Оценка жизнеспособности человеческого жира инъекции голым мышам с Micro-компьютерной томографии

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Atashroo, D. A., Paik, K. J., Chung, M. T., McArdle, A., Senarath-Yapa, K., Zielins, E. R., Tevlin, R., Duldulao, C. R., Walmsley, G. G., Wearda, T., Marecic, O., Longaker, M. T., Wan, D. C. Assessment of Viability of Human Fat Injection into Nude Mice with Micro-Computed Tomography. J. Vis. Exp. (95), e52217, doi:10.3791/52217 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Lipotransfer является жизненно важным инструментом в арсенале хирурга для лечения дефицита мягких тканей по всему телу. Жир является идеальным ткани наполнитель мягкой, как он легко доступен, легко получить, недорогой, и, по существу биологически совместимым. 1 Однако, несмотря на растущий популярности, жир прививки препятствует непредсказуемых результатов и переменной выживаемость трансплантата, опубликованным отсева, начиная где-то от 10 -80%. 1-3

Для облегчения исследования по жира прививки, поэтому здесь мы разработали животную модель, которая позволяет в режиме реального времени анализа введенного жира задержка жидкости. Вкратце, небольшой надрез в коже головы компакт-1 голой мыши, и 200-400 мкл обработанной липоаспирата находится над черепа. Головы будет выбран в качестве места получателя из-за его отсутствия родной подкожного жира, и из-за превосходного фонового отличие представленной свода черепа, что способствуетПроцесс анализа. Micro-компьютерная томография (микро-КТ) используется для сканирования трансплантата в начале исследования и через каждые две недели. Изображения КТ реконструированы и ПО для обработки изображений используется для количественной оценки объемов трансплантата.

Традиционно, методики оценки жира объем трансплантата потребовало эвтаназии животных исследования, чтобы обеспечить только одну оценку массы трансплантата и объема на физическом измерении экс естественных условиях. Биохимические и гистологические сравнения были также потребовало изучения животное усыпить. Это описано метод визуализации имеет то преимущество, визуализации и количественного объективно объем в нескольких точках времени после первоначального прививки без того, чтобы жертвовать исследовании на животных. Методика ограничен размером трансплантата способный вводить в кожу большие трансплантаты риска и жира некроза. Этот метод находит применение для всех исследований, оценивающих жира жизнеспособности трансплантата и задержка жидкости. Он особенно хорошо подходит для providiнг визуальное представление жировых трансплантатов и после изменения объема с течением времени.

Protocol

ПРИМЕЧАНИЕ: Экспериментальные протоколы и пациентов формы согласия для получения жира были рассмотрены и утверждены Стэнфордского университета ведомственного комитета (Протокол № 2188). Все процедуры на животных были одобрены административной комиссии Стэнфорда, на лабораторных животных (APLAC) в соответствии с Протоколом # 9999. Все эксперименты проводились при строгом соблюдении безопасности животных и руководящих принципов гуманного обращения с.

1. Жир Сбор

  1. Используя процедуру Coleman 17-19, получить жировой ткани человека от живота, боковой и / или бедра регионах здоровых пациенток, проходящих выборные липосакции.
  2. Для обработки липоаспирата для прививки, начинают, позволяя жиру отстояться в течение 30 мин.
  3. Липоаспирата, как правило, оседает в три слоя, с маслом на вершине, жира в середине, и крови в нижней части. Аспирируйте и выбросить верхний слой масла и нижний слой крови.
  4. Для дальнейшего удаления остатков tumescENT жидкости или клеточный дебрис, центрифугировать жир в течение 5 мин при 350 х г и 4 ° С и аспирации нижнюю водную фазу.
  5. Рассчитать количество жира, необходимого для прививки, что позволяет 20% ошибки доставки и передачи нужного объема жира до 50 мл коническую (ов). Умножить 400 на число мышей в исследовании, чтобы получить мкл жира, необходимого для трансплантации.
  6. В этот момент, если выполнение сотовый Assisted Lipotransfer 20,21, место объем жира для прививки на льду. Затем собирают из жировой ткани стромальные клетки (ИСС) от остальной жир, используя стандартную технику, описанную Zuk и др 22.

2. Жир Прививка

  1. Получить женщина, гомозиготный CD-1 голых мышей для экспериментального исследования. Выберите мышей между 8 - 12 недель от роду.
  2. Для анестезии, переместить мышь в нокдаун коробке с 2,5% -ным раствором ИФ / кислорода в 2 л / мин в течение 10 мин. Пожалуйста, обратите внимание, что рекомендуемый ISOFlurane доза варьируется в зависимости от штамма мыши.
  3. Когда частота дыхания мыши замедлился, подтверждают достаточную седации с ног крайнем случае. Применить ветеринарной смазочного глазной мази в оба глаза мыши.
  4. Если мышь не дрогнул в ответ на носка крайнем случае, это подтверждает достаточную плоскость анестезии. Поместите нос мыши в головная доставки 2,5% смеси ИФ / кислорода на 1-2 л / мин. Если мышь убирается с головы крайнем случае, вернуться к бросовой поле и перепроверять после 5 мин.
  5. Настройка стерильное поле под мышкой, а затем стерилизовать кожу головы 2,5% повидон-йода с последующим 70% раствора этанола. Повторите еще два раза.
  6. Поместите хирургические простыни вместо мыши и быть осторожными, чтобы поддерживать стерильную поле. Стерильные инструменты, перчатки и СИЗ должны использоваться в любое время.
  7. Если жир громкости быть привиты ранее было помещено на льду, позволяют жир сначала настроить до комнатной температуры перед поставкой.
  8. Backload в Луера шприц 1 мл с 1 млжира.
  9. Подключение 14 г, 8 см в длину жира прививки канюлю к концу шприца.
  10. Председатель Система по не нажимая на поршень шприца до тех пор, между 200 и 400 мкл жира остается в шприце. В то время как нажатием на поршень шприца подтвердить, что канюля полностью заполнены жиром, наблюдая жир, выходящий из дистального канюли отверстие.
  11. Использование тонких щипцов, поднимите кожу спины в средней линии, покрывающий хвостовой-Мост аспект черепа. Сделать 1,5 мм, вырезанные в кожу с помощью тонких ножниц.
  12. Поместите одну 6-0 нейлона шов через середину разреза, что в дальнейшем будет использоваться, чтобы принести края раны вместе после прививки выполняется. Не привязывайте шва.
  13. Создать подкожный карман по черепу, вставив канюли через разрез кожи и попутные канюли взад и вперед в форме веера шаблона по черепу, чтобы освободить любые соединительные вложения ткани к коже вышележащих.
  14. После того, как карман был создан, поместите Cannula в средней линии мыши непосредственно над черепа до кончика лежит в ростральной-наиболее аспекту карман, который должен быть как раз за линией, проведенной между глазами. (1А)
  15. Медленно введите жир ретроградным способом, продвигая поршень, потянув канюли назад. Использование щипцов, привести края раны вместе и поднимите их вверх, чтобы любой жир от утечки из кармана.
  16. Свяжите шва, который ранее был помещен, убедившись, что первый узел лежит слегка на коже. Свяжите еще три квадратных узлов и сократить шов с 3 мм хвоста. (Фигура 1В)
  17. Подтвердите с визуализацией и ручной пальпации, что карман не переполнен и Кожа, закрывающая карман не напряжен. Если карман был переполнен, вырезать шва и удалите все отложения внутри кармана. Промыть карман с фосфатным буферным солевым раствором (PBS), рН 7,4 и повторно ввести меньший объем жира.
  18. Удалить мыши изnesthesia и место на спине или на боку в чистом клетке само по себе. Монитор животное для регулярного дыхания, нормальной движений, отсутствие кровотечения и признаков боли или страданий. Администрирование бупренорфин 0,1 мг / кг подкожно каждые 6 ч до 48 ч, если животное находится в боли.
  19. Убедитесь, что животное проснулось достаточно, чтобы поддерживать грудины лежачее положение, прежде чем покинуть его без присмотра. Не ставьте животное в клетке с другими животными, пока он полностью не восстановился.
  20. Через 4 часа, убедитесь, что животное способно, чтобы поесть и пить, двигаться, и дышать нормально и что нет кровотечения из места операции. Верните его в питомник.

3. Micro-CT

  1. Сканирование мыши для объема базовой линии послеоперационного дня 3, а затем повторите сканирование в послеоперационных недель 2, 4, 6 и 8.
  2. При визуализации мышей в каждой временной точке, следуйте до и после процедурных седации и уход за животными руководящие принципы, изложенные ранее в SТЭЦ 2.2-2.4 и 2.17-2.19.
  3. Выполните сканирование на микро-КТ сканера с размером реконструкция воксельном 100 мкм или лучше.
  4. С пиковой рентгеновского kilovoltage 80 кВп и анодного тока 450 мкА, управлять рационе дозу примерно 5 centiGy во время 9 мин Сканирование в каждой мыши. Пожалуйста, обратите внимание, эти показатели меняются в зависимости от протокола сканирования.
  5. До выполнения первого сканирования, калибровки микро-КТ с изображения фантома, который отличает между воздухом, водой и интенсивности кости.
  6. Поместите четыре мышей в сканер в вентральной позиции с двумя мышами на верхней части и два снизу. Сканирование кровать может быть легко построены с использованием 60 мл шприцы провести тело мыши и 10 мл шприцев в качестве головных частей. 23
  7. Поддерживать мышей под наркозом с 2,5% -ным раствором ИФ / кислорода на 1-2 л в минуту.
  8. Подтвердите разведчик изображения, весь череп мыши, от носа до первого шейного позвонка, и сверху черепа до основания SKULL, будет образ.

Анализ 4. Micro-CT

  1. Откройте реконструированные изображения с микро-КТ обработки изображений анализа, который позволяет создавать регионов интереса (ROI-х), выбрав вокселей с помощью пороговых значений для интенсивности пикселей. Программное обеспечение также позволяет создавать поверхности 3D через интерполяции выбранных вокселей, и для анализа объема.
  2. Для начала загрузки реконструированные КТ-изображений в двумерной (2D) корональной, осевые и сагиттальной видом. (2А)
  3. Использование аксиальный срез в качестве руководства, перейти к сагиттальной среза, который соответствует самой левой аспектом жира трансплантата. Выбор верхнего и нижнего порога интенсивности пикселей, который захватывает все вокселей, соответствующих жира трансплантата, но исключает окружающие ткани и кости. (Фиг.2В)
  4. Определить ROI в сагиттальной зрения, которая соответствует жировой трансплантата с использованием ранее определенных пороговых значений интенсивности пикселей. REPEAT эту процедуру каждый пятый сагиттальной кусочек, навигации, пока самая правая сторона трансплантата не будет достигнута. (Фиг.2С)
  5. Интерполировать выбранных вокселей из всех 2D ROI в единую, в сочетании 3D ROI. (Рис 2D)
  6. Рекордный объем ROI рассчитывается с помощью программного обеспечения.
  7. Рендер 3D изоповерхность визуализировать конечный объем жира трансплантата. (Рис 2E)
  8. В последующих анализах, не забудьте сохранить максимум интенсивности пикселей и минимальные пороговые значения так же, как те, которые используются для анализа исходной ситуации.

5. Жир урожая

  1. После мышей были отсканированы на неделю 8 24,25 момент времени, обезболить мышей, как описано ранее выше на этапах 2.2-2.4 и 2.17-2.19.
  2. Согласно основным принципам APLAC, усыпить мышей, отделяя их позвоночника столбцов.
  3. Поместите курсор в операционном поле. Использование Тенотомии ножницы, аккуратно откройте карман и анализировать тон вышележащих кожу и вложения соединительной ткани с содержанием жира трансплантата.
  4. В этот момент, это может помочь, чтобы вырезать патч кожи покрывающей спинной, чтобы помочь в извлечении трансплантата. (3А)
  5. Слегка поддержания тяги на трансплантата щипцами и поверните трансплантат из стороны в сторону, чтобы визуализировать последовательные точки напряженности, которые должны быть освобождены с ножницами.
  6. Пребывание как можно ближе к трансплантата, насколько это возможно, когда иссечения, чтобы свести к минимуму соединительной ткани, принятое с трансплантатом. (3В)
  7. После иссечения лоскута, измерить массу на тарированный масштабах, которые с точностью не менее 0,01 грамма.
  8. Рассчитать объем жировой трансплантат, используя измеренное значение массы и среднюю плотность человеческого жира (0,9 г / мл) в качестве коэффициента пересчета.
  9. Сравните расчетный объем жира трансплантата, полученному с помощью микро-КТ.
  10. Жировые трансплантаты могут быть обработаны для гистологического или дальнейшего анализа, если это необходимо.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Жировые трансплантаты постепенно уменьшается в объеме в течение исследования, в результате чего 62,2% средней выживаемости по неделям 8. (фиг.4А) 24 По завершении недели 8 сканирования, каждая жира трансплантата экстрагировали в виде единой детали. Wilcoxan тест суммы рангов был использован для сравнения разницу между измерениями объема жировых трансплантатов, полученных либо микро-КТ или рассчитанных физической массы. Никаких существенных различий не было найдено между этими двумя методами (двусторонняя р -Value = 0,9362). (4В)

С 5 centiGy на сканирование и пять сканирования временных точках, каждая мышь не получил не более чем в общей сложности 25 centiGy на протяжении всего исследования. В соответствии с этим, ни один из мышей не отображается никакого грубое доказательства кожных ожогов излучения.

Рисунок 1
Рисунок 1. () (В) голой мыши при заполненной жира прививки, с одной нейлоновой нити используется для приведения рану края вместе. Карман был заполнен, но не напряженной.

Фиг.2
Рисунок 2. () Восстановленные изображения сначала отображается осевой, корональной и сагиттальной видом. (B) Использование осевое качестве руководства, чтобы перейти к самой левой аспекте прививки на сагиттальной зрения. Установка порога интенсивности пикселей, так что все вокселей выбран в пределах порогового диапазона будет представлять жировой ткани, таким образом, позволяют для разграничения объема жира трансплантата. (С) ROI, определенных на сагиттальной зрения, начиная с крайнего левого аспекте трансплантата и продолжали когда-либоу пятый срез перемещения на другой конец трансплантата. (D) Все выбранные вокселы из 2D ROI-х изучен в одной 3D ROI. (E) трехмерную поверхность была создана при помощи кубических сплайн-интерполяции для визуализации общие объемы жира привитые ,

Рисунок 3
Рисунок 3. () Fat трансплантата до УВК с дорсальной участок кожи удаляется. (B) Fat трансплантата после УВК.

Рисунок 4
Рисунок 4. Анализ (А) Микро-КТ объемное показали, постепенную потерю жира объема трансплантата в течение восьми недель. (В) Окончательные объемы жира привитые, как измерено с помощью микро-КТ, близко соответствовали объемам, рассчитанных от массы жира эксплантированной трансплантатас. Средняя плотность человеческого жира (0,9 г / мл) использовали в качестве коэффициента пересчета.

Таблица 1
Таблица 1. Расчетное Micro-CT Объем против текущее измеренное раздел FAT 24

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

До этого момента большинство исследователей опирались на условиях без визуализации для количественной оценки долгосрочного выживания жировых трансплантатов, но эти методы требуют жертву исследования животного и дают только одно измерение. 3,10-12 Наше исследование представляет Усовершенствованный способ анализа, который позволяет объективно реального времени количественного жира выживаемость трансплантата в модели мыши.

Критические в этом процессе обеспечения того, чтобы в достаточной степени ослабленным иммунитетом мышей использовали для исследования, так как это предотвращает отторжение трансплантата, что может произойти, если используются мыши с неповрежденной иммунной системы. Сохранение жира целостность имеет решающее значение во время сбора урожая, обработки и размещения этапах трансплантации. В соответствии с традиционно принятыми стандартами, жир для пересадки должна быть получена путем всасывания липосакции (SAL). Во время размещения, жир должен быть введен с постоянной скоростью потока не быстрее, чем 0,5 мл / сек. 14 калибра канюли является предпочтительным для прививки Iна мышь, но большего диаметра канюли можно использовать без каких-либо вреда жира. Меньшие канюли и иглы, особенно тех, более узким, чем 16 Датчик-обескуражены во время размещения, поскольку они могут вызвать жир пробоя из-за увеличения напряжения сдвига. Хотя мы описываем наш предпочтительный метод для обработки выше, любую комбинацию из седиментации, центрифугировани и / или фильтрации могут быть использованы при условии, что нефть и крови слои достаточной отделяется от жира до прививки.

Жир прививки должна быть не менее 200 мкл в размере, чтобы минимизировать дисперсию в результатах из-за непоследовательной природе жира прививки. Большие трансплантаты до 400 мкл в размере могут быть использованы, но выше этого объема, нарушение питания сосудов и избыточное натяжение кожи может привести к жира и некроза кожи. В конечном счете, максимальный размер трансплантата жира будет определяться площади поверхности и объема кармана. Для увеличения громкости трансплантата, которые могут быть безопасно доставлен, РОcket может быть расширена за счет более широкого вскрытия. Тем не менее, это может поставить жирный за пределы верхней части черепа, которые сделают контраст между трансплантатом и окружающие ткани менее ясно. Следовательно, последующий выбор воксела станет труднее.

Если начальное разрез кожи достаточно мал, шовный может не потребоваться тех пор, пока жир остается содержали и не видел утечки из кармана. Если шов размещены, необходимо позаботиться, чтобы не связать первый узел слишком сильно, иначе может произойти пробой кожи. Без рассасывающиеся мононити шов, такие как нейлон является предпочтительным, так как он ограничивает воспалительную реакцию и менее вероятно, чтобы питать инфекцию. Реэпителизации разреза будет происходить в течение 24 с 48 ч после операции, и шва могут быть удалены в этот момент. Рассасывающиеся и плетеные нити не должны использоваться. Кожа всегда должны быть обработаны с наименьшим силы, необходимой, и хирург должен заботиться, чтобы не раздавить кожиудерживая до края раны.

В зависимости от программного обеспечения для анализа изображений следствия, точное соотношение между интенсивностью пикселей и плотности ткани может изменяться. Следователи должны выбрать пороги интенсивности пикселей, чтобы получить максимальный и минимальный диапазон, который наиболее точно отличает жира трансплантат из окружающей ткани. Те же максимальное и минимальное пороговые значения следует использовать во время весь объем анализов для обеспечения согласованности.

Есть несколько методов для выбора объема трансплантата раз интенсивности пикселей пороговые значения были установлены. Хотя мы находим картину с кистью в сагиттальной зрения лучших в наших руках, другие методы отбора воксел создать ROI может быть использован, например, рисунок с помощью инструмента сплайна или живописи в целях оси. Предпочтительно, если один человек выполняет весь объем анализа, как последовательно, как это возможно, чтобы уменьшить ошибку измерения.

Не-инвазивная природа этого метода и визуализации в реальном времени эволюции трансплантата имеют значительные преимущества по сравнению с традиционными методами. Тем не менее, этот метод ограничен в своей способности выявлять жизнеспособность и здоровье остатка трансплантатов. Кроме того, он не может показать относительное реваскуляризации трансплантатов. Хотя изменения во внешности и плотности трансплантата может намекнуть на жировой некроз, инфекции, образованию кист, или сжижения, это трудно сделать точные выводы из микро-КТ в одиночку.

Мы надеемся, что эта техника будет служить в качестве основы, на котором будущие исследования могут быть проведены, чтобы лучше понять причинные факторы в жировых выживания трансплантата и потери. Вариации на эту тему может пролить свет на роль, что стволовые клетки, факторы роста, цитокины, гены и маркеры клеточной поверхности, играть в конечном сохранения жира объема трансплантата. С этой улучшенной средство для проверки контрастные гипотезы, мы с нетерпением ждем лучшего понимания жира передачи, что Трансфосреднеквадратичная капризный методику лечения дефицита мягких тканей в более предсказуемый.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Это исследование было поддержано Фондом дуб, в Hagey лаборатории детской регенеративной медицины и Национального института здоровья, грантов NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683 и NIHU01HL099776 к MTLDCW была поддержана ACS Франклин Х. Мартин факультета исследовательский грант, в Hagey Лаборатория детской регенеративной медицины и Стэнфордский исследовательский университет Здоровье ребенка института факультета Scholar Award. Micro-CT был проведен в Стэнфордском Центре инноваций в России в естественных изображений.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
SAL lipoaspirate
Centrifuge Beckman Coulter, Inc., Pasadena, CA
50 ml conical tubes BD Biosciences, San Jose, CA
CD-1 nude mice (Crl:CD1-Foxn1nu) Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, MA
Isoflurane Henry Schein, Dublin, OH
2.5% Betadine Purdue Pharma, L.P., Stamford, CT
70% Ethanol solution  Gold Shield, Hayward, CA
1cc luer-lock syringe BD Biosciences, San Jose, CA
14 gauge cannula Shippert Medical, Centennial, CO
Forceps Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
Tenotomy scissors Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
6-0 nylon suture Ethicon, Blue Ash, OH
Phosphate buffered saline Gibco, Carlsbad, CA
micro-CT scanner  Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Phantom  TriFoil Imaging, Northridge, CA
Imaging analysis software IRW, Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Scale  Mettler-Toledo International, Inc., Columbus, OH

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gir, P., et al. Fat grafting: evidence-based review on autologous fat harvesting, processing, reinjection, and storage. Plast Reconstr Surg. 130, (1), 249-258 (2012).
  2. Kaufman, M. R., et al. Autologous fat transfer national consensus survey: trends in techniques for harvest, preparation, and application, and perception of short- and long-term results. Plast Reconstr Surg. 119, (1), 323-331 (2007).
  3. Smith, P., et al. Autologous human fat grafting: effect of harvesting and preparation techniques on adipocyte graft survival. Plast Reconstr Surg. 117, (6), 1836-1844 (2006).
  4. Eppley, B. L., Dadvand, B. Injectable soft-tissue fillers: clinical overview. Plast Reconstr Surg. 118, (4), 98e-106e (2006).
  5. Yarborough, J. M. The treatment of soft tissue defects with injectable collagen. Am J Med Sci. 290, (1), 28-31 (1985).
  6. Baumann, D. P., Butler, C. E. Soft tissue coverage in abdominal wall reconstruction. Surg Clin North Am. 93, (5), 1199-1209 (2013).
  7. Tukiainen, E. Chest wall reconstruction after oncological resections. Scand J Surg. 102, (1), 9-13 (2013).
  8. Zan, T., et al. Surgical treatment of facial soft-tissue deformities in postburn patients: a proposed classification based on a retrospective study. Plast Reconstr Surg. 132, (6), 1001e-1014e (2013).
  9. Bucky, L. P., Percec, I. The science of autologous fat grafting: views on current and future approaches to neoadipogenesis. Aesthet Surg J. 28, (3), 313-321 (2008).
  10. Lee, J. H., et al. The effect of pressure and shear on autologous fat grafting. Plast Reconstr Surg. 131, (5), 1125-1136 (2013).
  11. Kirkham, J. C., et al. The impact of liposuction cannula size on adipocyte viability. Ann Plast Surg. 69, (4), 479-481 (2012).
  12. Medina, M. A., et al. 3rd et al. Polymer therapy: a novel treatment to improve fat graft viability. Plast Reconstr Surg. 127, (6), 2270-2282 (2011).
  13. Horl, H. W., Feller, A. M., Biemer, E. Technique for liposuction fat reimplantation and long-term volume evaluation by magnetic resonance imaging. Ann Plast Surg. 26, (3), 248-258 (1991).
  14. Har-Shai, Y., Lindenbaum, E. S., Gamliel-Lazarovich, A., Beach, D., Hirshowitz, B. An integrated approach for increasing the survival of autologous fat grafts in the treatment of contour defects. Plast Reconstr Surg. 104, (4), 945-954 (1999).
  15. Fontdevila, J., et al. Assessing the long-term viability of facial fat grafts: an objective measure using computed tomography. Aesthet Surg J. 28, (4), 380-386 (2008).
  16. Meier, J. D., Glasgold, R. A., Glasgold, M. J. Autologous fat grafting: long-term evidence of its efficacy in midfacial rejuvenation. Arch Facial Plast Surg. 11, (1), 24-28 (2009).
  17. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28, (1), 111-119 (2001).
  18. Coleman, S. R. Structural fat grafting: more than a permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118, (3 Suppl), 108S-120S (2006).
  19. Pu, L. L., Coleman, S. R., Cui, X., Ferguson, R. E., Vasconez, H. C. Autologous fat grafts harvested and refined by the Coleman technique: a comparative study. Plast Reconstr Surg. 122, (3), 932-937 (2008).
  20. Matsumoto, D., et al. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection. Tissue Eng. 12, (12), 3375-3382 (2006).
  21. Yoshimura, K., Suga, H., Eto, H. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation. Regen Med. 4, (2), 265-273 (2009).
  22. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7, (2), 211-228 (2001).
  23. Habte, F., et al. Impact of a multiple mice holder on quantitation of high-throughput MicroPET imaging with and without Ct attenuation correction. Mol Imaging Biol. 15, (5), 569-575 (2013).
  24. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19, (3), 227-232 (2013).
  25. Thanik, V. D., et al. A murine model for studying diffusely injected human fat. Plast Reconstr Surg. 124, (1), 74-81 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics