Evaluatie van biomaterialen voor Blaas Vergroting van het gebruik Cystometrische analyses in verschillende diermodellen

* These authors contributed equally
Bioengineering
 

Summary

Chirurgische stadia van de blaas augmentatie worden beschreven met behulp van 3-D steigers in de muis en rat modellen. Om de effectiviteit van biomateriaal configuraties voor gebruik in de blaas augmentatie te testen, worden technieken voor zowel wakker en verdoofd cystometry gepresenteerd.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Tu, D. D., Seth, A., Gil, E. S., Kaplan, D. L., Mauney, J. R., Estrada Jr., C. R. Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models. J. Vis. Exp. (66), e3981, doi:10.3791/3981 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

De nierfunctie en de continentie van urine zijn sterk afhankelijk van de goede werking van de urineblaas, die urine slaat bij lage druk en verdrijft het met een nauwkeurig georkestreerd contractie. Een aantal van aangeboren en verworven urologische afwijkingen waaronder achterste urethra kleppen, goedaardige prostaatvergroting, en neurogene blaas secundair aan spina bifida / dwarslaesie kan leiden tot pathologische weefsel hermodellering leidend tot een verminderde compliance en een verminderde capaciteit 1. Functionele of anatomische obstructie van de urinewegen wordt vaak geassocieerd met deze voorwaarden, en kan leiden tot urine-incontinentie en schade aan de nieren van de toegenomen opslag krijgen en kan de druk 2. Chirurgische implantatie van gastro-intestinale segmenten orgel capaciteit uit te breiden en te verminderen intravesicale druk staat voor de primaire chirurgische behandeling optie voor deze stoornissen wanneer medische beheer 3 mislukt. Echter, deze benadering is de weg staaned door de beperking van de beschikbare donor weefsel, en wordt geassocieerd met een aanzienlijke complicaties, waaronder chronische infectie van de urinewegen, metabole verstoringen, urine-steenvorming, en secundaire maligniteit 4,5.

Het huidige onderzoek in de blaas tissue engineering is sterk gericht op het identificeren van biomateriaal configuraties die de regeneratie van weefsels kunnen ondersteunen bij gebrek sites. Conventionele 3-D scaffolds afgeleid van natuurlijke en synthetische polymeren zoals de dunne darm submucosa en poly-glycolzuur is enige succes op korte termijn in de ondersteuning van urotheliale en gladde spieren regeneratie alsmede het vergemakkelijken van verhoogde orgel opslagcapaciteit zowel in diermodellen en in de kliniek 6,7. Echter, gebreken in de steiger mechanische integriteit en biocompatibiliteit vaak leiden tot schadelijke fibrose 8, graft contractuur 9 en verkalking 10, waardoor het risico van falen van het implantaat en de noodzaak for secundaire chirurgische ingrepen. Bovendien, het herstel van de normale plassen kenmerken gebruik te maken van standaard biomateriaal constructen voor vergroting cystoplasty moet nog worden bereikt, en dus onderzoek en ontwikkeling van nieuwe matrices die deze rol kan vervullen nodig is.

Om met succes te ontwikkelen en te evalueren optimale biomaterialen voor klinische blaas augmentatie, moet de werkzaamheid onderzoek eerst worden uitgevoerd in gestandaardiseerde diermodellen met behulp van gedetailleerde chirurgische methoden en functionele uitkomst evaluaties. Wij hebben recent de toepassing van een blaas vergroting model in muizen mogelijke zijde fibroin gebaseerde steigers om weefselregeneratie en functionele eigenschappen urinelozing bemiddelen bepalen. 11,12 Cystometrische analyse van dit model hebben aangetoond dat variaties in structurele en mechanische eigenschappen implantaat kan invloed hebben op de resulterende urodynamische kenmerken van de weefselmanipulatieproducten blazen 11,12. Positieve correlatieties tussen de mate van matrix-gemedieerde weefselregeneratie bepaald histologisch en functionele naleving en capaciteit geëvalueerd door cystometry werden aangetoond in dit model 11,12. Deze resultaten stellen daarom voor dat de functionele evaluaties van biomateriaal configuraties in knaagdier blaas augmentatiesystemen kan een bruikbaar format voor de beoordeling van steiger eigenschappen en tot vaststelling van in vivo haalbaarheid voorafgaand aan de grote dierstudies en klinische implementatie zijn. In de huidige studie, zullen we presenteren verschillende chirurgische stadia van de blaas augmentatie bij muizen en ratten met behulp van zijde steigers en demonstreren technieken voor het wakker en verdoofd cystometry.

Protocol

Chirurgische methoden

1. Chirurgische Voorbereiding en Anesthesie

  1. Stel de steriele chirurgische veld met de nodige chirurgische instrumenten: scheren scharen, tangen met tanden, fijne atraumatische tang, fijne naald bestuurder, gaas, Metzenbaum schaar, tenotomy schaar, scalpel, 30 gauge injectienaald, zoutoplossing gevuld 1 ml spuit, vier 6-0 polypropyleen hechtingen, 7-0 polyglactine hechtdraad, 4-0 polyglactine hechtdraad.
  2. Verdoof het dier met isofluraan inademing in de inductie kamer. Bevestig volledige inductie van het dier voordat het overbrengen van de chirurgische veld. Zorg ervoor dat de inhalatie-anaesthesie buis in de juiste positie om continue verdoving te hebben.
  3. Leg het dier op de rug steriel laken.
    [Voor Cystometrische analyse, zie hieronder in de ondertunneling van de cystostomy katheter.]
  4. Gebruik het scheren schaar om de haren te verwijderen uit de onderbuik.
  5. Bereid de buik met zijntadine en 70% ethanol.
  6. Voorafgaand aan insnijding een analgeticum zoals buprenorfine (0,05-0,1 mg / kg) kan subcutaan voor PO pijnbestrijding.

2. Incisie en blootstelling van de blaas

  1. Maak een 1-2 cm (afhankelijk van de grootte van de dieren en of de rat of muis) lager middellijn incisie met de scalpel door de huid. Verdiep de incisie in het onderste gedeelte van de incisie door de rectus spier zorg ervoor dat u de onderliggende darm of blaas verwonden.
  2. Met behulp van getande tang, verheffen de rectus spieren en ontleden gratis het achterste oppervlak van de spier met fijne Metzenbaum schaar.
  3. Incisie de rest van de spier in de middellijn voor de gehele lengte van de incisie in de huid.
  4. Lever de blaas via de incisie wond (figuur 1). De blaas is meestal het meest afhankelijk orgaan in het bekken. (In de man de prostaat eigenlijk afhankelijke en groter is dan degedecomprimeerd blaas.)
  5. Plaats een verblijf hechtdraad door de achterste wand van de blaas, en dan nog door de voorste wand van de blaas met behulp van 6-0 polypropyleen hechtdraad. Zijdelings Plaats extra hechtingen. Bind deze hechtingen. Wanneer de hechtingen worden strak gehouden wordt de blaas een vierkante vorm van ongeveer een cm 2 (figuur 2). Wees voorzichtig niet te veel spanning op deze hechtingen hebben als zij gemakkelijk kunnen worden getrokken door de blaas weefsel.
  6. Lengterichting incisie van de blaas via de voorste blaaswand (net inferieur aan de koepel van de blaas) in de middellijn van ongeveer 1 cm (1,5-2 cm in de rat blaas).

3. Anastomose van de steiger

  1. Met behulp van fijne schaar, knip de zijde steiger aan de oppervlakte van ongeveer de blaas defect.
  2. Met behulp van 7-0 polyglactine hechtdraad, beginnen bij een hoek van het schavot en hechten aan de blaas in een continue, hardlopenmode tot een waterdichte afdichting geheel rondom het defect (figuur 3).
  3. Test de integriteit van de anastomose vult de blaas steriele zoutoplossing door prenten het door de wand van de blaas 30 gauge injectienaald. Als er een lek wordt gevonden, kan dit worden afgesloten met een extra onderbroken 7-0 polyglactine hechtdraad tot de kloof te dichten.
  4. Verminder de gereconstrueerde blaas terug in de buik.

4. Incisie Sluiting

  1. Voorafgaand aan de sluiting van de buikwand, injecteer de rectus spier en onderhuids weefsel met bupivicaine voor lokale anesthesie (<3 mg / kg van 0,25%).
  2. Reapproximate de rectus spier met een continue, hardlopen 4-0 polyglactine hechtdraad.
  3. Sluit de huid met een continue, hardlopen 4-0 polyglactine hechtdraad.
  4. Reinig en droog de ​​incisie (figuur 4).
  5. Breng het dier in een warme, schone kooi voor het ontwaken uit de narcose.
  6. De stappen voor het cystostomy katheter plaatsing voor Cystometrische analyse zijn als volgt:

    5. De ondertunneling van de cystostomy Katheter

    1. Stel de steriele chirurgische veld met de nodige chirurgische instrumenten: scheren scharen, tangen met tanden, fijne atraumatische tang, fijne naald bestuurder, gaas, Metzenbaum schaar, tenotomy schaar, kleine gebogen klem, scalpel, 6-0 polypropyleen, 4-0 polyglactine hechtdraad, 3-0 zijden hechtdraad (4-0 zijden hechtdraad voor muizen), 18G naald, 22G stompe punt naald, 25G naald, 1 ml fysiologische zoutoplossing gevulde injectiespuit, polyethyleen buis 50 (PE-50) gesneden voor een lengte van ~ 10 cm.
    2. Flare het einde van de PE-50 buis voorzichtig bloot te stellen aan een vlam. Zorg ervoor dat aan het einde smelten uit of af te sluiten het lumen (dit kan worden geverifieerd door het injecteren van een zoutoplossing door middel van een 25G naald aangesloten op de "niet-uitlopende" einde en het waarborgen van stroom). Dit dient als anker voor de buis in de blaas (figuur 5) te handhaven.
    3. Gebruik het scheren schaar om de vacht te verwijderen uit het dorsale gedeelte van het dier tussen het schouderblad en de onderbuik van de ventrum.
    4. Prep de gebieden met betadine en 70% ethanol. Plaats het dier gevoelig op het laken.
    5. Maak een 1 cm incisie op de rug tussen het schouderblad. Met behulp van de Metzenbaum schaar, het ontwikkelen van een vliegtuig tussen de huid en de onderliggende spier door het plaatsen van de uiteinden van de schaar in het vliegtuig en verspreiden ze een tunnel maken om naar de ventrale buik.
    6. Plaats het dier rug. Maak uw incisie in de buikwand en bloot de blaas, zoals hierboven in stappen 2.1-2.4. Terug Verminder de blaas in de buik.
    7. Plaats een kleine klem in je onderhuidse tunnel gemaakt in stap 5.6 vanaf uw dorsale incisie in de huid. Met behulp van uw vingers om de intra-abdominale inhoud, prikken beschermen door de buikwand met de toppen van de klem in de buik.
    8. Pak de smooth einde van de PE-50 buis met de klem en trek het terug door de dorsale incisie. Controleer de bulbed einde niet wordt getrokken langs de buikwand (figuur 6).

    6. Het plaatsen van de cystostomy Tube

    1. Lever de blaas via de incisie. Vanaf dit punt, moet de blaas worden behandeld met een fijne tang om trauma te voorkomen dat de blaas dat schade of ontsteking kunnen veroorzaken dat kan tot gevolg hebben uw Cystometrische resultaten of leiden tot een extra ongemak voor het dier na de operatie.
    2. Noteer de voorgestelde locatie voor de cystostomy buis. Het moet worden geplaatst op de koepel van de blaas (superieur aan de augment segment). Dit voorkomt knikken of occlusie van de buis.
    3. Met behulp van de 6-0 polypropyleen hechtdraad, plaats een pursestring steek aan de koepel van de blaas op de volgende manier: plaats de eerste worp door de wand van de blaas longitudinaal, lateraal van de voorgestelde locatie voor de cystostomy buis. Laat een kleine klem op het losse uiteinde, zodat de hechting niet per ongeluk helemaal door getrokken. Plaats de volgende worp in een dwarsrichting, begin van de eerste in te gaan op de blaaswand een beetje lateraal naar de uitgang van je eerste worp.
    4. Trek niet aan de hechtdraad strak. Plaats uw volgende hechtdraad parallel aan de eerste (longitudinaal) in te gaan op de blaas net craniale naar de uitgang site van uw laatste, dwars hechtdraad. De vierde worp begint lateraal naar de uitgang van de laatste steek en het einde naast de ingang voor uw allereerste worp. Correct gedaan, vormt dit een omtrek vierkant rond de voorgestelde katheter site (figuur 7).
    5. Met een 18G naald de blaas doorboren in het midden van de hechtdraad pursestring. Wees voorzichtig niet te doorboren te diep (net genoeg om intraluminale). Plaats de toppen van je fijn pincet in de opening en voorzichtig te verspreiden om het gat te vergroten.
    6. Plaats het bulbed einde van de katheter in het defect in deblaas tot het intraluminale. Trek de pursestring hechting strak om de katheter en bind het op. Dit cinch de blaas rondom de catheter hem in plaats (figuur 8).
    7. Neem een ​​uiteinde van de hechtdraad en wikkelen rond de katheter eenmaal binden dit aan verder te verzekeren de katheter.

    7. Het testen van de katheter en sluiten van de incisie in de buikwand

    1. Met een 1 ml spuit en naald 25G, steek de naald in de slang en injecteer langzaam zoutoplossing om de blaas opgerekt. Let op voor lekken rond de katheter. Zodra u lekt uit de plasbuis, zuigen de zoutoplossing om de blaas weer te decomprimeren.
    2. Sluiten buikoperatie hierboven in stappen 4.1-4.4.

    8. Het sluiten van de Dorsale incisie en Beveiliging van de katheter (voor ratten)

    1. Plaats het dier gevoelig.
    2. Snijd de katheter slangen op het niveau van de huid met de schaar. Plaats een 22G botte tip naald in de slang.
    3. Sluit de huid over de slang met 4-0 polyglactine in een actieve manier. Laat de naald hub extruderen van de huid.
    4. Plaats een intraveneuze lijn dop aan de stompe naald. Met behulp van 3-0 zijde hechtdraad, zet de katheter tip om de huid (Figuur 9).
    5. Maak de incisie. Breng de rat in een warme, schone kooi voor het ontwaken uit de narcose.

    8. * Het sluiten van het dorsale incisie en Beveiliging van de katheter (voor muizen of ratten)

    1. * Omsluiten het distale einde van de katheter door knikken noch met een vlam aan het einde smelten.
    2. * Rol het einde van de slang en laat het in de onderhuidse zakje op de rug van het dier (niet knippen slang om het te verkorten) (figuur 10).
    3. * Sluit de huid over de slang met 4-0 polyglactine in een actieve manier (figuur 11).
    4. * Op de dag van cystometry, voorbereiding van de dorsale incisie met betadine en 70% ethanol. Open de dorsale incisie onder narcose en verwijder de opgerolde slang van de subcutane zakje. Sluit de incisie. Ontwaak het dier van anesthesie en het uitvoeren van cystometry als het helemaal wakker.

    9. Representatieve resultaten - chirurgische methoden

    De gereconstrueerde blaas moet zo waterdichte mogelijk complicaties een significante urine lek (figuur 3) te vermijden. Pijn of ongemak meestal manifesteren als rillingen of krabben en knagen aan de incisie in de buikwand. Dit kan worden beheerd met de dagelijkse subcutane injecties van een niet-steroïdale anti-inflammatoire, zoals meloxicam (0,5-1,0 mg / kg subcutaan). Kenmerkend is dat de dieren alleen eisen dat de injecties voor de eerste 3 dagen na de operatie. Dit kan worden aangevuld met een opioïde, zoals buprenorfine (0,05-0,1 mg / kg subcutaan per 8-12 uur) nodig. De dieren moeten gecontroleerd worden 3 maal per dag gedurende de eerste 3 postoperatieve dagen, twijs per dag voor post-operatieve dag 3-5 en vervolgens per dag daarna te evalueren voor pijn, tekenen van infectie, adequate wondgenezing, activiteit, het verzorgen, en de huid turgor. Antibiotica (Baytril, 5mg/kg subcutaan om de 24 uur in een volume van ten hoogste 0,1 ml) worden gegeven voor de eerste 72 uur na de operatie, als chirurgische profylaxe tegen infecties. Tekenen van normaal herstel zijn normale beweeglijkheid en activiteit, passende voeding en drinken, de afwezigheid van pijn of ongemak (geen vocalisatie) en normale socialisatie met lotgenoten. Een hersteltijd van minimaal 5-7 dagen moet worden gegeven voordat Cystometrische analyse, om te zorgen voor blaas genezing en minder ontstekingen die mogelijk van invloed kunnen zijn op de resultaten.

    Cystometrische Analyses

    10. Awake Cystometrische Analyse

    1. Setup beschreven met MLT844 ADInstruments met data-acquisitie en-analyse met LabChart v6 (ADInstruments) en infusie met een Harvard-22 spuitpomp (Harvard Apparatus, Holliston, MA), hoewel andere vergelijkbare systemen beschikbaar zijn (figuur 12).
    2. Kalibreer zowel in volume en de druk op basis van de specificaties van de gebruikte Cystometrische systeem.
    3. Plaats de dieren in metabole kooien (kooien met een gaas vloer), die zijn opgehangen over een schaal. De schaal is verbonden met een transducer.
    4. Spoel het systeem van eventuele luchtbellen en zorgen voor voortdurende stroom van de infuuspomp.
    5. Sluit de data capture-systeem op een computer en observeren voor data traces. Dienovereenkomstig aan te passen schaal. Blaasdruk en urine volume continu worden geregistreerd.
    6. Toegang tot de suprapubische catheters met een 27G naald via een T-buis naar de druksensor en infusiepomp. Begin de infusie van fysiologische zoutoplossing tegen 12,5 pL / min voor de muis en 100 pL / min voor de rat.
    7. Laat de plassen patroon tracing te stabiliseren (blaas drukverhoging, gevolgd door een vide). Dit duurt meestal ongeveerongeveer 10-20 minuten. Noteer de mictie cycli voor 45-120 minuten of minimaal 3-4 plassen cycli.
    8. Let op hele procedure in real-time aan het oplossen van problemen op complicaties die leiden tot artefact (dat wil zeggen katheter knikken, obstructie, etc, zie hieronder discussie).
    9. Stop de infusie, koppelt u de katheter uit het systeem en breng het dier naar zijn kooi.

    11. Onbewuste Cystometrische Analyse (Geen suprapubische katheter)

    1. Verdoven dier met urethaan (1-2 g / kg) intraperitoneale injectie (IP).
    2. Ver blaas hierboven stappen 1.3-2.4.
    3. Kalibreer het systeem in stap 9.2. Bereid het systeem als in stap 9.4-9.5.
    4. Plaats een 27G naald via een T-buis aan de druksensor en de infuuspomp in de laterale aspect van de blaas.
    5. Noteer de mictie cycli voor 45-90 minuten.
    6. Stop de infusie, verwijder de naald uit de blaas en laten inslapen van het dier. </ Li>

    12. Representatieve resultaten - Cystometrische Analyses

    Urodynamische traces kunnen vervolgens worden geanalyseerd voor het afleiden van parameters zoals vervalt volumes, compliance, piek ongeldig druk, onder krimp interval, mictie cyclustijd en post ongeldig resterende volumes.

    Cystometrogram kan worden onderverdeeld in een vul-en een ongeldig fase. Een normale vullen fase is het deel van de mictiecyclus waarin blaas gevuld met weinig verandering in intravesicale druk. Een normale urinelozing fase van de opsporing bestaat uit een gestage stijging van de intravesicale druk die overeenkomt met de detrusor contractie. De hoogste druk bereikt tijdens het plassen aan fase van de opsporing wordt aangeduid als de piek plassen druk. Een hoge piek plassen druk zou kunnen wijzen op een obstructieve mictie patroon, een hypercontractile blaas of een knik in de SP katheter. Naleving kan worden berekend door het verwerven van de verhouding tussen het volume doordrongen During de vulfase en de verandering in druk (naleving: AV / AP). Een hypocompliant blaas is er een die niet in staat is om voldoende urine-volumes bieden bij lage druk. De intercontraction interval kan worden berekend door het analyseren van de tijd tussen twee weeën zoals te zien op de cystometrogram. Een korte intercontraction interval is suggestief voor een prikkelbare blaas. De mictie cyclustijd verwijst naar de tijd die nodig is voor een volledige vulling krijgen en kan fase in te vullen en kan gemakkelijk worden vastgesteld door analyse van de tracering. Aan het einde van de cystometry, kan na de ongeldig overblijvende (PVR) worden verkregen. Dit wordt gedaan door opzuigen van de suprapubische katheter na de voltooiing van een detrusor contractie. Deze parameters helpen de onderzoeker objectief de blaas dynamiek te bestuderen als de blaas zich vult en leegt.

    Figuur 1
    Figuur 1. Foto van de incisie in de buikwanden extrusie van de blaas.

    Figuur 2
    Figuur 2. Blaas incisie met de blootstelling van de blaas lumen.

    Figuur 3
    Figuur 3. De integratie van het implantaat op de blaaswand.

    Figuur 4
    Figuur 4. Foto van de gesloten insnijding.

    Figuur 5
    Figuur 5. Uitlopende einde van de PE-50 buis.

    Figuur 6
    Figuur 6. PE-50 buis (catheter) door de dorsale incisie.

    Figuur 7
    Figuur 7.Pursestring hechtdraad.

    Figuur 8
    Figuur 8. Het beveiligen van de katheter naar de blaas.

    Figuur 9
    Figuur 9. Secured katheter hub.

    Figuur 10
    Figuur 10. Spiraal slang in subcutane zakje.

    Figuur 11
    Figuur 11. Dorsale incisie sluiting.

    Figuur 12
    Figuur 12. Voorbeeld Cystometrische set-up.

    Figuur 13
    Figuur 13. Vertegenwoordiger cystometry tracing.

Discussion

Cystometrische evaluaties van biomateriaal configuraties na implantatie en blaas augmentatie in kleine diermodellen is een belangrijke validatie stap in het identificeren van een optimale structurele en mechanische eigenschappen van matrix ontwerpen voor gebruik in klinische situaties. In deze studie beschrijven we chirurgische methoden voor het uitvoeren van de blaas vergroting bij muizen en ratten maar ook Cystometrische technieken om urodynamisch eigenschappen van gemanipuleerde organen voor functionele evaluatie te bepalen. We hebben gebruik gemaakt van deze technieken in meerdere experimenten met muizen en ratten, waarbij elk experiment bestaat uit 30 + knaagdieren zonder noemenswaardige problemen. Ons onderzoek laboratorium is een divers conglomeraat van fundamentele wetenschappers en arts chirurgen en chirurgen met minstens 5-6 jaar van de post-graduate chirurgische opleiding voerde de procedurele aspecten van deze experimenten.

Ongeacht de gebruikte type biomateriaal, grote difference tussen het verhogen van de blaas bij ratten ten opzichte van muizen is de grootte van de blaas. Door kleinere blaas grootte dissectie en verwerking van de biomateriaal is technisch moeilijk in de muis. Om te helpen bij visualisatie, kan een chirurgische microscoop gebruikt worden. Aangezien de grootte van de blaas in ratten groter is beter geschikt voor gevallen waarin meer dan een procedure moet worden uitgevoerd op de blaas (bijvoorbeeld vergroting en plaatsing van cystostomy catheter). Bovendien beschrijft het protocol bovengenoemde gebruik van PE-50 buis voor de rat 13 echter nog grotere catheters tot PE-100 werden gebruikt, vooral voor langdurige studie 14. Bij muizen, kan een kleiner kaliber, zoals PE-10 buizen worden gebruikt 15,16, maar het moet in gedachten worden gehouden dat kleinere, meer plooibare buizen niet onder druk kan veranderingen nauwkeurig doorgeven aan de transducer. Ook de andere vastzetten van de katheter op de rug (stap 8 * hierboven) wordt uitgevoerd in mice als gevolg van hun kleinere body en de stompe punt naald en IV cap te omslachtig zijn. Het nadeel hiervan is de noodzaak voor anesthesie het einde van de katheter in het subcutaan zakje voor cystometry extraheren.

Studies hebben aangetoond dat in de eerste eerste dagen (0-4 dagen) na plaatsing van de katheters, cystometry hoge druk en blaas overactiviteit onthuld met lage volumes plassen. Deze bevindingen bleken rond de zesde stabiliseren zevende dag 14,17 en daarom is waarschijnlijk de ideale timing voor Cystometrische evaluatie. Echter, de meeste meldingen in de literatuur te voeren cystometry binnen de eerste 3 dagen van catheterisatie 18, en dit verklaart de grote variatie in de bovenstaande parameters ten opzichte van de tijd. Het verlaten van de suprapubische katheter met een looptijd langer dan 3 dagen met zich morbiditeit, zoals het risico van stenen, losraken, infectie, hematurie en occlusie van de katheter met puin.

<p class = "jove_content"> Verschillende infusiesnelheden tijdens cystometry zijn beschreven van 1-3mL/hr voor muizen 15,16 en 10-11mL/hr voor ratten 13,19,20. Supraphysiologic infusiesnelheden kan leiden tot vals verhoogde druk 14. We gebruiken infusie van 12,5 pl / min (0,75 ml / hr) voor muizen en 100 ul / min (6 ml / hr) voor ratten in opstelling, maar lagere kunnen ook worden gebruikt. De temperatuur van de fysiologische zoutoplossing ten minste kamertemperatuur, hoewel warm (37 °) zout is optimaal om overactieve blaas veroorzaakt met prenten koude oplossing voorkomen. In wakker cystometry, is het cruciaal om voor de stabilisatie van het plassen patroon als het dier wordt aangepast aan de kooi, die in onze ervaring is een periode van ~ 10-20 minuten. Na deze, kan regelmatig urineren cycli worden opgenomen voor 45 tot 120 minuten of minimaal 3-4 plassen cycli. Het dier dient te worden opgemerkt in real-time sinds het dier vrij moving en complicaties zoals draaien of knikken van de katheter kan veranderen cystometrisch analyse. Het beperken van omgevingslawaai tijdens cystometry gewenst is om de verplaatsing van dieren en de daarop volgende artefacten te verminderen. Onbewuste cystometry niet de bijbehorende problemen wakker cystometry, maar meerdere anesthetica is gebleken spontane blaascontracties remmen. Deze remming komt rechtstreeks overeen met de verwachte duur van de werking van de anesthetica, dat wil zeggen wanneer de verdoving effect afneemt, spontane weeën te hervatten 14. Bovendien is de druk gemeten wanneer de blaas overstroomde, waren statistisch groter in verdoofde ratten, zowel levend als post-mortem, hetgeen wijst op een effect op de passieve naleving eigenschappen van de blaaswand. Dit effect is met pentobarbital 21 ketamine en chloralose IM / IP naast inhalatie halothaan en intrathecale nesacaine 14. Een meer uitgebreide studie van verschillende anesthetica bevestigingm deze bevinding met een onderdrukking van de mictie reflex voor zowel inhalatie (isofluraan en) en barbituraten (pentobarbital en thiobutabarbital) anesthetica onder matige anesthesie niveau 17. Dit effect werd waargenomen met nog licht of kalmerend middel niveaus van anesthesie met medicijnen zoals fentanyl-droperidol en ketamine-diazepam, en net als in de vorige studie, als de verdoving effect verdwenen, zo ook de remming 17. Voor deze procedure kan urethaan intraperitoneale injecties worden gebruikt, omdat is aangetoond dat de reflex mictie behouden en daarbij tevens voor een adequate verdoving 17,22. Bovendien wordt geen effect waargenomen met betrekking tot urinelozing druk 23. Suprapubische katheter voor cystometry hier beschreven, aangezien intra katheter is gebleken hogere blaasdruk bochten en lagere stroomsnelheden overeenstemming met relatief obstructie van de blaas 24 hebben.Bovendien, intra-katheterisatie is alleen mogelijk in verdoofde dieren, en zelfs dan, katheterisatie kan moeilijk zijn, vooral bij mannelijke knaagdieren en muizen.

Kortom, de keuze van het model te gebruiken voor blaas vergroting en / of cystometrisch analyse afhankelijk van de doelstellingen van de specifieke studie. Vanuit een technisch oogpunt de rat-model geldt duidelijk het voordeel om de redenen die hierboven zijn beschreven. Echter, de muismodel worden gebruikt studies waarin de rollen van specifieke gen gecodeerde eindproducten in ziekten van de urinewegen, vanwege hun gevoeligheid voor genetische manipulatie. Dit is in het algemeen niet mogelijk in de rat.

Awake cystometry meest nauwkeurig bootst de normale fysiologische staat waarin deze dieren ondergaan hun mictie cycli, en ja, is waarschijnlijk een meer betrouwbare bepaling van de fysiologische functie van de blaas te geven. Bovendien is de storende variabele directe effecten van eennesthetics op de blaasfunctie wordt vermeden.

Disclosures

Geen belangenconflicten verklaard.

Acknowledgments

Deze studies werden gefinancierd, voor een deel, door de Children's Hospital Boston Urologie Endowment omzet Fonds en de National Institutes of Health subsidies NIBIB P41-EB002520 (Kaplan); NIDDK T32-DK60442 (Freeman), NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Wij erkennen dr. Peter Zvara van de Universiteit van Vermont voor hulp bij het vaststellen van de techniek voor cystostomy buis plaatsing en cystometry.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Shaving shears Preparation of rat/mouse for surgery
Sterile drapes, betadine, 70% ethanol, sterile gauze Preparation of sterile surgical field
Instruments:
Scalpel blade Skin incision
forceps with teeth Manipulating skin
Fine forceps Atraumatic (no teeth), no serrations or with fine serrations to manipulate
Small needle driver Sharp tissue dissection
Metzenbaum scissors Bldder incision
Tenotomy scissors For retraction sutures and to develop subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Small curved clamps Subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Sutures:
6-0 polypropylene sutures Bladder stay sutures and pursestring suture
7-0 polyglactin suture Anastomosis of scaffold to bladder
4-0 polyglactin suture Closure of muscle/skin
3-0 or 4-0 Silk suture Securing catheter tip to skin
Needles and syringes:
18 Gauge needle Piercing the bladder for cystostomy catheter
25 and 30 Gauge needles Testing bladder for leakage
1 mL saline filled syringe
22 Gauge blunt tip needle
Cystostomy catheter:
PE-50 tubing
Lighter Flaring PE-50 tubing
Small curved clamp Developing subcutaneous tunnel
Cystometry:
MLT844 ADInstruments data capture and LabChart software Pressure data acquisition
Harvard 22 syringe pump (Harvard Apparatus, Holliston, MA) Fluid infusion pump
Anesthetics (Unconscious cystometry):
Isoflurane Induction/maintenance of general anesthesia
Urethane Unconconscious cystometry
Bupivicaine or equivalent Local anesthesia
Meloxicam Post-operative analgesia
Buprenorphine Post-operative analgesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Atala, A. Tissue engineering for bladder substitution. World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).
  2. Roehrborn, C. G. Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH). Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).
  3. Niknejad, K. G., Atala, A. Bladder augmentation techniques in women. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).
  4. Hensle, T. W., Gilbert, S. M. A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children. Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).
  5. Somani, B. K. Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study. J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).
  6. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367, 1241-1246 (2006).
  7. Sharma, A. K. A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 29, 241-250 (2011).
  8. Chung, S. Y. Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition. J. Urol. 174, 353-359 (2005).
  9. Ashley, R. A. Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model. BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).
  10. Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model. BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).
  11. Gomez, P. 3rd The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).
  12. Mauney, J. R. Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 808-818 (2011).
  13. Persson, K. Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats. Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).
  14. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).
  15. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).
  16. Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide. J. Urol. 183, 780-785 (2010).
  17. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).
  18. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).
  19. Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion. Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).
  20. Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. The role of the rhabdosphincter in female rat voiding. BJU Int. 94, 138-142 (2004).
  21. Malmgren, A. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).
  22. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).
  23. Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
  24. Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. Comparison of cystometric methods in female rats. Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics