun Sri 13-425
PTFE disk Sun Sri 200 608
GLC system Hewlett-Packard HP6890
DB-23 column J&W Scientific 122-2332
GLC vials Sun Sri 500 132
Caps of GLC vials Sun Sri 201 828
Chemstation software Agilent Technologies G2070AA

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ajjawi, I. Large-scale reverse genetics in Arabidopsis: case studies from the Chloroplast 2010 Project. Plant Physiol. 152, 529-529 (2010).
  2. Andersson, M. X., Kjellberg, J. M., Sandelius, A. S. The involvement of cytosolic lipases in converting phosphatidyl choline to substrate for galactolipid synthesis in the chloroplast envelope. Biochim. Biophys. Acta. 1684, 46-46 (2004).
  3. Awai, K. A phosphatidic acid-binding protein of the chloroplast inner envelope membrane involved in lipid trafficking. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103, e10817-e10817 (2006).
  4. Benning, C. Mechanisms of lipid transport involved in organelle biogenesis in plant cells. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 25, 71-71 (2009).
  5. Browse, J., McCourt, P. J., Somerville, C. R. Fatty acid composition of leaf lipids determined after combined digestion and fatty acid methyl ester formation from fresh tissue. Anal. Biochem. 152, 141-141 (1986).
  6. Dormann, P., Balbo, I., Benning, C. Arabidopsis galactolipid biosynthesis and lipid trafficking mediated by DGD1. Science. 284, 2181-2181 (1999).
  7. Guskov, A. Cyanobacterial photosystem II at 2.9-A resolution and the role of quinones, lipids, channels and chloride. 16, 334-334 (2009).
  8. Hartel, H., Dormann, P., Benning, C. DGD1-independent biosynthesis of extraplastidic galactolipids after phosphate deprivation in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 10649-10649 (2000).
  9. James, A. T., MARTIN, A. J. Gas-liquid partition chromatography; the separation and micro-estimation of volatile fatty acids from formic acid to dodecanoic acid. Biochem. J. 50, 679-679 (1952).
  10. Jordan, P. Three-dimensional structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 A resolution. Nature. 411, 909-909 (2001).
  11. Kobayashi, K. Type-B monogalactosyldiacylglycerol synthases are involved in phosphate starvation-induced lipid remodeling, and are crucial for low-phosphate adaptation. Plant J. 57, 322-322 (2009).
  12. Lu, B. A small ATPase protein of Arabidopsis, TGD3, involved in chloroplast lipid import. J. Biol. Chem. 282, 35945-35945 (2007).
  13. Ohlrogge, J., Browse, J. Lipid biosynthesis. Plant Cell. 7, 957-957 (1995).
  14. Stahl, E. Thin-layer chromatography; methods, influencing factors and an example of its use. Pharmazie. 11, 633-633 (1956).
  15. Stoffel, W., INSULL, W., AHRENS, E. H. Gas-liquid chromatography of highly unsaturated fatty acid methyl esters. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 99, 238-238 (1958).
  16. Welti, R., Wang, X., Williams, T. D. Electrospray ionization tandem mass spectrometry scan modes for plant chloroplast lipids. Anal. Biochem. 314, 149-149 (2003).
  17. Xu, C. Lipid trafficking between the endoplasmic reticulum and the plastid in Arabidopsis requires the extraplastidic TGD4 protein. Plant Cell. 20, 2190-2190 (2008).
  18. Xu, C. Mutation of the TGD1 chloroplast envelope protein affects phosphatidate metabolism in Arabidopsis. Plant Cell. 17, 3094-3094 (2005).
  19. Xu, C. A permease-like protein involved in ER to thylakoid lipid transfer in Arabidopsis. EMBO J. 22, 2370-2370 (2003).

Comments

9 Comments

  1. Dear All:
    There is something that intrigues me about your protocol, why is formic acid added to the meAdd 300 μL extraction solvent composed of methanol and phosphoric acid added to 1 M potassium chloride (KCl) for the lipid washing part? is this to eliminate contribution of chlorophyll ?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 4, 2011 - 10:24 AM
  2. It is to kill lipases and prevent breakdown of lipids due to lipase action during extraction.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 4, 2011 - 10:39 AM
  3. Dear Sir ,
    your presentation is very nice, fruitful, Whether i can use the same method for microalgae lipid extraction. how to understand different lipids or fatty acid from the thin layers ..i mean the names. please give a good solution.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 7, 2012 - 6:23 AM
  4. Hello,

    Thanks for the question. If there's existing knowledge about the lipid profile of this microalgae, you can simply identify the major lipids on the TLC plate by the relative abundance. You can also use α-naphthol staining to determine the sugar-containing lipids. If it's green algae, the most abundant lipids must be MGDG and DGDG. On the other hand, if no previous knowledge about the lipid profile, scrap off each band after iodine staining and re-extract the lipid with chloroform. Use Mass Spec to determine the identity of each lipid.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 7, 2012 - 11:52 AM
  5. Dear Sir ,
    thanks for your fruitful presentation.can i use triheptadecanoin as internal standard instead of pentadecanoic acid?How to make sure that the lipid is completely converted into fatty acid methyl ester?

    Reply
    Posted by: wang h.
    March 14, 2013 - 1:43 AM
  6. Hello Dr. Wang,

    To answer your question, you can use triheptadecanoin as internal standard as long as your sample dŒsn't have heptadecanoic acid, which most biological systems don't. But you must make sure to add it before the FAME reaction. Since triheptadecanoin has three C17 FA esterified on a glycerol backbone, during FAME reaction, three molecules of C17 methyester are generated. Therefore during final quantification, you need to divide the molar concentration by 3.
    Regarding the conversion rate of FAMEs, there is no absolute guarantee that all lipids are converted and it is unnecessary because if the internal standards and the samples are treated in parallel, the degree of conversion should be identical.
    I hope this answers your question and let me know if you have any other questions regarding this protocol. Good luck with your experiments!

    Reply
    Posted by: Zhen W.
    March 14, 2013 - 12:17 PM
  7. Dear All,

    Thanks for your nice presentation, it is very helpful. Actually now I am trying to apply this method on green algae, and I got a question regarding the lipid extraction. Our samples are flash frozen in liquid nitrogen and lyophilized, do you think there will be much difference of the result between fresh and lyophilized sample? Do we need to add water to our sample before the extraction? Thanks again!

    Reply
    Posted by: Yan M.
    May 14, 2013 - 2:43 PM
  8. Dear Yan,

    Theoretically, there is no difference between fresh and lyophilized algal sample in terms of lipid extraction. Just be careful during the lyophilization and store in -80C afterward, if not using immediately. If enzymes in cell are not totally deactivated or sample is exposed in room temperature for a long time, unsaturated fatty acids in lipid sample would be easily degraded. There's no need to add water before extraction.

    Good luck with your experiment!

    Bensheng L. and Zhen. W

    Reply
    Posted by: Zhen W.
    May 14, 2013 - 9:22 PM
  9. Thanks for your kind reply. Now we are moving to the step of iodine staining, could you please let me know usually how much iodine is needed to create a saturation of the atmosphere with iodine vapor? We have a similar tank as you showed in the video. Btw, the multiple-plate holder in the tank you showed in the video looks really nice, could you please let me know where did you get this? I searched online but failed to find the proper size. Thanks a lot!

    Reply
    Posted by: Yan M.
    June 28, 2013 - 4:59 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics