הערכת Biomaterials עבור הגדלת שלפוחית ​​השתן באמצעות ניתוח Cystometric על מודלים מכרסם שונים

* These authors contributed equally
Bioengineering
 

Summary

שלבי ניתוח של הגדלת שלפוחית ​​השתן מתוארים באמצעות 3-D פיגומים במודלים Murine וחולדה. כדי לבדוק את היעילות של תצורות ביולוגי לשימוש הגדלת שלפוחית ​​השתן, טכניקות cystometry הן ער הרדים מוצגים.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Tu, D. D., Seth, A., Gil, E. S., Kaplan, D. L., Mauney, J. R., Estrada Jr., C. R. Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models. J. Vis. Exp. (66), e3981, doi:10.3791/3981 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

תפקוד כליות ההתאפקות ואת השתן תלויים באופן קריטי על תפקוד תקין של שלפוחית ​​השתן, אשר מאחסן שתן בלחץ נמוך ומוציאה אותו עם בדיוק ניצח התכווצות. מספר חריגות אורולוגית מולד ונרכש כולל שסתומים השופכה האחורי, גידול שפיר של הערמונית, ועל שלפוחית ​​השתן neurogenic משני ספינה ביפידה / פגיעה בחוט השדרה יכול לגרום שיפוץ רקמות פתולוגי המוביל ציות לקוי ויכולת מופחתת 1. חסימה תפקודית או אנטומית בדרכי השתן קשורה לעתים קרובות עם תנאים אלה, והוא יכול להוביל בריחת שתן ופגיעה בכליות מ האחסון גדל ולחצים הרקה 2. השתלה כירורגית של חלקים במערכת העיכול כדי להרחיב את יכולת האיבר ולהפחית לחצים השלפוחית ​​מייצג את האופציה העיקרית טיפול כירורגי בהפרעות אלה, כאשר הניהול הרפואי נכשל 3. עם זאת, גישה זו היא לעכבאד על ידי הגבלה של רקמות התורם זמין, והיא קשורה עם סיבוכים משמעותיים, כולל דלקת בדרכי השתן כרונית, הפרעה מטבולית, היווצרות אבנים בדרכי השתן, וכן גידול ממאיר משני 4,5.

המחקר הנוכחי בהנדסת רקמות שלפוחית ​​השתן מתמקדת בעיקר על זיהוי תצורות ביולוגי אשר יכול לתמוך והתחדשות של רקמות באתרים פגם. קונבנציונאלי 3-D ויוצר תשתית נגזר פולימרים טבעיים וסינתטיים, כגון submucosa המעי הדק פולי חומצה גליקולית הראו הצלחה מסוימת לטווח קצר בתמיכה התחדשות שריר urothelial וחלק, כמו גם להקל על האחסון גדל איבר קיבולת הן בבעלי חיים והן המרפאה 6,7. עם זאת, ליקויים תקינות הפיגום biocompatibility מכונות לעתים קרובות לגרום סיסטיק מזיקה 8, התכווצות השתל 9, 10 ו הסתיידות, ובכך מגדילים את הסיכון לאי ספיקת השתל וצורך FO-R ניתוחים משניים. בנוסף, שחזור של מאפיינים הרקה נורמלי ניצול מבנים סטנדרטיים ביולוגי עבור cystoplasty הגדלת טרם הושג, ולכן המחקר והפיתוח של מטריצות הרומן אשר יכול למלא תפקיד זה היא זקוקה.

על מנת לפתח בהצלחה ולהעריך biomaterials אופטימליים הגדלת שלפוחית ​​השתן קליני, מחקר יעילות תחילה יש לבצע בבעלי חיים סטנדרטיים בשיטות כירורגיות מפורטים והערכות תוצאה תפקודית. דיווחנו בעבר על שימוש במודל הגדלת שלפוחית ​​השתן בעכברים כדי לקבוע את הפוטנציאל של fibroin מבוססי פיגומים משי לתווך התחדשות רקמות ותכונות הרקה תפקודית. 11,12 ניתוחים Cystometric של מודל זה הראו כי שינויים מבניים תכונות שתל מכני יכול להשפיע על תכונות urodynamic כתוצאה של שלפוחיות רקמות מהונדסות 11,12. חיובי correlations בין מידת התחדשות מטריקס בתיווך רקמות נקבע בהיסטולוגיה ותאימות יכולת תפקודית ומוערכת על ידי cystometry הודגמו במודל זה 11,12. תוצאות אלו ולכן עולה כי הערכות תפקודיות של תצורות ביולוגי בשלפוחית ​​מערכות מכרסמים הגדלת יכול להיות בפורמט שימושי להערכת נכסים הפיגום והקמת ב היתכנות vivo לפני מחקרים בבעלי חיים גדולים פריסה קליני. במחקר הנוכחי, נציג בשלבים שונים של ניתוח הגדלת שלפוחית ​​השתן בשני עכברים וחולדות באמצעות פיגומים משי ולהדגים טכניקות cystometry ער הרדים.

Protocol

כירורגי שיטות

1. הכנה הרדמה כירורגית

  1. הגדרת תחום כירורגי סטרילי עם מכשירי ניתוח הדרושים: מספריים גילוח, מלקחיים בעלי שיניים, מלקחיים atraumatic בסדר, נהג המחט בסדר, גזה, מצנבאום מספריים, מספריים tenotomy, להב סכין המנתחים, 30 המזרק מחט מד, מלא מלוחים מזרק 1 מ"ל, 4 6-0, 7-0 פוליפרופילן התפרים תפר polyglactin, תפר polyglactin 4-0.
  2. להרדים את החיה עם שאיפה isoflurane בחדר אינדוקציה. לאשר גיוס מלא של בעל החיים לפני העברה לשדה הניתוח. ודא צינור הרדמה שאיפת נמצא במצב המתאים לקבל הרדמה מתמשך.
  3. מניחים את פרקדן חיה על וילון סטרילית.
    [לניתוח cystometric, עיין בסעיף להלן מנהור קטטר cystostomy.]
  4. השתמש המזמרה גילוח כדי להסיר את הפרווה מן הבטן התחתונה.
  5. הכנה הבטן עם להיותtadine ואתנול 70%.
  6. לפני החתך, כאבים כגון עצירות (0.05-0.1 מ"ג / ק"ג) ניתן להזריק תת עורית עבור כאב perioperative.

2. חתך וחשיפה של שלפוחית ​​השתן

  1. לעשות 1-2 ס"מ (תלוי בגודל של בעלי חיים אם חולדה או עכבר) חתך קו האמצע התחתון עם אזמל דרך העור. להעמיק את החתך בבית בחלק התחתון של החתך דרך השריר rectus נזהרת שלא לפגוע המעי הבסיסית או שלפוחית ​​השתן.
  2. באמצעות מלקחיים שיניים, להעלות את השריר rectus ו לנתח פני חינם האחורי של שרירים עדינים עם מספריים מצנבאום.
  3. לחתוך את שאר השרירים של קו האמצע במשך כל אורכו של החתך בעור.
  4. לספק את שלפוחית ​​השתן דרך פצע incisional (איור 1). שלפוחית ​​השתן היא בדרך כלל האיבר תלויה ביותר באגן. (אצל הזכר, הערמונית היא למעשה תלויה יותר גדולביטול דחיסת שלפוחית ​​השתן.)
  5. מקום אחד להישאר תפר דרך הקיר האחורי של שלפוחית ​​השתן, ואז עוד דרך הקיר הקדמי של שלפוחית ​​השתן באמצעות 6-0 תפר פוליפרופילן. מניחים תפרים נוספים רוחבית. אין לקשור את התפרים. כאשר התפרים מתקיימים מתוח, שלפוחית ​​השתן תהיה תצורת בכיכר מדידה כ 1 ס"מ 2 (איור 2). להיזהר לא להיות יותר מדי מתח על התפרים אלו כאשר הם יכולים בקלות למשוך את רקמת השלפוחית.
  6. לחרות longitudinally שלפוחית ​​השתן דרך דופן השלפוחית ​​הקדמי (נחות רק כדי הכיפה של שלפוחית ​​השתן) של קו האמצע של כ 1 ס"מ (1.5-2 ס"מ בשלפוחית ​​חולדה).

3. השקה של הפיגום

  1. שימוש במספריים עדינים, לקצץ את הפיגום משי לאזור המשוער של הפגם בשלפוחית ​​השתן.
  2. שימוש 7-0 תפר polyglactin, להתחיל בפינה אחת של הפיגום לתפור אותו אל שלפוחית ​​השתן ב רציפה, ריצהאופנה ליצור חותם אטום למים כל דרך לעקוף את הפגם (איור 3).
  3. בדוק את שלמות השקה ידי מילוי השלפוחית ​​עם מי מלח סטרילית ידי הקניית דרך הקיר של השלפוחית ​​עם מחט מד 30 המזרק. אם הדליפה נמצא, זה יכול להיות סגור עם תפר נוסף 7-0 קטע polyglactin כדי לסגור את הפער.
  4. להפחית את שלפוחית ​​השתן המשוחזר חזרה לתוך הבטן.

4. Incisional סגירה

  1. לפני סגירת דופן הבטן, להזריק את השריר rectus ורקמה תת עורית עם bupivicaine עבור הרדמה מקומית (<3 מ"ג / ק"ג של 0.25%).
  2. שרירים Reapproximate rectus עם תפר מתמשך ריצה, polyglactin 4-0.
  3. סגור את העור עם תפר מתמשך ריצה, polyglactin 4-0.
  4. נקי ויבש חתך (איור 4).
  5. להעביר את בעל החיים לכלוב, חם נקי של התעוררות מן ההרדמה.
  6. השלבים עבור מיקום cystostomy קטטר לניתוח cystometric הן כדלקמן:

    5. תיעול צנתר Cystostomy

    1. הגדרת תחום כירורגי סטרילי עם מכשירי ניתוח הדרושים: המזמרה גילוח, מלקחיים בעלי שיניים, מלקחיים atraumatic בסדר, הנהג המחט בסדר, גזה, מצנבאום מספריים, מספריים tenotomy, מהדק מעוגל קטן, להב סכין המנתחים, 6-0 פוליפרופילן, 4-0 polyglactin תפר, תפר 3-0 משי (משי תפר 4-0 על עכברים), מחט 18G, 22g מחט בוטה עצה, מחט 25 גרם, 1 מ"ל במזרק מלא מי מלח, צינורות פוליאתילן 50 (PE-50) לחתוך לאורך של ~ 10 ס"מ.
    2. מדליקים את קצות צינורות PE-50 על ידי כך שאנחנו חושפים אותו בעדינות הלהבה. להיזהר לא להמיס את קצה או לחסום לומן (ניתן לוודא זאת על ידי הזרקת מי מלח באמצעות מחט 25 גרם המחובר סוף "לא ניצת" ולהבטיח זרימה). זה משמש כעוגן לשמור על צינור בתוך שלפוחית ​​השתן (איור 5).
    3. השתמש המזמרה גילוח כדי להסיר את הפרווה משני dorsum של חיה בין עצם השכמה ואת הבטן התחתונה על ventrum.
    4. מכינות האזורים בבטאדין ואתנול 70%. מניחים את בעל החיים נוטה על וילון.
    5. לעשות חתך 1 ס"מ על dorsum בין עצם השכמה. באמצעות מספריים מצנבאום, לפתח מטוס בין העור לבין השריר על ידי הנחת הבסיס קצות המספריים במישור והפצת להם ליצור מנהרה מסביב לבטן הגחון.
    6. מיקום מחדש פרקדן בעלי חיים. הפוך את התפרים ולחשוף את שלפוחית ​​השתן לעיל בצעדים 2.1-2.4. להפחית את שלפוחית ​​השתן בחזרה אל הבטן.
    7. מניחים מהדק קטן לתוך מנהרה תת עורית שלך נוצר ב 5.6 צעד החל חתך בעור הגב שלך. באמצעות האצבעות כדי להגן על התוך בטני התוכן, פירס דרך דופן הבטן בקצות מהדק לתוך הבטן.
    8. לתפוס את זהmooth סוף צינורות PE-50 עם מהדק ולמשוך אותו בחזרה דרך חתך הגב. להבטיח כי בסופו בעלי בליטות עגולות לא משכה בעבר דופן הבטן (איור 6).

    6. הנחת צינורות Cystostomy

    1. לספק את שלפוחית ​​השתן דרך חתך. מנקודה זו ואילך, שלפוחית ​​השתן יש לטפל באמצעות מלקחיים עדינים כדי למנוע טראומה שלפוחית ​​השתן שעלולה לגרום נזק או דלקת שיכולים להטות תוצאות cystometric שלך או לגרום חוסר נוחות נוסף בעל החיים שלאחר הניתוח.
    2. שים לב של האתר המוצע עבור צינור cystostomy. זה צריך להיות ממוקם על הכיפה של שלפוחית ​​השתן (עדיף על קטע להגדיל). זה ימנע מסתלסל או חסימה של הצינור.
    3. באמצעות תפר 6-0 פוליפרופילן, מקם תפר pursestring על הכיפה של שלפוחית ​​השתן באופן הבא: במקום לזרוק 1 דרך הקיר של שלפוחית ​​השתן longitudinally, לרוחב לאתר המוצע על צינור cystostomy. השאירו מהדק קטנה על קצה רופף כך תפר לא נמשך בטעות לאורך כל הדרך. מניחים את הזריקה הבאה בכיוון רוחבי, החל 1 נכנס בקיר השלפוחית ​​לרוחב מעט כדי לצאת לזרוק את הראשון.
    4. אל תמשוך תפר מתוח. מניחים במקביל תפר הבא שלך (longitudinally) הראשון הולך לתוך שלפוחית ​​השתן cephalad פשוט לאתר את היציאה של תפר האחרון, רוחבי שלך. לזרוק 4 יתחיל לרוחב ליציאה של תפר האחרון וסוף ליד הכניסה בשביל לזרוק הראשון שלך. נעשה בצורה נכונה, זה יוצר בכיכר ההיקפי סביב האתר קטטר המוצע (איור 7).
    5. באמצעות מחט 18G, פירס קיר שלפוחית ​​השתן במרכז תפר pursestring. להיזהר לא לנקב עמוק מדי (מספיק רק להיות intraluminal). מניחים את קצות מלקחיים עדינים שלך בפתח ולהפיץ בעדינות כדי להרחיב את החור.
    6. הכנס את הקצה בעלי בליטות עגולות של קטטר לתוך פגם בשלפוחית ​​השתן עד שהוא intraluminal. משוך את תפר pursestring הדוק סביב קטטר ולקשור אותו. זה אמור Cinch קיר שלפוחית ​​השתן סביב קטטר שמירה על אותה במקום (איור 8).
    7. קחו קצה אחד של תפר ולעטוף אותו סביב קטטר פעם אחת לקשור את זה כדי להמשיך לאבטח את הקטטר.

    7. בדיקת קטטר סגירת התפרים

    1. עם מחט המזרק 1 מ"ל 25 גרם, הכנס את המחט לתוך צינורות ולאט לאט להחדיר תמיסת מלח כדי להתנפח שלפוחית ​​השתן. שימו לב שאין נזילת סביב הקטטר. ברגע שאתה רואה דולף מן השופכה, לשאוב מי מלח כדי לשחרר לחץ בשלפוחית ​​השתן שוב.
    2. לסגור את החתך בבטן לעיל בצעדים 4.1-4.4.

    8. סגירת החתך הגבי ואבטחת צנתר (לחולדות)

    1. מיקום מחדש חיים מועדים.
    2. חותכים את צינורות קטטר ברמה של העור עם המספריים. הכנס בוטה 22g TIעמ 'מחט לתוך צינורות.
    3. סגור את העור מעל צינורות עם polyglactin 4-0 באופן בו פועל. לעזוב את מרכז מחט מנסה לחדור מן העור.
    4. מניחים מכסה על הקו תוך ורידי מחט קהה. שימוש 3-0 תפר משי, לאבטח את קצה הצנתר על העור (איור 9).
    5. נקה את החתך. העברת עכבר לכלוב, חם נקי של התעוררות מן ההרדמה.

    8. * סגירת החתך הגבי ואבטחת צנתר (על עכברים או חולדות)

    1. * לחסום את הקצה הדיסטלי של קטטר ידי מסתלסל או באמצעות להבה כדי להמיס את הסוף.
    2. קויל * סוף צינורות ולהשאיר אותה בכיס תת עורית על dorsum של בעל חיים (לא לחתוך צינורות לקצר את זה) (איור 10).
    3. * סגור את העור מעל צינורות עם polyglactin 4-0 באופן בו פועל (איור 11).
    4. * ביום cystometry, להכין את החתך הגב בבטאדין ואתנול 70%. פתח את החתך הגב תחת הרדמה ולהסיר את צינור מפותל מן הכיס תת עורית. לסגור את החתך. להעיר את החיה מן ההרדמה ולבצע cystometry כאשר הוא ער לחלוטין.

    9. נציג תוצאות - שיטות כירורגיות

    שלפוחית ​​השתן המשוחזר צריך להיות כמו מים חזק ככל האפשר כדי למנוע סיבוכים הקשורים דליפת השתן משמעותית (איור 3). כאב או אי נוחות לידי ביטוי בדרך כלל רועד או מגרד מכרסם חתך בבטן. זה יכול להיות מנוהל עם תת עורית מדי יום זריקות של סטרואידים נגד דלקת כגון meloxicam (0.5-1.0 מ"ג / ק"ג תת עורית). בדרך כלל, בעלי החיים דורשים רק את זריקות עבור 3 הימים הראשונים שלאחר הניתוח. ניתן להשלים עם אופיואידים, כגון עצירות (0.05-0.1 מ"ג / ק"ג תת עורי כל 8-12 שעות) לפי הצורך. חיות צריכות להיות במעקב 3 פעמים ביום במשך 3 הראשונים שלאחר הניתוח ימים, וילסוןהקרח מדי יום לאחר הניתוח 3-5 ימים ואז יום לאחר מכן להעריך את הכאב, סימנים של זיהום, ריפוי פצעים נאותה, פעילות, הטיפוח, ו turgor העור. אנטיביוטיקה (Baytril, 5mg/kg תת עורית כל 24 שעות בהיקף שלא יעלה על 0.1 מ"ל) ניתנות לניתוח 1 72 שעות שלאחר מכן, כמו טיפול מונע כירורגית נגד זיהום. סימני התאוששות נורמלי הם ambulation נורמלי רמות פעילות, האכלה שתייה מתאימה, העדר כאב או מצוקה (ללא ניקוד) ו סוציאליזציה נורמלית עם cagemates. זמן החלמה של לפחות 5-7 ימים יש לתת לפני ניתוח cystometric, כדי לאפשר ריפוי דלקת שלפוחית ​​השתן וירידה אשר עלול להשפיע על התוצאות.

    Cystometric ניתוח

    10. ניתוח Cystometric ער

    1. ההתקנה המתוארת עם MLT844 ADInstruments עם לכידת נתונים וניתוח עם LabChart V6 (ADInstruments) ו עירוי עם משאבת הרווארד 22 מזרק (הרווארד ApparaTus, Holliston, MA), אם כי מערכות דומות אחרות זמינים (איור 12).
    2. לכייל גם נפח ולחץ על פי מפרט של מערכת cystometric בשימוש.
    3. מניחים את החיות בכלובים מטבוליים (כלובים עם רצפת רשת תיל) אשר תלויים על סולם. היקף מחובר מתמר.
    4. לטהר את המערכת על כל בועות האוויר ולהבטיח זרימה רציפה של משאבת עירוי.
    5. חבר את מערכת לכידת נתונים למחשב ולצפות על עקבות נתונים. התאם את קנה המידה בהתאם. הלחץ בשלפוחית ​​השתן ונפח תירשם ברציפות.
    6. גש צנתרים suprapubic עם מחט 27G מחובר דרך צינורית-T כדי מתמר לחץ משאבת עירוי. בגין עירוי של תמיסת מלח פיזיולוגית ב 12.5 μL / דקה על העכבר 100 μL / דקה עבור עכברוש.
    7. לאפשר מעקב אחר דפוס הרקה לייצב (לחץ בשלפוחית ​​השתן עלייה, ואחריו חלל). זה בדרך כלל לוקח approximately 10-20 דקות. הקלט את מחזורי השתנה עבור 45-120 דקות או לפחות 3-4 מחזורים הרקה.
    8. שימו לב התהליך כולו בזמן אמת לפתור לסיבוכים שיובילו חפץ (מסתלסל כלומר קטטר, חסימה וכו ', ראה להלן דיון).
    9. לעצור את העירוי, נתק את הקטטר מהמערכת, ולהחזיר את בעל החיים לכלוב שלה.

    11. ניתוח Cystometric מחוסר הכרה (ללא קטטר suprapubic)

    1. להרדים את החיה עם urethane (1-2 גרם / ק"ג) הזרקת intraperitoneal (IP).
    2. לחשוף את שלפוחית ​​השתן לעיל בצעדים 1.3-2.4.
    3. לכייל את המערכת כמו בשלב 9.2. הכן את המערכת כמו בשלב 9.4-9.5.
    4. הכנס מחט 27G מחובר דרך צינורית-T כדי מתמר לחץ משאבת עירוי לתוך בצד הלטרלי של שלפוחית ​​השתן.
    5. הקלט את מחזורי השתנה עבור 45-90 דקות.
    6. לעצור את העירוי, להוציא את המחט של שלפוחית ​​השתן להרדימו. </ Li>

    12. נציג תוצאות - ניתוח Cystometric

    העתקים Urodynamic אז יכול להיות מנותח להפיק פרמטרים כגון כרכים בטלה, ציות, לחצים הרקה השיא, מרווח בין התכווצות, זמן מחזור השתנה ולבטל הודעה כרכים שיורית.

    Cystometrogram ניתן לחלק את המילוי ושלב הרקה. שלב המילוי הרגיל הוא חלק ממחזור השתנה בו שלפוחית ​​השתן מתמלאת שינוי קטן מאוד בלחץ השלפוחית. בשלב הרקה הרגילה של העתקה כוללת עלייה מתמדת בלחץ השלפוחית ​​המתאים התכווצות detrusor. הלחץ הגבוה ביותר הגיע בשלב ריקון של העתקה נקרא לחץ הרקה שיא. לחץ גבוה הרקה השיא יכול להעיד על דפוס הרקה חסימתית, שלפוחית ​​השתן hypercontractile או שריטה קטטר SP. תאימות ניתן לחשב באמצעות רכישת היחס בין נפח החדירו דוריng בשלב מילוי השינוי בלחץ (= תאימות ΔV / ΔP). שלפוחית ​​השתן hypocompliant היא כזו אינה יכולה להכיל כמויות השתן הולמים בלחצים נמוכים. מרווח intercontraction ניתן לחשב על ידי ניתוח הזמן בין שני הצירים כפי שהוא נראה על cystometrogram. מרווח intercontraction קצר הוא מרמז על שלפוחית ​​השתן הרגיז. זמן המחזור השתנה מתייחס לזמן שלוקח למלא כולו הרקה שלב להשלים והוא יכול לוודא בקלות על ידי ניתוח האיתור. בסיום cystometry, שלאחר החלל שיורי (PVR) ניתן להשיג. הדבר נעשה על ידי aspirating קטטר suprapubic עם סיום ההתכווצות detrusor. פרמטרים אלה מסייעים חוקר אובייקטיבי ללמוד את הדינמיקה כמו שלפוחית ​​השתן בשלפוחית ​​ממלאת ומרוקנת.

    איור 1
    באיור 1. תצלום של החתך בבטןו שחול של השלפוחית.

    איור 2
    איור 2. חתך שלפוחית ​​השתן עם חשיפה של לומן שלפוחית ​​השתן.

    איור 3
    איור 3. אינטגרציה של השתל על הקיר שלפוחית ​​השתן.

    איור 4
    איור 4. צילום של החתך סגור.

    איור 5
    איור 5. סוף מתרחבים של צינורות PE-50.

    איור 6
    איור 6. PE-50 צינורות (קטטר) דרך חתך הגב.

    איור 7
    איור 7.Pursestring תפר.

    איור 8
    איור 8. אבטחת קטטר לשלפוחית ​​השתן.

    איור 9
    איור 9. רכזת קטטר מאובטח.

    איור 10
    איור 10. צינורות מסובכת בתוך כיס תת עורית.

    איור 11
    איור 11. סגירת incisional הגבי.

    איור 12
    איור 12. דוגמה cystometric הגדרת.

    איור 13
    איור 13. Cystometry נציג מעקב.

Discussion

הערכות Cystometric של תצורות ביולוגי לאחר ההשתלה הגדלת שלפוחית ​​השתן במודלים של בעלי חיים קטנים מייצג צעד חשוב אימות זיהוי מאפיינים מבניים מכני אופטימליות של עיצובים מטריקס לשימוש במצבים קליניים. במחקר זה, אנו מתארים שיטות ניתוחיות לביצוע הגדלת שלפוחית ​​השתן אצל עכברים וחולדות, כמו גם טכניקות cystometric לקבוע מאפיינים urodynamic של איברים מהונדסים עבור הערכות תפקודיות. יש לנו שימוש בטכניקות אלה בניסויים רבים מעורבים שני עכברים וחולדות, עם כל ניסוי בהיקף של 30 מכרסמים + ללא בעיות משמעותיות. מעבדת המחקר שלנו היא קונגלומרט מגוון של מדענים בסיסיים ומנתחים רופא, מנתחים עם לפחות 5-6 שנים של אימונים לאחר ניתוח בוגר ביצע בהיבטים פרוצדורליים של ניסויים אלו.

ללא קשר לסוג ביולוגי בשימוש, די גדולfference משלים בין שלפוחית ​​השתן בחולדות לעומת עכברים הוא בגודל של שלפוחית ​​השתן. בשל גודל השלפוחית ​​קטן יותר, דיסקציה ושילוב של ביולוגי הוא יותר קשה מבחינה טכנית על העכבר. כדי לסייע להדמיה, מיקרוסקופ כירורגי ניתן להשתמש. מאז בגודל של שלפוחית ​​השתן בחולדות גדול, זה נוח יותר במצבים בהם אחד או יותר של ההליך חייב להתבצע על שלפוחית ​​השתן (כגון הגדלת והמיקום של קטטר cystostomy). בנוסף, הפרוטוקול הנ"ל מתאר את השימוש של צינורות PE-50 עבור חולדה 13, עם זאת, צנתרים גודל גדולים עוד יותר, עד PE-100 נעשה שימוש, במיוחד עבור מחקרים ארוכי טווח 14. בעכברים, בקוטר קטן יותר, כגון צינורות PE-10 יכול להיות מנוצל 15,16, אך יש לזכור כי צינורות גמישים יותר, יותר לא יכול להעביר שינויים בלחץ כדי מתמר מדויק. כמו כן, שיטה חלופית להבטיח את הקטטר על dorsum (שלב 8 * לעיל) נעשית מיילCE עקב גודל קטן שלהם בגוף המחט עצה בוטה שווי IV הם מסורבלים מדי. החיסרון של זה הוא הצורך בהרדמה כדי לחלץ את סוף קטטר בכיס תת עורית לפני cystometry.

מחקרים הראו כי בימים הראשונים הראשונים (0-4 ימים) לאחר מיקום צנתרים את, cystometry גילה לחצים בשלפוחית ​​השתן גבוהה עם פעילות יתר כרכים הרקה נמוכים. ממצאים אלה נראה לייצב סביב 6 עד היום 7 14,17 ועל כן, הוא כנראה עיתוי אידיאלי להערכת cystometric. עם זאת, רוב הדיווחים בספרות לבצע cystometry במהלך 3 הימים הראשונים של צנתור 18, זה מסביר את השינוי רחב בפרמטרים הנ"ל ביחס לעת. השארת צנתר suprapubic למשך יותר מ -3 ימים נושא עמו נלוות כגון הסיכון של אבנים, שליפה, זיהום, המטוריה לבין חסימה של קטטר בפסולת.

<בכיתה P = "jove_content"> שיעורי עירוי שונים במהלך cystometry תוארו מ 1-3mL/hr על עכברים 15,16 ו 10-11mL/hr לחולדות 13,19,20. שיעורי עירוי Supraphysiologic יכול לגרום ללחצים גבוהות שקר 14. אנו משתמשים בשיעור עירוי של 12.5 μL / דקה (0.75 mL / שעה) עבור עכברים 100 μL / דקה (6 מ"ל / שעה) של חולדות ההתקנה שלנו, אבל שיעור נמוך יותר יכול גם להיות מנוצל. הטמפרטורה של תמיסת מלח פיזיולוגית צריך להיות לפחות בטמפרטורת החדר, אם כי מלוחים חמים (37 מעלות) הוא אופטימלי יותר כדי למנוע פעילות יתר בשלפוחית ​​השתן עורר עם הטמעת פתרון קר. ב cystometry ער, חשוב לאפשר ייצוב של דפוס הרקה כמו חיה בכלוב הופך להיות מותאם, אשר הניסיון שלנו דורש תקופה של ~ 10-20 דקות. בעקבות זאת, מחזורי השתנה רגילים ניתן להקליט על 45-120 דקות, או לכל הפחות 3-4 מחזורים הרקה. בעלי חיים יש לשים לב בזמן אמת מאז חיה הוא חופשי לזוזגרם וסיבוכים כגון סיבוב או מסתלסל של קטטר יכול לשנות ניתוח cystometric. הגבלת רעש סביבתי במהלך cystometry הוא הרצוי כדי להקטין תנועת בעלי חיים ממצאים הבאים. Cystometry מודע אין את הבעיות הנלוות כמו cystometry ער, אבל הרדמה רבים הוכחו לעכב את התכווצויות שלפוחית ​​השתן ספונטניות. עיכוב זה מתאים ישירות למשך הזמן הצפוי של פעולה של תרופות הרדמה, כלומר, כאשר שוך אפקט הרדמה, התכווצויות ספונטניות לחדש 14. יתר על כן, הלחצים הנמדדים כאשר שלפוחית ​​השתן עלה על גדותיו, היו מבחינה סטטיסטית גדולה יותר אצל חולדות הרדים, הן בחיים שלאחר המוות, המעיד על השפעה על תכונות ציות פסיבי של קיר שלפוחית ​​השתן. השפעה זו נתפסת עם 21 pentobarbital, קטמין, ו chloralose IM / IP, בנוסף halothane שאף intrathecal nesacaine 14. מחקר מקיף יותר של חומרי הרדמה שונים confirמ 'זה ממצא עם דיכוי של רפלקס השתנה עבור הרדמה הן שאיפת (ו isoflurane methoxyflurane) ו ברביטורטים (pentobarbital ו thiobutabarbital) תחת הרדמה רמות מתונות 17. תופעה זו נצפתה עם רמות האור אפילו הרגעה או הרדמה של עם תרופות כגון פנטניל, דרופרידול ו-דיאזפם קטמין, וכמו במחקר הקודם, גם את השפעת ההרדמה נרגע, כך גם עיכוב 17. על הליך זה, urethane זריקות intraperitoneal ניתן להשתמש שכן הוכח כי השתנה רפלקס נשמר גם בעת המאפשר הרדמה נאותה 17,22. יתר על כן, השפעה הוא ציין לגבי הלחצים השתנה 23. מיקום קטטר Suprapubic עבור cystometry מתואר כאן, מאז צנתור intraurethral הוכח יש יותר לחץ בשלפוחית ​​השתן עקומות ספיקות נמוכות בקנה אחד עם חסימת מוצא שלפוחית ​​השתן יחסית 24.יתר על כן, צנתור intraurethral אפשרית רק אצל בעלי חיים רדומה וגם אז, צנתור יכול להיות קשה, במיוחד מכרסמים עכברים זכרים.

לסיכום, הבחירה של איזה דגם להשתמש עבור הגדלת שלפוחית ​​השתן ו / או ניתוח cystometric תלויה במטרות המחקר הספציפי. מבחינה טכנית מודל עכברוש בעל יתרון ברור על הסיבות שנדונו לעיל. עם זאת, המודל העכבר יכול לשמש במחקרים שבדקו את התפקידים של גנים המקודדים מוצרים ספציפיים הקצה במחלות של דרכי השתן, בשל הרגישות שלהם מניפולציה גנטית. זה לא אפשרי בדרך כלל עכברים.

Cystometry ער מחקה באופן המדויק ביותר את מצב פיזיולוגי נורמלי, שבו בעלי החיים האלה עוברים מחזורים השתנה שלהם, ולכן, סביר לתת להגדרה פיזיולוגי אמין יותר של תפקוד שלפוחית ​​השתן. יתר על כן, משתנה בלבול של השפעות ישירות שלnesthetics על תפקוד שלפוחית ​​השתן הוא התחמק.

Disclosures

אין ניגוד עניינים הצהיר.

Acknowledgments

מחקרים אלו מומנו, בין השאר, על ידי החולים לילדים בבוסטון קרן התרומות הכנסות אורולוגיה ואת מכוני הבריאות הלאומיים מענקים NIBIB P41-EB002520 (קפלן); NIDDK T32-DK60442 (פרימן); NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). אנו מכירים ד"ר פיטר Zvara מאוניברסיטת ורמונט לסיוע בהקמת טכניקה מיקום צינור cystostomy ו cystometry.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Shaving shears Preparation of rat/mouse for surgery
Sterile drapes, betadine, 70% ethanol, sterile gauze Preparation of sterile surgical field
Instruments:
Scalpel blade Skin incision
forceps with teeth Manipulating skin
Fine forceps Atraumatic (no teeth), no serrations or with fine serrations to manipulate
Small needle driver Sharp tissue dissection
Metzenbaum scissors Bldder incision
Tenotomy scissors For retraction sutures and to develop subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Small curved clamps Subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Sutures:
6-0 polypropylene sutures Bladder stay sutures and pursestring suture
7-0 polyglactin suture Anastomosis of scaffold to bladder
4-0 polyglactin suture Closure of muscle/skin
3-0 or 4-0 Silk suture Securing catheter tip to skin
Needles and syringes:
18 Gauge needle Piercing the bladder for cystostomy catheter
25 and 30 Gauge needles Testing bladder for leakage
1 mL saline filled syringe
22 Gauge blunt tip needle
Cystostomy catheter:
PE-50 tubing
Lighter Flaring PE-50 tubing
Small curved clamp Developing subcutaneous tunnel
Cystometry:
MLT844 ADInstruments data capture and LabChart software Pressure data acquisition
Harvard 22 syringe pump (Harvard Apparatus, Holliston, MA) Fluid infusion pump
Anesthetics (Unconscious cystometry):
Isoflurane Induction/maintenance of general anesthesia
Urethane Unconconscious cystometry
Bupivicaine or equivalent Local anesthesia
Meloxicam Post-operative analgesia
Buprenorphine Post-operative analgesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Atala, A. Tissue engineering for bladder substitution. World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).
  2. Roehrborn, C. G. Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH). Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).
  3. Niknejad, K. G., Atala, A. Bladder augmentation techniques in women. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).
  4. Hensle, T. W., Gilbert, S. M. A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children. Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).
  5. Somani, B. K. Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study. J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).
  6. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367, 1241-1246 (2006).
  7. Sharma, A. K. A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 29, 241-250 (2011).
  8. Chung, S. Y. Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition. J. Urol. 174, 353-359 (2005).
  9. Ashley, R. A. Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model. BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).
  10. Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model. BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).
  11. Gomez, P. 3rd The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).
  12. Mauney, J. R. Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 808-818 (2011).
  13. Persson, K. Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats. Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).
  14. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).
  15. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).
  16. Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide. J. Urol. 183, 780-785 (2010).
  17. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).
  18. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).
  19. Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion. Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).
  20. Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. The role of the rhabdosphincter in female rat voiding. BJU Int. 94, 138-142 (2004).
  21. Malmgren, A. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).
  22. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).
  23. Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
  24. Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. Comparison of cystometric methods in female rats. Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics