Оценка системы механики дыхания у мышей использованием вынужденных колебаний Техника

* These authors contributed equally
Biology
 

Summary

Настоящий протокол предусматривает подробное, шаг за шагом, описание процедур, необходимых для выполнения измерений дыхательной механики системы, а также оценка дыхательных путей на ингаляционные метахолин в мышей с использованием вынужденных колебаний техники (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, QC , Канада).

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. J. Vis. Exp. (75), e50172, doi:10.3791/50172 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Вынужденных колебаний техники (ФОТ) является мощным, интегративная и трансляционные инструмент позволяющий экспериментальная оценка функции легких у мышей на основе всеобъемлющего, подробные, точные и воспроизводимые образом. Он обеспечивает измерение механики дыхания системы на основе анализа давления и объема приобретенных сигналы в ответ на предопределенный, малой амплитуды колебательного воздушный поток сигналов, которые обычно применяются при открытии дыхательных путей пациента. В настоящем докладе подробно протокол шагов, необходимых для адекватного выполнения вынуждены измерений колебаний у мышей с помощью компьютера-поршнем вентилятором (flexiVent; SCIREQ Inc, Монреаль, Квебек, Канада). Описание разделено на четыре части: подготовительные шаги, искусственной вентиляции легких, измерения функции легких, и анализа данных. Она также включает в себя информацию о том, как оценить чувствительность дыхательных путей к ингаляционным наркозом метахолин в мышах, частым применением этого techniquЕ, который также распространяется и на другие результаты и различные патологии легких. Измерений, полученных в наивных мышей, а также от окислительного стресса управляемая модель повреждения дыхательных путей, иллюстрирующие как этот инструмент может способствовать лучшему пониманию и характеристике изучаемых физиологических изменений или болезни моделей, а также для применения в новых областях исследований.

Introduction

Адекватные характеристики механических свойств легких у маленьких животных стало необходимым, так как растущие мышиных моделей в дыхательных науки. Когда выполняется с использованием вынужденных колебаний техники (ФОТ), техника также используется у человека, эти измерения обеспечивают мощный, интегративная и поступательного подхода к изучению значимые физиологические изменения. FOT измерений обычно получают путем анализа давления и объема сигналов приобретенных в ответ на предопределенный, малой амплитуды колебательного сигнала потока воздуха (также называемый возмущением или входной сигнал), применяемых в дыхательные пути открытия субъекта 1. В своей простейшей форме, возмущение FOT бы одного синусоидальной формы в четко определенной частотой. Более сложные возмущения обычно состоят из суперпозиции выбора конкретных (взаимно простые) формы волн, охватывающих широкий спектр. Разложение многочастотнуюВходные и выходные сигналы на их составляющие с использованием преобразования Фурье позволяет вычислить дыхательных входной импеданс системы (ЗРС), т.е. передаточную функцию между входными и выходными сигналами на каждом частот, включенного в возмущении 2. Таким образом, FOT позволяет одновременно оценки механики дыхания в диапазоне частот в одном два маневра. Место передовые математические модели (например, модели постоянной фазы 3) с импедансом данных даете разбиение ответ в дыхательных путях (центральной и периферической) и паренхимы легочной ткани зависит параметры 1, 3. Потому что многие факторы, влияющие на физиологические реакции (например, частота дыхания, дыхательный объем, объем легких, верхних дыхательных путей, спонтанное дыхание усилий, времени измерений) управляются и стандартизированной системой измерения и экспериментальных процедур, 1 техника крышкойвозможность получения точных и воспроизводимых результатов измерений при условии, что она выполнена правильно. Цель этой статьи заключается в предоставлении подробных, хронологическое описание процедуры необходимы для того, чтобы выполнить такие измерения у мышей. Протокол состоит из четырех частей: подготовительные шаги (реагенты, оборудование и предметы), искусственной вентиляции легких, измерения функции легких, и анализа данных. Примеры репрезентативные результаты механики дыхания генерируется с использованием системы с компьютерным управлением поршня вентилятором (flexiVent, SCIREQ Inc, Монреаль, Квебек, Канада) предоставляются. Они были получены от наивных мышей, а также от окислительного стресса управляемая модель повреждения дыхательных путей характеризуется воспалением дыхательных путей, эпителиальные повреждения клеток и повышению оперативности дыхательных путей на вдыхаемые аэрозоли метахолину 4. Хотя этот протокол часто используется для оценки реакции дыхательных путей на ингаляционные метахолин, оно распространяется и на другие результаты и различнс патологий, включая астму, хроническое обструктивное заболевание легких (ХОБЛ), эмфиземы легких, фиброз легких, повреждение легких, а также трансгенные модели мыши патологий, аналогичные болезни человека. Результаты исследований с помощью этого инструмента может способствовать лучшему пониманию характеристик и физиологических изменений или болезни моделей, а также к расширению в новые области исследований.

Protocol

Описанные ниже процедуры были одобрены Университета Макгилла Институциональный комитет уходу за животными в соответствии с руководящими принципами Канадского совета по уходу за животными (ССАС).

1. Подготовительные работы

  1. Решения:
    1. Метахолин: Подготовка исходного раствора 50 мг / мл и делают серийные разведения (1:1) на основе концентрации для тестирования 5. Разрешить решений для достижения комнатной температуры перед распылением 5.
    2. Анестетики: Различные схемы были зарегистрированы в литературе в различных линиях мышей (табл. 1). Примечание: Режим 1 был использован в соответствии с настоящим Протоколом.
  2. Оборудование: В протоколе относится к любому из двух flexiVent поколений поддерживается flexiWare 7 программного обеспечения. Программное обеспечение функции сгруппированы по трем модулям: Определение и планирование исследования, эксперименты SessioN и обзор и отчетности.
    1. Включите систему (flexiVent только FX) и / или запустить программное обеспечение.
    2. На первой сессии экспериментов или в любое время, прежде чем он, откройте Определение Исследование и планирование Модуль предопределить изучение структуры.
    3. Нажмите на кнопку Создать новый кабинет и следуйте инструкциям мастера для создания исследования, наметить и определить протокол экспериментальных групп и предметов для изучения.
    4. Инициировать проведение экспериментов сессии, открыв модуль Эксперимент сессии и после последовательности запуска для изучения и выбора шаблона.
    5. Назначение предмета к месту измерения и подтвердите его вес.
    6. Продолжайте калибровки системы, следуя шагам, описанным в операционное программное обеспечение. Вам будет предложено в одной точке для крепления канюли, которые будут использоваться (шаг 1.3.3) к Y-трубки для калибровки.
    7. Важным шагом. RepeaT шагу 1.2.6 Если калибровка значений, полученных находятся за пределами допустимого диапазона. (См. flexiVent FX или flexiWare 7 Руководство пользователя для модуля конкретных приемлемых диапазонов калибровочных значений).
    8. Отмена подсказки, чтобы начать вентиляцию и записи данных, если не готовы, чтобы начать эксперимент. Они могут быть начато на более позднем этапе.
  3. Темы:
    1. Обезболить объекта с помощью соответствующих доз анестетиков (см. таблицу 1).
    2. Убедитесь, что предмет достиг хирургического уровня анестезии. Предмет не должен иметь реакцию на ноги щепотку и его дыхание должно быть регулярным и не трудились.
    3. Выполните трахеотомию и трахею иглу.
      1. Место животное на спину и служат источником тепла (например, с контролем температуры одеяло отопления или лампы с 60-ваттной лампочки расположен примерно в 45 см от мыши, чтобы избежать чрезмерного нагрева).
      2. Чистый йэлектронной горла с алкоголем и подвергать трахеи, сделав разрез кожи и мягко отделения подчелюстной железы и мышечного слоя ее освещении.
      3. Аккуратно поднимите трахеи с использованием пары микро-щипцы и передать шов под ним.
      4. Cut между двумя кольцами хряща ближайший гортани, чтобы сделать небольшой надрез в трахее без секционирования его.
      5. Вставьте предварительно калиброванный канюли в разрез и продвигать его осторожно внутрь трахеи длиной около 5 кольца. Примечание: В настоящем эксперименты проводились с использованием 1,2 см в длину металл 18 калибра канюли.
      6. Важным шагом. Закрепите канюли на месте с помощью шва. Вложения должны составлять герметичное уплотнение вокруг канюли.

2. Механическая вентиляция

  1. Принесите животных близко к вентилятору.
  2. Начать механической вентиляции, выбрав предустановленныйили индивидуальный профиль вентиляции в Docker вентиляции.
  3. Подключите животного к вентилятору через Y-трубки.
  4. Важным шагом. Совместите животного к вентилятору и убедиться, что трахеи канюли находится на том же уровне, что и вентилятор, чтобы избежать возможной закупорки трахеи канюли или твист.
  5. Важнейший шаг. Выполнить Глубокое возмущение Инфляция, дважды щелкнув на возмущение имя проверять правильность включения канюли и привязанности. В отсутствие течи, система должна быть в состоянии держать под давлением 30 см Н 2 O в течение 3 Второй период без чрезмерного рабочий объем (рис. 1). Записанный объем и давление следы также должны быть гладкими без признаков смещения или деформации так как они могут указывать на канюли препятствий или неправильного.
  6. При необходимости подключения жизненно знак для преобразователей частоты сердечных сокращений и мониторинга температуры тела. Запись данных может быть инициирована eitheт вручную или автоматически с помощью сценария.

3. Измерения функции легких

Измерения или команды (например, распылитель активации, маркеров событий) можно автоматизировать с помощью стандартных или пользовательских сценариев для строго контролируемых и воспроизводимых экспериментальных процесса (рис. 2). Шесть семей возмущений, что приводит к ряду параметров может быть использован для описания предмета дыхательной системы механики на исходном уровне и после данной задачи (см. таблицу 2).

  1. Важным шагом. Когда все будет готово, чтобы начать принимать измерений, запустите Глубокая инфляция набирать закрытых районах легкого и стандартизации историю объема легких.
  2. Важным шагом. Убедиться в отсутствии спонтанного вдоха усилия выполнении теста измерения (например, PVS-P или PVS-V). Наблюдайте давление следы сигнала в выбранном представлении набора данных. При ступенчатом кривые П.В.,Давление плато должны быть четко определены, не вниз отклонений. Вниз качели давления будет указывать попытке вдоха от животного (рис. 3).
  3. Инициировать выбранный сценарий, дважды щелкнув на его названии. Скрипты, используемые в настоящем исследовании обычно включаются для измерений:
    • Последовательность исходных измерений в трех экземплярах.
    • Активация распылитель для оценки реактивности дыхательных путей на вдыхаемые метахолину. Примечание: При запросе системы, загрузить около 100 мкл физиологического раствора или раствора метахолину в распылитель. Распыление начнется и автоматически остановится.
    • Последовательность близко расположенных измерений (каждые 10-15 сек) в течение примерно 3 мин после активации распылитель.
    • Строке, чтобы выполнить другую задачу и повторить последовательность измерений. Примечание: Сушка внутри распылителя крепление с тампоном в Between проблемы может помочь предотвратить или капель конденсата застройки в линию вдоха.
  4. В конце эксперимента остановить вентиляции и отделить эту тему.
  5. Переход на следующую тему в операционную программу и подтвердите его вес.
  6. Важным шагом. Промойте и высушите распылитель, адаптер, Y-трубки и канюли между субъектами.
  7. Повторите шаги 1.2.6 до 3.6.
  8. В конце концов, близко экспериментальной сессии. Не забудьте промыть и высушить распылитель, адаптер, Y-трубки и канюли и очистить систему клапана выдоха перед уходом из лаборатории в соответствии с инструкциями производителя.

4. Анализ данных

Программа автоматически рассчитывает и отображает параметры, связанные с возмущением. Она также обеспечивает коэффициент детерминации (ХПК), который отражает приступе математической модели к данным. Каждый набор данных с изоляционныхfficient ХПК помечен как исключены с помощью программного обеспечения. Обзор экспериментальных сессий, данные повторного анализа и создание экспортно сценариев сделано в обзоре и модуль отчетности программного обеспечения.

  1. Откройте Обзор и модуль отчетности и создать экспортный сценарий, заботясь, чтобы включать только наборы данных с достаточной ХПК.
  2. Экспорт в необходимых параметров по давлению или кривой поток-объем, необработанные сигналы набора данных или информации, подлежащей приложение электронных таблиц (см. таблицу 3).
  3. Средние базовые измерения для каждого параметра и сюжет все измерения в зависимости от времени (см. рисунок 4). Затем можно рассчитать площадь под кривой, анализируют общий профиль кривые или выполнить статистический анализ.
  4. Чтобы выразить дыхательных путей результатов в зависимости от концентрации метахолину, определяют для каждого субъекта, параметров и экспериментальных условиях либо конкретныйточки (например, пик), или определенное время после каждого метахолином. Рассчитать средние группы и отчета или сюжет результаты для каждого экспериментального условия (таблица 4, рисунок 5).
  5. Вы можете также рассмотреть расчета концентрации производства удвоение данного значения параметров базовой линии (PC 200; 5С), применяя нормализации (например,% исходного уровня) или выполнение статистического анализа.

Representative Results

Дыхательной системы механики измерений. В таблице 4 показаны типичные результаты от наивных / J мышей, полученных при исходном уровне и следующие метахолину-индуцированного спазма бронхов (12,5 мг / мл) с использованием любого из двух flexiVent поколений поддерживается flexiWare 7 программного обеспечения. Механика дыхательной системы, т.е. условиях закрытого помещения, груди, были оценены переменного возмущения одной частоты и широкополосной семей вынуждены колебаний в близко расположенных образом (моментальный снимок-150, Быстрая Prime-3, соответственно). Так как системы вентиляции паузы во время измерений, быстрой Prime-3, который охватывает аналогичном диапазоне частот, что и премьер-8, но имеет более короткий срок (3 против 8 сек), была выбрана для того, чтобы сократить период апноэ, свести к минимуму влияние возмущения на газы крови и обеспечить лучшее разрешение ответа. Параметры, связанные с каждым возмущений были рассчитаны автоматикаLLY операционной программного обеспечения. Результаты показывают, что два поколения flexiVent системы производятся эквивалентные измерения дыхательной механики.

Сайт легкого ответа. Выделение сайте легкого ответа позволяет исследователю определить дальнейшие пострадавших регионов, а также для выявления потенциальных точек фармакологического вмешательства 6. Например, наивные / J мышах показывают увеличение базового сопротивления, когда в конце выдоха давление на которой проводятся измерения, увеличен с 3 до 9 см Н 2 О (рис. 6А, снимок-150). В настоящем примере, использование широкополосных измерений FOT (Quick Prime-3), при условии детали уточнить основой для изменения сопротивления: изменение давлением в конце выдоха привело к снижению сопротивления дыхательных путей (R N) соответствует бронхолитических эффекты более высокого объема легких и больший инфляция прессЮр (фиг. 6D) и увеличение ткани демпфирование (G, рис 6Е), параметр тесно связан с тканью сопротивление, которое отражает вязкоупругости ткани и, возможно, сопротивление малых дыхательных путей 7. Последний, как известно, возрастает с увеличением объема легких.

Гиперчувствительность дыхательных путей. После воздействием газообразного хлора, дыхательных путей на вдыхаемые метахолину увеличивается по сравнению с воздействием воздуха в линии BALB / C мышей в результате повреждения дыхательных путей 4 (фиг. 2). Хлор, как известно, вызывают окислительный стресс, что приводит к разрушению структурных клеток в дыхательные пути, в частности эпителиальных клеток и индукции набора воспалительных клеток. Как показано на фигуре 5, изменения во всех параметров, описывающих дыхательной механики системы можно увидеть в ответ на увеличение проблемы метахолину. По сравнению с воздухом воздействию мышей, мышей, подвергнутых воздействию хлорированияпе газ отображается больше максимальной ответной реакции на все параметры FOT (5А, 5В, 5D-5F), а также статистически значимый сдвиг влево кривой концентрация-ответ примере снижение концентрации метахолину требуется, чтобы вызвать удвоение сопротивление и жесткости (PC 200; 5С). Эти результаты показывают соответственно гиперреактивности дыхательных путей и повышенная чувствительность к ингаляционным метахолин после воздействия газообразного хлора.

Другие измерений. В дополнение к FOT, flexiVent система также может быть использован для хранения других типов функции легких или сердечно-сосудистых 8-10 11 измерений. Рисунок 7 показывает представитель ступенчато, приводимые в действие давлением кривой давление-объем в наивных / J мышей в исходное состояние . Верхняя часть дефляция конечности кривой приспособлен к Салазар-Knowles уравнение 12 вир> и параметры автоматически рассчитывается с помощью программного обеспечения.

Таблица 1
Таблица 1. Примеры схем анестезии у мышей. Нажмите здесь, чтобы увеличить таблицу .

Таблица 2
Таблица 2. Возмущений использован для измерения функции легких у мышей. * Расширение требуется для системы. Предметом также должен быть в закрытой камере плетизмографа во время измерений.худой "> Нажмите здесь, чтобы увеличить таблицу.

Таблица 3
Таблица 3. Пример экспортируемых параметров из одного и широкополосные частоты колебаний семей вынуждены возмущения. Нажмите здесь, чтобы увеличить таблицу .

Таблица 4
Таблица 4. Сравнение систем. Сравнение механизмов легкого параметры собраны с помощью двух поколений flexiVent система, управляемая flexiWare 7 программного обеспечения. Результаты были получены в наивной A / J мышей (n = 5 / группы) на исходном уровне и после метахолину-индуцированного спазма бронхов (MCH 12,5 мг / мл). * Группы сравнивали с помощью двусторонней ANOVA для повторных измерений и журнал 10 индивидуальных ответов по однородности дисперсий (GraphPad Prism, версия 5.03; GraphPad Software, Сан-Диего, США).

Рисунок 1
Рисунок 1. Пример экрана глубокой инфляции легких. Верхняя панель показывает объем, вытесняемый поршнем вентилятором (красная линия) и объем доставлен к предмету (серая кривая). Нижняя панель показывает давление в цилиндре возрастает до давления срабатывания 30 см Н 2 O в течение 3 секунд и удерживается в постоянном за тот же период времени.

172/50172fig2.jpg "Alt =" Рисунок 2 "/>
Рисунок 2. Пример типичного сценария используется для оценки дыхательной системы механики в начале исследования.

Рисунок 3
Рисунок 3. Спонтанное вдоха усилия во время выполнения ступенчато кривой давление-объем.

Рисунок 4
Рисунок 4. Время ответа курс ингаляционных следующей возрастающей проблемы метахолин. Результаты выражали как среднее (± стандартное отклонение) группа из 5 наивных спонтанно hyperresponsive / J мышей. Нажмите здесь, чтобы увеличить рисунок .

<р = класса "jove_content" FO: держать-together.within-страницы = "всегда"> Рисунок 5
Рисунок 5. Изменения в дыхательной системе механики следующей возрастающей метахолин проблемы в хлора и воздушного подвергаются линии BALB / C мышей. Пиковое значение было определено для каждого параметра в каждом предмете и экспериментальных условиях. Группа средние Затем были рассчитаны (среднее значение ± стандартное отклонение, n = 4-6). Различия между группами оценивали с помощью дисперсионного анализа с помощью лог 10 индивидуальных ответов по однородности дисперсий. Концентрация метахолину производства удвоение базовой линии (ПК 200) был получен путем установки второго полином для отдельных кривых доза-ответ и интерполяции оборудованной кривой. Точки данных отсутствуют в D, E и F в хлор-мышей, подвергавшихся воздействиюна двух самых высоких концентраций метахолин из-за недостаточно высокой коэффициенты детерминации отражает плохое соответствие математической модели к данным. Нажмите здесь, чтобы увеличить рисунок .

Рисунок 6
Рисунок 6. Разбиении дыхательных ответ в дыхательные пути и механиков легочной ткани. Экспериментальная след от наивных / J мышей иллюстрирующие одну (2,5 Гц) и широкополосные (1-20.5Hz) частота вынужденных колебаний измерений дыхательной механики в трех экземплярах на двух различных давлениях в конце выдоха (3 и 9 см Н 2 О). Нажмите здесь, чтобы увеличить рисунок

Рисунок 7
Рисунок 7. Кривой давление-объем в наивной A / J мышей при базовых условиях. Давление-объем кривые были построены с использованием ступенчатого давления управляемых возмущений (PVS-P), чтобы гарантировать, что каждая легких мышей были приведены к тем же давлением, независимо от их состояния. Салазар-Ноулз уравнение параметров, извлеченных из отдельных давление-объем кривые также усредняется и сообщается в виде таблицы. Результаты выражены как среднее ± стандартное отклонение (n = 6).

Discussion

Продолжение изучения дисфункции дыхательных путей, как он относится к астме и других заболеваний легких остается первостепенное значение для понимания основных механизмов развития заболевания и развитием лечения. Использование мышей с моделью болезни дыхательных путей были необходимы в получении понимание в этих механизмов болезни. При рассмотрении оценки дисфункции дыхательных путей у пациента, как маленький мышь, имеющих надежные и точные инструменты, позволяющие оценивать функцию легких является критическим. Кроме того, наличие инструментов способны обеспечить понимание о местоположении дыхательных путей дисфункции или терапевтический эффект трудно переоценить. Техника FOT сочетает в себе все эти атрибуты и предоставляет собой мощное, интегративных и поступательного подхода к оценке физиологических изменений.

Для того, чтобы добиться успеха с этим типом измерения у мышей, особое внимание должно быть уделено в нескольких шагах, а именно калибровки системы, сопротивление эндотрахеальной CAnnula, тип распылителя (а также его параметры операционной) позиционирование животных и стандартизации легких историю объема. Кроме того, важно, чтобы получить действительный наборов данных, которые дыхательной системы субъекта остается пассивным во время измерений. Это может быть достигнуто путем введения мышц парализующим агент, работающий на глубоком плоскости анестезии или гипервентиляции предмет, чтобы вызвать апноэ (см. таблицу 1). Следователи можете начать с освоения системы и ее программного обеспечения операционной, при желании, с испытательных нагрузок, приобретая необходимые навыки для измерений в мышей. Тогда было бы логично создать воспроизводимые результаты в наивных животных, прежде чем перейти к болезням моделей или мышами. Поскольку значительную долю моделей заболеваний дыхательных исследований включают подвергая животных вещества, такие как аллергены, токсины, загрязняющие вещества, сигаретный дым или газов, изменчивость результатов, полученных с ИЗМЕРЕНИЯT методике, описанной в этой статье, поэтому может быть под влиянием воздействия процедура, используемая. Стандартизация ключевых экспериментальных процессов (например, с помощью управляемого компьютером воздействия и измерительных систем 6, 13, 14) может оказать существенное влияние на снижение изменчивости.

Примеры, представленные в этой статье, представляют выбор типичных результатов от наивных и хлор-мышей, подвергавшихся воздействию эксперимента, указав на сильные стороны, а также ограничения этого метода. Как можно видеть, например, на рисунке 6, метод способен генерировать воспроизводимых результатов измерений функции легких. Хотя аналогичные значения сопротивления базового были зарегистрированы между линий мышей, различия в эластичности были, однако, наблюдается 15. Существенные изменения также следует ожидать между детской и взрослой мыши 16. Что касается других в естественных физиологических оценки, высокая точность результатов, таких, как яOSE порожденных FOT, поставляются с концессии для естественного состояния испытуемых. Этот принцип, который называется принципом неопределенности фенотипирование 1, применяются к настоящему Протоколу в том смысле, что измерения должны быть сделаны под наркозом, tracheotomised (интубация или устно) и искусственной вентиляции легких предметов. Другим ограничением технику наблюдается на рис 5D-5F, где данные не доступны на самых высоких концентраций хлора облученной группы, потому что подгонка модели постоянной фазы в данных бедных выше умеренного уровня бронхоспазма. Тем не менее, сильно bronchoconstricted животные могут быть оценены на основе анализа ЗРС непосредственно 15, или с помощью третьей стороны после анализа программного обеспечения, чтобы соответствовать более сложные математические модели, например, принимая во внимание неоднородность механической функции 17. Исключенных наборов данных также можно наблюдать, если дыхательные пути животного не являются достаточно Passive или, если сопротивление канюли слишком высока. Как правило, сопротивление канюли не должно превышать сопротивление животного в начале исследования. Работа с канюли больший внутренний диаметр и / или более короткой длине поможет уменьшить сопротивление канюли. Наконец, настоящее демонстрации FOT измерений у мышей может восприниматься как много времени и, следовательно, менее эффективные методологии или менее применимы к продольной исследования по сравнению с менее инвазивных методов. Однако Последние связаны с большой неопределенности в основе их результатов и рассматривается многими как недостатки 1. Повторные инвазивного измерения возможны в устной интубирован животных, хотя технически более сложные 17.

Из приведенных примеров, результаты показали эквивалентность двух поколений flexiVent системы на производство измерений дыхательной механики, а также дыхательных путей hyperreacности и повышенная чувствительность к ингаляционным метахолин после воздействия хлора на мышах. При использовании для характеристики или понять физиологические изменения или болезнь моделей, подробные аспект измерения, связанные с техникой может способствовать продлить текущему уровню знаний.

Disclosures

AR, LF, TFS являются сотрудниками Научно SCIREQ Респиратор TFS Инк также владеет акциями.
Свободный доступ к этой статье проводится при финансовой поддержке Научного SCIREQ Средства защиты органов дыхания, Inc

Acknowledgements

TKMcG поддерживает студенчество от Канадского торакального общества.

Авторов ВКЛАД

Все авторы приняли участие в концепции рукописи. Кроме того, TKMcG инициировала проект, собраны экспериментальные результаты, способствовали написания рукописи и ее критический обзор. AR собраны и проанализированы экспериментальные результаты, подготовленный рукописи и внесли вклад в его критическом обзоре. LF Полученные экспериментальные результаты и вклад в критический обзор рукописи. TFS и JGM вклад в критический обзор рукописи.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
REAGENTS
Acetyl-β-methylcholine chloride Sigma-Aldrich A-2251 Methacholine
Micro-Adson forceps, serrated 12 cm Fine Science Tools 11018-12
Moria MC31 forceps, serrated-curved Fine Science Tools 11370-31
Iris scissors-tough cut, straight 11.5 cm Fine Science Tools 14058-11
Spring scissors-2.5 mm blades, straight Fine Science Tools 15000-08
Non-sterile blunt needle (18g x ½") Brico Medical Supplies Inc. BN1805 Endotracheal cannula
Non-sterile 5-0 silk suture Seraflex IDI58000
Phosphate buffered solution Gibco 14190-144
15 ml conical tubes Starstedt SS-4001
1 ml TB syringes Becton Dickinson 309626
200 μl filter tips Biosphere 70.760.211
EQUIPMENT
flexiVent FX SCIREQ Inc. sales@scireq.com www.scireq.com
Aerogen Aeroneb nebulizer SCIREQ Inc. sales@scireq.com www.scireq.com

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bates, J. H. T., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J. Appl. Physiol. 94, 1297-1306 (2003).
  2. Bates, J. H. T. Lung mechanics. An inverse modeling approach. Cambridge University Press. New York. (2009).
  3. Hantos, Z., Daroczy, B., Suki, B., Nagy, S., Fredberg, J. J. Input impedance and peripheral inhomogeneity in dog lungs. J. Appl. Physiol. 72, 168-178 (1992).
  4. McGovern, T. K., et al. Dimethylthiourea protects against chlorine induced changes in airway function in a murine model of irritant induced asthma. Respir. Res. 11, 138 (2010).
  5. Hayes, R. D., Beach, J. R., Rutherford, D. M., Sim, M. R. Stability of methacholine chloride solutions under different storage conditions over a 9 month period. Eur. Respir. J. 11, 946-948 (1998).
  6. North, M. L., et al. Augmentation of arginase 1 expression by exposure to air pollution exacerbates the airways hyperresponsiveness in murine models of asthma. Respir. Res. 12, (2011).
  7. Siddiqui, S., et al. Site of allergic airway narrowing and the influence of exogenous surfactant in the brown norway rat. PloS ONE. 7, e29381 (2012).
  8. Cohen, J. C., Lundblad, L. K. A., Bates, J. H. T., Levitzky, M., Larson, J. E. The "Goldilocks Effect" in cystic fibrosis: identification of a lung phenotype in the cftr knockout and heterozygous mouse. BMC Genetics. 5, 21 (2004).
  9. Shalaby, K. H., Gold, L. G., Schuessler, T. F., Martin, J. G., Robichaud, A. Combined forced oscillation and forced expiration measurements in mice for the assessment of airway hyperresponsiveness. Respir Res. 11, 82 (2010).
  10. Thiesse, J., et al. Lung structure phenotype variation in inbred mouse strains revealed through in vivo micro-CT imaging. J. Appl. Physiol. 109, 1960-1968 (2010).
  11. Amatullah, H., et al. Comparative cardiopulmonary effects of size-fractionated airborne particulate matter. Inhalation Toxicology. 24, 161-171 (2012).
  12. Salazar, E., Knowles, J. H. An analysis of pressure-volume characteristics of the lungs. J. Appl. Physiol. 19, 97-104 (1963).
  13. Balakrishna, S., et al. Environmentally persistent free radicals induce airway hyperresponsiveness in neonatal rat lungs. Particle Fibre Tox. 8, 11 (2011).
  14. Fahmy, B., et al. In vitro and in vivo assessment of pulmonary risk associated with exposure to combustion generated fine particles. Environ. Toxicol. Pharmacol. 29, 173 (2010).
  15. Duguet, A., et al. Bronchial responsiveness among inbred mouse strains. Role of airway smooth-muscle shortening velocity. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 161, 839-848 (2000).
  16. Bozanich, E. M., et al. Developmental changes in airway and tissue mechanics in mice. J. Appl. Physiol. 99, 108-113 (2005).
  17. Schwartz, B. L., et al. Effects of central airway shunting on the mechanical impedance of the mouse lung. Ann. Biomed. Eng. 39, 497-507 (2011).
  18. De Vleeschauwer, S. I., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab Anim. 45, 81-89 (2011).
  19. Takubo, Y., et al. α1-Antitrypsin determines the pattern of emphysema and function in tobacco smoke-exposed mice. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 166, 1596-1603 (2002).
  20. Salerno, F. G., et al. Effect of PEEP on induced constriction is enhanced in decorin-deficient mice. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 293, L1111-L1117 (2007).
  21. Therien, A. G., et al. Adenovirus IL-13-induced airway disease in mice. Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. 39, 26-35 (2008).
  22. Bates, J. H. T., Cojocaru, A., Lundblad, L. K. A. Bronchodilatory effect of deep inspiration on the dynamics of bronchoconstriction in mice. J. Appl. Physiol. 103, 1696-1705 (2007).
  23. Wagers, S. S., et al. Intrinsic and antigen-induced airway hyperresponsiveness are the result of diverse physiological mechanisms. J. Appl. Physiol. 102, 221-230 (2007).
  24. Collins, R. A., Sly, P. D., Turner, D. J., Herbert, C., Kumar, R. K. Site of inflammation influences site of hyperresponsiveness in experimental asthma. Respir. Physiol. Neurobiol. 139, 51-61 (2003).
  25. Bishai, J. M., Mitzner, W. Effect of severe calorie restriction on the lung in two strains of mice. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 295, L356-L362 (2008).
  26. Song, W., et al. Postexposure administration of β2-agonist decreases chlorine-induced airway hyperreactivity in mice. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 45, 88-94 (2011).
  27. Hirota, J. A., Ellis, R., Inman, M. D. Regional differences in the pattern of airway remodeling following chronic allergen exposure in mice. Respir. Res. 7, 120 (2006).
  28. Llop-Guevara, A., et al. In vivo-to-in silico iterations to investigate aeroallergen-host interactions. PloS ONE. 3, e2426 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics