Évaluation des biomatériaux pour l'augmentation de la vessie à l'aide des analyses cystométriques dans des modèles rongeurs Divers

* These authors contributed equally
Bioengineering
 

Summary

Les étapes chirurgicales de l'augmentation de la vessie sont décrits en utilisant 3-D échafaudages dans des modèles murins et de rat. Pour tester l'efficacité de configurations de biomatériaux pour l 'augmentation de la vessie, les techniques de cystométrie à la fois éveillé et anesthésié sont présentés.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Tu, D. D., Seth, A., Gil, E. S., Kaplan, D. L., Mauney, J. R., Estrada Jr., C. R. Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models. J. Vis. Exp. (66), e3981, doi:10.3791/3981 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

La fonction rénale et de la continence de l'urine dépendent de façon cruciale au bon fonctionnement de la vessie, qui stocke l'urine à basse pression et il expulse avec une précision orchestré contraction. Un certain nombre de anomalies congénitales et acquises, y compris urologiques valves urétrales postérieures, l'hyperplasie bénigne de la prostate et vessie neurogène secondaire au spina-bifida / lésion de la moelle épinière peut entraîner dans le remodelage tissulaire pathologique conduisant à la conformité avec facultés affaiblies et la capacité réduite 1. Obstruction fonctionnelle ou anatomique des voies urinaires est fréquemment associée à ces conditions, et peut conduire à l'incontinence urinaire et des lésions rénales à partir de stockage accrue et des pressions mictionnelles 2. L'implantation chirurgicale de segments gastro-intestinaux pour accroître la capacité d'organes et de réduire les pressions intra-vésicales représente l'option de traitement chirurgical primaire de ces troubles lorsque la direction médicale échoue 3. Cependant, cette approche est d'entravered par la limitation de tissus de donneurs disponibles, et est associée à des complications importantes, y compris l'infection des voies urinaires chroniques, perturbation métabolique, la formation de calculs urinaires, et la malignité secondaire 4,5.

Les recherches actuelles en ingénierie tissulaire de la vessie est fortement axée sur l'identification des configurations de biomatériaux qui peuvent soutenir la régénération des tissus à des sites de défauts. Conventionnel 3-D échafaudages dérivés de polymères naturels et synthétiques tels que la sous-muqueuse intestinale petites et poly-acide glycolique ont montré un certain succès à court terme pour soutenir la régénération musculaire urothélial et lisse ainsi que favoriser l'accroissement de la capacité de stockage d'organes dans des modèles animaux les deux et dans le clinique 6,7. Cependant, des lacunes dans échafaud intégrité mécanique et de la biocompatibilité se traduisent souvent par de la fibrose délétère 8, contracture du greffon 9, et la calcification 10, augmentant ainsi le risque d'échec des implants et la nécessité for secondaires des interventions chirurgicales. En outre, la restauration des caractéristiques mictionnels normales en utilisant les constructions standards des biomatériaux pour cystoplastie d'agrandissement doit encore être réalisé, et donc la recherche et le développement de matrices de nouvelles qui peuvent remplir ce rôle est nécessaire.

Afin de réussir à développer et évaluer les biomatériaux optimales pour l'augmentation de la vessie clinique, recherche sur l'efficacité doit être effectué d'abord dans des modèles animaux standardisés en utilisant des méthodes chirurgicales détaillées et des évaluations sur les résultats fonctionnels. Nous avons précédemment rapporté l'utilisation d'un modèle chez la souris augmentation de la vessie afin de déterminer le potentiel de fibroïne de soie à base d'échafaudages à la médiation et la régénération des tissus caractéristiques mictionnels fonctionnels. 11,12 analyses cystométriques de ce modèle ont montré que les variations dans les propriétés structurales et mécaniques des implants peuvent influer sur les caractéristiques résultant urodynamiques des vessies de l'ingénierie tissulaire 11,12. Corrélation positivetions entre le degré de régénération des tissus matrice à médiation déterminée histologiquement et la conformité fonctionnelle et la capacité ont été évaluées par cystométrie montré dans ce modèle 11,12. Ces résultats suggèrent donc que les évaluations fonctionnelles de configurations de biomatériaux dans les systèmes de rongeurs de la vessie d'augmentation peut être un format utile pour évaluer les propriétés d'échafaudage et d'établir la faisabilité de vivo avant les études de grands animaux et de déploiement clinique. Dans l'étude actuelle, nous présenterons différentes étapes chirurgicales de l'augmentation de la vessie chez les souris et les rats en utilisant des échafaudages de soie et de démontrer les techniques de cystométrie éveillé et anesthésié.

Protocol

Méthodes chirurgicales

1. Préparation chirurgicale et d'anesthésie

  1. Mettre en place le champ opératoire stérile des instruments nécessaires chirurgicaux: cisailles, pinces à raser avec des dents, fines pinces atraumatiques, chauffeur à l'aiguille fine, de la gaze, des ciseaux, des ciseaux Metzenbaum ténotomie, lame de scalpel, 30 aiguille hypodermique de calibre, une solution saline rempli seringue de 1 ml, quatre 6-0 points de suture en polypropylène, 7-0 suture polyglactine, sutures polyglactine 4-0.
  2. Anesthésier l'animal à l'inhalation d'isoflurane dans la chambre d'induction. Confirmez induction complète de l'animal avant de les transférer dans le domaine chirurgical. Assurez-vous que le tube anesthésie par inhalation est dans la position appropriée pour avoir une anesthésie continue.
  3. Placez le dos des animaux sur le champ stérile.
    [Pour une analyse cystomanométrique, voir la section ci-dessous dans un tunnel du cathéter cystostomie.]
  4. Utilisez des cisailles de rasage pour enlever la fourrure du bas ventre.
  5. Préparation de l'abdomen avec êtreTadine et de l'éthanol 70%.
  6. Avant l'incision, un analgésique comme la buprénorphine (0,05-0,1 mg / kg) peut être injecté par voie sous cutanée pour le contrôle de la douleur périopératoire.

2. Incision et exposition de la vessie

  1. Faire un 1-2 cm (dépend de la taille de l'animal et si le rat ou la souris) l'incision médiane inférieure avec le scalpel à travers la peau. Approfondir l'incision à la partie inférieure de l'incision à travers le muscle grand droit en prenant soin de ne pas blesser l'intestin ou de la vessie sous-jacente.
  2. En utilisant une pince à griffes, élever le muscle droit et de disséquer sans la face postérieure du muscle avec des ciseaux de Metzenbaum fines.
  3. Incisez le reste du muscle sur la ligne médiane pendant toute la durée de votre incision de la peau.
  4. Livrer la vessie à travers la plaie par incision (figure 1). La vessie est généralement l'organe le plus à charge dans le bassin. (Chez le mâle, la prostate est en réalité plus dépendant et est supérieure à lavessie décompressé.)
  5. Suture séjour Placez une à travers la paroi postérieure de la vessie, et puis un autre à travers la paroi antérieure de la vessie à l'aide 6-0 suture en polypropylène. Placez sutures supplémentaires latéralement. Ne pas attacher ces sutures. Lorsque les sutures sont tendus, la vessie aura une configuration carrée mesurant environ 1 cm 2 (Figure 2). Soyez prudent de ne pas avoir trop de tension sur ces sutures car ils peuvent facilement être tiré à travers le tissu de la vessie.
  6. Incisez la vessie longitudinalement à travers la paroi antérieure de la vessie (à peine inférieure à la coupole de la vessie) sur la ligne médiane d'environ 1 cm (1,5-2 cm de la vessie chez le rat).

3. Anastomose de l'échafaudage

  1. L'aide de ciseaux fins, coupez l'échafaud de la soie à la superficie approximative du défaut de la vessie.
  2. Utilisation de 7-0 suture polyglactine, commencez dans un coin de l'échafaud et le suturer à la vessie de manière continue, en cours d'exécutionla mode pour créer un joint étanche à l'eau tout autour de l'anomalie (Figure 3).
  3. Testez l'intégrité de l'anastomose par remplissage de la vessie avec une solution saline stérile par elle inculquer à travers la paroi de la vessie avec une aiguille hypodermique de calibre 30. Si une fuite est détectée, ce qui peut être fermé avec un supplément de suture interrompue 7-0 polyglactine pour combler l'écart.
  4. Réduire le dos de la vessie reconstruite dans l'abdomen.

4. Fermeture incisionnelle

  1. Avant la clôture de la paroi abdominale, injecter le muscle droit et le tissu sous-cutané avec bupivacaïne pour l'anesthésie locale (<3 mg / kg de 0,25%).
  2. Reapproximate du muscle droit avec un processus continu, en cours d'exécution de suture polyglactine 4-0.
  3. Fermer la peau avec un processus continu, en cours d'exécution de suture polyglactine 4-0.
  4. Nettoyez et séchez l'incision (figure 4).
  5. Transfert de l'animal dans un cadre chaleureux, une cage propre, pour un réveil de l'anesthésie.
  6. Les étapes à suivre pour la pose du cathéter cystostomie pour l'analyse cystomanométrique sont comme suit:

    5. Tunneling le cathéter cystostomie

    1. Mettre en place le champ opératoire stérile des instruments nécessaires chirurgicaux: cisaille à raser, des pinces à dents, fines pinces atraumatiques, pilote à l'aiguille fine, de la gaze, ciseaux de Metzenbaum, ciseaux ténotomie, petite pince courbe, lame de scalpel, 6-0 polypropylène, 4-0 polyglactine suture, 3-0 suture de soie (suture de soie 4-0 pour les souris), aiguille 18G, 22G aiguille pointe émoussée, l'aiguille 25G, 1 ml seringue remplie une solution saline, 50 tuyaux en polyéthylène (PE-50) coupé pour une durée de ~ 10 cm.
    2. Flare la fin de la PE-50 tube en faisant délicatement de l'exposer à une flamme. Veillez à ne pas faire fondre la fin éteint ou obstruer le lumen (ceci peut être vérifié par l'injection de solution saline à travers une aiguille 25G relié à la "non-évasée" fin et assurer un flux). Ce sert d'ancrage pour maintenir le tube intérieur de la vessie (figure 5).
    3. Utilisez des cisailles de rasage pour enlever la fourrure à la fois le dos de l'animal, entre l'omoplate et le bas de l'abdomen sur la partie ventrale.
    4. Préparation des zones avec de la Bétadine et l'éthanol à 70%. Placez l'animal couché sur le drap.
    5. Faire une incision de 1 cm sur le dos entre les omoplates. En utilisant les ciseaux de Metzenbaum, développer un plan entre la peau et le muscle sous-jacent en plaçant les pointes des ciseaux dans le plan et les répandre pour créer un tunnel autour de l'abdomen ventral.
    6. Repositionner le dos des animaux. Faites votre incision abdominale et exposer la vessie comme ci-dessus dans les étapes 2.1-2.4. Réduire la vessie dans l'abdomen.
    7. Placez une petite pince dans votre tunnel sous-cutané créé en 5.6 étape à partir de votre incision de la peau dorsale. Avec vos doigts pour protéger le contenu intra-abdominaux, percer à travers la paroi abdominale avec les conseils de la pince dans l'abdomen.
    8. Saisissez le sfin de l'Mooth PE-50 tube avec la pince et le tirer en arrière à travers l'incision dorsale. Faire en sorte que l'extrémité bulbe n'est pas tiré delà de la paroi abdominale (figure 6).

    6. Placer le tube cystostomie

    1. Livrer la vessie à travers l'incision. A partir de ce moment-là, la vessie doit être manipulé avec des pinces fines pour éviter le traumatisme de la vessie qui pourrait causer des dommages ou une inflammation qui peut biaiser les résultats de votre cystométriques ou entraîner une gêne supplémentaire pour l'animal en post-opératoire.
    2. Prenez note de l'emplacement proposé pour le tube cystostomie. Il doit être placé au niveau du dôme de la vessie (supérieure au segment augment). Cela permettra d'éviter tortillement ou l'occlusion du tube.
    3. En utilisant la suture 6-0 en polypropylène, placez un point pursestring au niveau du dôme de la vessie de la manière suivante: la place du premier lancer à travers la paroi de la vessie longitudinalement, latéralement à l'emplacement proposé pour le tube cystostomie. Laissez une petite pince à l'extrémité lâche de sorte que la suture n'est pas par inadvertance tiré tout au long. Placez le prochain lancer dans une direction transversale, en commençant d'abord entrer dans la paroi de la vessie un peu en dehors de la sortie de votre premier lancer.
    4. Ne tirez pas sur le fil de suture tendue. Placez votre parallèle de suture à côté de votre premier (longitudinalement) va dans la vessie juste céphalique sur le site de sortie de votre dernier suture transversale. Le quatrième tir va commencer latéral à la sortie du dernier point et à la fin prochaine de l'entrée pour votre coup toute première fois. Fait correctement, cela forme un carré circonférentielle autour du site proposé cathéter (figure 7).
    5. Utilisation d'une aiguille 18G, percer la paroi de la vessie dans le centre de la suture pursestring. Veillez à ne pas percer trop profondément (juste assez pour être intraluminal). Placez le bout de vos pinces fines dans l'ouverture et écartez doucement pour élargir le trou.
    6. Insérez l'extrémité bulbe de la sonde dans le défaut de lavessie jusqu'à ce qu'il soit intraluminale. Tirez le fil de suture pursestring serré autour du cathéter et l'attacher vers le bas. Cela devrait cinch la paroi vésicale autour du cathéter le maintenir en place (Figure 8).
    7. Prendre une extrémité de la suture et l'enrouler autour du cathéter une fois et lier cette baisse pour sécuriser davantage le cathéter.

    7. Test du cathéter et de clôture de l'incision abdominale

    1. Avec une aiguille de seringue de 1 mL et 25G, insérer l'aiguille dans le tube et injecter lentement une solution saline pour distendre la vessie. Observer s'il ya des fuites autour du cathéter. Une fois que vous voyez des fuites de l'urètre, aspirer la solution saline pour décompresser de la vessie à nouveau.
    2. Fermer l'incision abdominale comme ci-dessus dans les étapes 4.1-4.4.

    8. Fermeture de l'incision dorsale et la fixation du cathéter (Pour les rats)

    1. Repositionner l'animal couché.
    2. Couper le tube de cathéter au niveau de la peau avec des ciseaux. Insérez une 22G contondant til'aiguille dans le tube p.
    3. Fermez la peau sur le tube avec polyglactine 4-0 en une façon courante. Laisser le moyeu d'aiguille extrusion de la peau.
    4. Placer un bouchon sur la ligne intraveineuse aiguille émoussée. Utilisation de suture en soie 3-0, sécuriser l'extrémité du cathéter à la peau (figure 9).
    5. Nettoyez l'incision. Transférer le rat dans une ambiance chaleureuse, cage propre, pour un réveil de l'anesthésie.

    8. * Fermeture de la voie dorsale et la fixation du cathéter (Pour les souris ou les rats)

    1. * Occlure l'extrémité distale du cathéter en le vrillage ou en utilisant une flamme pour faire fondre l'extrémité.
    2. Coil * la fin de la tubulure et le laisser dans la poche sous-cutanée sur le dos de l'animal (ne pas couper les tuyaux pour le raccourcir) (Figure 10).
    3. * Fermeture de la peau au-dessus de la tubulure avec polyglactine 4-0 dans une mode en cours d'exécution (Figure 11).
    4. * Le jour de la cystomanométrie, préparer l'incision dorsale avec de la Bétadine et l'éthanol à 70%. Ouvrez l'incision dorsale sous anesthésie et enlever le tube enroulé de la poche sous-cutanée. Fermer l'incision. Réveillez l'animal de l'anesthésie et d'effectuer la cystomanométrie quand il est pleinement éveillé.

    9. Résultats représentatifs - des méthodes chirurgicales

    La vessie reconstruite doit être aussi étanche à l'eau que possible pour éviter les complications liées à une fuite urinaire importante (figure 3). Douleur ou malaise se manifeste habituellement comme frissons ou de griffer et à ronger à l'incision abdominale. Ceci peut être géré avec sous-cutanée quotidienne injections d'un non-stéroïdiens anti-inflammatoires tels que le méloxicam (0,5-1,0 mg / kg sous-cutanée). En règle générale, les animaux n'ont besoin que des injections pour les 3 premiers jours post-opératoires. Cela peut être complété par un opioïde, tels que la buprénorphine (0,05-0,1 mg / kg sous-cutanée toutes les quatre heures 8-12) selon les besoins. Les animaux doivent être surveillés 3 fois par jour pendant les 3 premiers jours post-opératoires, TWquotidienne des glaces pour jours post-opératoires 3-5 puis quotidiennement par la suite pour évaluer la douleur, des signes d'infection, cicatrisation adéquate, l'activité, le toilettage, et élasticité de la peau. Les antibiotiques (Baytril, 5mg/kg sous-cutanée toutes les 24 h dans un volume ne dépassant pas 0,1 ml) sont donnés pour les 72 premières heures suivant la chirurgie, à titre prophylactique contre l'infection chirurgicale. Les signes de reprise normale sont déambulation normale et les niveaux d'activité, une alimentation appropriée et potable, absence de douleur ou de détresse (pas de vocalisation) et de la socialisation normale avec compagnons de cage. Un temps de récupération d'au moins 5-7 jours devrait être donnée avant l'analyse cystomanométrique, pour permettre la guérison de la vessie et une diminution de l'inflammation qui pourrait potentiellement affecter les résultats.

    Analyses cystométriques

    10. Réveillez-analyse cystométriques

    1. Configuration décrite avec MLT844 ADInstruments avec la capture de données et d'analyse avec LabChart v6 (ADInstruments) et de la perfusion avec une pompe à seringue Harvard 22 (Harvard Apparatus, Holliston, MA), bien que d'autres systèmes comparables sont disponibles (figure 12).
    2. Calibrer la fois en volume et la pression sur la base des spécifications du système cystomanométrique utilisé.
    3. Placer les animaux dans des cages métaboliques (cages avec un plancher en treillis métallique) qui sont suspendues sur une échelle. L'échelle est reliée à un transducteur.
    4. Purger le système de toute bulle d'air et assurer un écoulement continu de la pompe à perfusion.
    5. Connectez le système de capture des données à un ordinateur et d'observer pour les tracés de données. Ajuster l'échelle en conséquence. La pression de la vessie et le volume d'urine seront enregistrées en continu.
    6. Accéder à des cathéters suspubiennes avec une aiguille 27G connecté par l'intermédiaire d'une tube en T au transducteur de pression et la pompe à perfusion. Commencez la perfusion de sérum physiologique à 12,5 pi / min pour la souris et 100 pi / min pour le rat.
    7. Permettre à la configuration de traçage pour stabiliser la miction (élévation de la pression de la vessie, suivie par un vide). Cela prend habituellement approximativementron 10-20 minutes. Enregistrez les cycles de miction pour 45-120 minutes ou au moins des cycles mictionnels 3-4.
    8. Observez ensemble de la procédure en temps réel pour dépanner en cas de complications qui mèneront à l'artefact (plicature du cathéter soit, obstruction, etc, voir ci-dessous la discussion).
    9. Arrêter la perfusion, débrancher le cathéter du système, et de retourner à l'animal de sa cage.

    11. Inconscient Analyse cystométriques (n ° cathéter sus-pubien)

    1. Anesthésier l'animal avec de l'uréthane (1-2 g / kg) par injection intrapéritonéale (IP).
    2. Exposer la vessie comme ci-dessus dans les étapes 1.3-2.4.
    3. Étalonner le système que dans l'étape 9.2. Préparer le système que dans l'étape 9.4 à 9.5.
    4. Insérer une aiguille 27G connecté par l'intermédiaire d'une tube en T au transducteur de pression et de la pompe de perfusion dans la face latérale de la vessie.
    5. Enregistrez les cycles de miction pour 45-90 minutes.
    6. Arrêter la perfusion, retirer l'aiguille de la vessie et euthanasier l'animal. </ Li>

    12. Résultats représentatifs - Analyses cystométriques

    Tracés urodynamiques peuvent ensuite être analysées afin de déterminer les paramètres tels que les volumes annulés, la conformité, de pointe, l'intervalle de pressions mictionnels contraction entre, le temps de cycle mictionnel et les volumes vides résiduels post-.

    Cystométrogramme peut être divisé en un remplissage et une phase de la miction. Un phase de remplissage normal est la portion du cycle miction de la vessie dans lequel remplit avec peu de changement dans la pression intra. Une phase de miction normale du tracé se compose d'une augmentation régulière de la pression intravésicale correspondant à la contraction du détrusor. La pression la plus élevée atteinte pendant la phase annulation du tracé que l'on appelle la pression mictionnelle de pointe. Un pic de pression haute miction pourrait suggérer un modèle miction obstructive, une vessie hypercontractile ou un coude dans le cathéter SP. La conformité peut être calculée en faisant l'acquisition du ratio du volume instillé During la phase de remplissage et la variation de pression (conformité = AV / AP). Une vessie hypocompliant est celui qui est incapable de répondre adéquates volumes urinaires basses pressions. L'intervalle intercontraction peut être calculée en analysant le temps entre deux contractions comme on le voit sur la cystométrogramme. Un intervalle de intercontraction courte est suggestive d'une vessie irritable. Le temps de cycle mictionnel se réfère au temps qu'il faut pour un remplissage complet et d'annuler la phase de compléter et peut être facilement constatée par l'analyse de la traçabilité. À la fin de la cystomanométrie, résidu post-mictionnel (PVR) peuvent être obtenus. Cela se fait par l'aspiration du cathéter sus-pubien à l'issue d'une contraction du détrusor. Ces paramètres permettent l'enquêteur objectivement étudier la dynamique de la vessie que la vessie se remplit et se vide.

    Figure 1
    Figure 1. Photographie de l'incision abdominaleet l'extrusion de la vessie.

    Figure 2
    Figure 2. Incision vessie à l'exposition de la lumière de la vessie.

    Figure 3
    Figure 3. Intégration de l'implant sur ​​la paroi de la vessie.

    Figure 4
    Figure 4. Photographie de l'incision fermée.

    Figure 5
    Figure 5. Extrémité évasée du tube PE-50.

    Figure 6
    Figure 6. PE-50 tube (cathéter) à travers l'incision dorsale.

    Figure 7
    Figure 7.Suture Pursestring.

    Figure 8
    Figure 8. Sécurisation du cathéter dans la vessie.

    Figure 9
    Figure 9. Cathéter sécurisé.

    Figure 10
    Figure 10. Tube spiralé dans la poche sous-cutanée.

    Figure 11
    Figure 11. Dorsale de fermeture d'incision.

    Figure 12
    Figure 12. Exemple cystomanométrique set-up.

    Figure 13
    Figure 13. Cystométrie Représentant de traçage.

Discussion

Évaluations cystométriques de configurations qui suivent l'implantation de biomatériaux et de l'augmentation de la vessie chez des modèles animaux de petite taille représente une étape de validation important dans l'identification optimales caractéristiques structurelles et mécaniques de conceptions de la matrice pour une utilisation dans des situations cliniques. Dans cette étude, nous décrivons les méthodes chirurgicales pour effectuer augmentation de la vessie chez la souris et les rats ainsi que des techniques pour déterminer les propriétés cystométriques urodynamiques des organes d'ingénierie pour des évaluations fonctionnelles. Nous avons utilisé ces techniques dans de multiples expériences impliquant à la fois chez la souris et les rats, avec chaque expérience composée de 30 rongeurs + sans problèmes importants. Notre laboratoire de recherche est un conglomérat diversifié de spécialistes des sciences fondamentales et des chirurgiens de médecins, chirurgiens et avec au moins 5-6 ans d'études post-universitaires de formation chirurgicale pratiquée sur les aspects procéduraux de ces expériences.

Quel que soit le type de biomatériau utilisé, la principale différence entre augmentant la vessie chez le rat par rapport souris est la taille de la vessie. En raison de plus petite taille de la vessie, la dissection et l'incorporation du biomatériau est techniquement plus difficile chez la souris. Pour aider à la visualisation, d'un microscope chirurgical peut être utilisé. Comme la taille de la vessie chez les rats est plus grande, il se prête davantage à des situations où plus d'une procédure doit être effectuée sur la vessie (par exemple l'augmentation et le placement d'un cathéter cystostomie). En outre, le protocole décrit ci-dessus l'utilisation de PE-50 tubes pour le rat 13, cependant, les cathéters de taille encore plus grandes, jusqu'à PE-100 ont été utilisés, en particulier pour les études à long terme 14. Chez la souris, un calibre plus petit tel que le PE-10 tube peut être utilisé 15,16, mais il faut garder à l'esprit que les tubes souples plus petits et plus ne peut pas transmettre les changements de pression au transducteur avec précision. En outre, la méthode alternative d'assurer le cathéter sur le dos (étape 8 ci-dessus *) se fait en mien raison de leur petite taille corporelle et l'aiguille pointe émoussée et une casquette IV CE sont trop lourdes. L'inconvénient de cette est la nécessité d'une anesthésie pour extraire le bout du cathéter dans la poche sous-cutanée avant la cystomanométrie.

Des études ont montré que dans les premiers jours (0-4 jours premiers) après le placement des cathéters, la cystomanométrie révèle pressions vésicales élevées et avec des volumes mictionnels hyperactivité faible. Ces résultats ont semblé se stabiliser autour de la sixième à la septième jour 14,17 et donc, est probablement le moment idéal pour l'évaluation cystomanométrique. Cependant, la plupart des rapports dans la littérature effectuer cystométrie dans les 3 premiers jours de cathétérisme de 18 ans, ce qui explique la grande variation dans les paramètres ci-dessus par rapport au temps. En quittant le cathéter sus-pubien pour une durée supérieure à 3 jours comporte morbidités telles que le risque de calculs, le délogement, une infection, une hématurie et l'occlusion du cathéter avec des débris.

<p class = "jove_content"> taux de perfusion différents au cours de la cystomanométrie ont été décrits à partir 1-3mL/hr pour les souris et 15,16 pour les rats 10-11mL/hr 13,19,20. Les vitesses de perfusion supraphysiologiques peuvent causer des pressions faussement élevés 14. Nous utilisons un débit de perfusion de 12,5 pi / min (0,75 mL / h) pour les souris et 100 pi / min (6 ml / h) pour les rats dans notre configuration, mais la baisse des taux peut également être utilisé. La température de la solution saline physiologique doit être la température ambiante au moins, bien au chaud (37 °) une solution saline est plus optimale afin d'éviter hyperactivité de la vessie provoquée par inculquer solution froide. En cystomanométrie éveillé, il est crucial pour permettre la stabilisation de la structure miction que l'animal devient ajusté à la cage, ce qui dans notre expérience nécessite une période de ~ 10-20 minutes. Suite à cela, les cycles de la miction régulières peuvent être enregistrés pour 45-120 minutes ou au minimum de cycles mictionnels 3-4. L'animal doit être observée en temps réel car l'animal est librement moving et des complications telles que torsion ou un vrillage du cathéter peut altérer l'analyse cystomanométrique. Limiter le bruit de l'environnement au cours de la cystomanométrie est souhaitée pour diminuer les déplacements des animaux et des objets suivants. Cystomanométrie Inconscient n'a pas les problèmes qui en découlent comme la cystomanométrie éveillé, mais anesthésiques multiples ont été montré pour empêcher les contractions vésicales spontanées. Cette inhibition correspond directement à la durée prévue de l'action des anesthésiques, c'est à dire lorsque les subventions effet anesthésiant, contractions spontanées reprendre 14. En outre, les pressions mesurées lorsque la vessie débordait, étaient statistiquement plus grande chez les rats anesthésiés, à la fois vivant et post mortem, ce qui indique un effet sur les propriétés de mise en conformité passive de la paroi de la vessie. Cet effet est observé avec 21 pentobarbital, kétamine, et chloralose GI / IP, en plus de l'halothane inhalé et intrathécale nesacaine 14. Une étude plus approfondie des différents anesthésiques confirmationm cette constatation avec la suppression du réflexe mictionnel pour les anesthésiques par inhalation à la fois (isoflurane et le méthoxyflurane) et des barbituriques (pentobarbital et thiobutabarbital) sous anesthésie niveaux modérés 17. Cet effet a été observé avec des niveaux encore plus de lumière ou un sédatif de l'anesthésie avec des médicaments tels que le fentanyl-dropéridol et la kétamine-diazépam, et comme dans l'étude précédente, que l'effet de l'anesthésie calmée, et nous n'avons donc l'inhibition 17. Pour cette procédure, uréthane injections intrapéritonéales peuvent être utilisés, car il a été démontré que la miction réflexe est préservée tout en permettant également une anesthésie adéquate 17,22. Par ailleurs, aucun effet n'est observé à l'égard de pressions miction 23. Placement cathéter sus-pubien pour cystomanométrie est décrit ici, puisque le cathétérisme intra-urétrale a été démontré que plus les courbes de pression de la vessie et des débits plus faibles compatibles avec une obstruction de la vessie de sortie par rapport 24.En outre, le cathétérisme intra-urétrale n'est possible que chez les animaux anesthésiés, et même alors, le cathétérisme peut être difficile, en particulier chez les rongeurs mâles et les souris.

En conclusion, le choix de modèle à utiliser pour l'augmentation de la vessie et / ou l'analyse cystomanométrique dépend des objectifs de l'étude spécifique. Du point de vue technique, le modèle de rat détient clairement l'avantage pour les raisons évoquées ci-dessus. Cependant, le modèle de la souris peut être utilisée dans les études évaluant le rôle des gènes spécifiques des produits finis-codées dans les maladies des voies urinaires, en raison de leur sensibilité pour la manipulation génétique. Ce n'est généralement pas possible chez le rat.

Réveillez-vous le plus fidèlement cystométrie imite l'état physiologique normal dans lequel ces animaux subissent leurs cycles de miction, et donc, est susceptible de donner une détermination plus fiable physiologique de la fonction vésicale. En outre, la variable de confusion des effets directs d'unenesthetics sur la fonction vésicale est évité.

Disclosures

Pas de conflits d'intérêt déclarés.

Acknowledgments

Ces études ont été financées, en partie, par le Fonds des enfants Hospital de Boston urologie du revenu du Fonds de dotation et les National Institutes of Health des subventions NIBIB P41-EB002520 (Kaplan); NIDDK T32-DK60442 (Freeman); NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Nous reconnaissons le Dr Peter Zvara de l'Université du Vermont à l'aide dans l'établissement de la technique de placement de la sonde de cystostomie et la cystométrie.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Shaving shears Preparation of rat/mouse for surgery
Sterile drapes, betadine, 70% ethanol, sterile gauze Preparation of sterile surgical field
Instruments:
Scalpel blade Skin incision
forceps with teeth Manipulating skin
Fine forceps Atraumatic (no teeth), no serrations or with fine serrations to manipulate
Small needle driver Sharp tissue dissection
Metzenbaum scissors Bldder incision
Tenotomy scissors For retraction sutures and to develop subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Small curved clamps Subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Sutures:
6-0 polypropylene sutures Bladder stay sutures and pursestring suture
7-0 polyglactin suture Anastomosis of scaffold to bladder
4-0 polyglactin suture Closure of muscle/skin
3-0 or 4-0 Silk suture Securing catheter tip to skin
Needles and syringes:
18 Gauge needle Piercing the bladder for cystostomy catheter
25 and 30 Gauge needles Testing bladder for leakage
1 mL saline filled syringe
22 Gauge blunt tip needle
Cystostomy catheter:
PE-50 tubing
Lighter Flaring PE-50 tubing
Small curved clamp Developing subcutaneous tunnel
Cystometry:
MLT844 ADInstruments data capture and LabChart software Pressure data acquisition
Harvard 22 syringe pump (Harvard Apparatus, Holliston, MA) Fluid infusion pump
Anesthetics (Unconscious cystometry):
Isoflurane Induction/maintenance of general anesthesia
Urethane Unconconscious cystometry
Bupivicaine or equivalent Local anesthesia
Meloxicam Post-operative analgesia
Buprenorphine Post-operative analgesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Atala, A. Tissue engineering for bladder substitution. World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).
  2. Roehrborn, C. G. Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH). Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).
  3. Niknejad, K. G., Atala, A. Bladder augmentation techniques in women. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).
  4. Hensle, T. W., Gilbert, S. M. A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children. Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).
  5. Somani, B. K. Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study. J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).
  6. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367, 1241-1246 (2006).
  7. Sharma, A. K. A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 29, 241-250 (2011).
  8. Chung, S. Y. Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition. J. Urol. 174, 353-359 (2005).
  9. Ashley, R. A. Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model. BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).
  10. Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model. BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).
  11. Gomez, P. 3rd The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).
  12. Mauney, J. R. Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 808-818 (2011).
  13. Persson, K. Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats. Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).
  14. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).
  15. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).
  16. Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide. J. Urol. 183, 780-785 (2010).
  17. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).
  18. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).
  19. Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion. Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).
  20. Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. The role of the rhabdosphincter in female rat voiding. BJU Int. 94, 138-142 (2004).
  21. Malmgren, A. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).
  22. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).
  23. Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
  24. Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. Comparison of cystometric methods in female rats. Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics