Порядок Decellularization из печени крыс в перфузии устройство Качающийся давления

Bioengineering

Your institution must subscribe to JoVE's Bioengineering section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Hillebrandt, K., Polenz, D., Butter, A., Tang, P., Reutzel-Selke, A., Andreou, A., Napierala, H., Raschzok, N., Pratschke, J., Sauer, I. M., Struecker, B. Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device. J. Vis. Exp. (102), e53029, doi:10.3791/53029 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Decellularization и recellularization может позволить поколение функциональных, трансплантации органов в пробирке 1. Путем удаления клеток и антигенного материала (например., ДНК, альфа-гал эпитопы) из органа, не- или менее иммуногенной внеклеточного матрикса (ЕСМ) может быть получена. Эта матрица сохраняет трехмерное микроанатомии органа и может служить в качестве идеального биоматрицы для заселения с клетками другом, возможно, ксеногенной происхождения 2. Таким образом, decellularized крысы матрица печени может быть заселен клетками печени человека. Это гуманизированный микро-печени может служить экс естественных условиях модели для исследования на заболевания (например, врожденные., Метаболические заболевания, вирусные заболевания или злокачественные новообразования) или для доклинических испытаний фармацевтической 3.

Несколько различных протоколов для перфузии печени крыс decellularization уже были опубликованы 4-13. Во всех протоколов, decellularлизации была достигнута путем перфузии щелочных ионных или неионных детергентов через канюлированную воротную вену. Для нашим сведениям, мы были первой группой, чтобы сообщить крыс decellularization печени путем селективного перфузии через портальную вену и / или печеночной артерии крысы 14. Включение селективного перфузию различных сосудистых систем в печени может позволить лучшие результаты decellularization и, кроме того, могут играть важную роль в клеточном репопуляции.

В исследовании подробно здесь, печень перфузии в заказ фирменной перфузии устройства, что позволяет перфузии при колеблющихся условиях давления. Эти условия давления имитировать физиологическую дыхательных-зависимую перфузии печени: в месте, печени висит под связки диафрагмы, чьи движения при дыхании имеет прямое влияние на перфузии печени. Вдохновение, специально приводит к снижению диафрагмы и сжимая печени, оптимизациигепато-венозный отток, в то время истечения приводит к высоте в печени и снижение внутрибрюшного давления, чтобы оптимизировать портального венозного притока 15.

Наша цель в том, чтобы оценить, насколько условия колеблющиеся давления имеют влияние на однородность перфузии печени крыс decellularization имитируя условия внутрибрюшного бывших естественных условиях. Однородность процесса decellularization может быть недооценена фактором перфузии decellularization. Все известные вещества, используемые для decellularization печени вызывают изменения в ECM. Клетки плохо перфузированных районах по-прежнему в ECM, в то время как другие области уже полностью decellularized. Чтобы растворить остальные клетки, продолжительность перфузии или давление должно быть повышенным, в результате чего несколько изменений в хорошо увлажненную областей. Таким образом, моющие средства для decellularization должны быть распределены равномерно внутри органа.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Животные содержались в фонд экспериментальной медицины (МКЭ, Шарите, Берлин, Германия), и все экспериментальные протоколы были рассмотрены и утверждены Государственным управлением здравоохранения и местных дел (LAGeSo, Берлин, Германия;. Рег номер О 0365 / 11).

1. Печень урожая

  1. Предоперационная подготовка
    1. Используйте пробки пластину для фиксации. Положите медицинской драпировка на тарелку. Используя четыре иглы, исправить ингаляции маску на пробковой пластины для интраоперационной ингаляционного наркоза.
  2. Предварительной договоренности о портальной венозной канюли
    1. Подключите периферийное венозный катетер (G 20) в трехходовым краном. Венозный катетер следует обрезать под углом, длиной ок. 1,5 см.
    2. Де-воздух системы с помощью шприца 10 мл, заполненный раствором Рингера. Это очень важно тщательно де-воздух, потому что газ эмболии может негативно повлиять на перфузии decellularization.
  3. Предварительная договоренностьартериальной канюли
    1. Использование бабочки канюли и сократить иглу длиной 5 мм. Установите трубку 5 см (0,58 мм ID; ОД 0.96 мм) в 5 мм иглы и закрепите его суперклеем. Вставьте 2 см длиной трубки с (ID 0,28 мм; 0,61 мм ОД) в большей трубки и закрепите его суперклеем.
    2. Слип другую трубу над этой конструкции в качестве упора и закрепите его суперклеем. Де-воздух артериальной канюлей со шприцем 5 мл, заполненной раствором Рингера.
  4. Анестезия и Обезболивание
    1. Вызвать наркоза крыс в анестезии индукции камеры на 3,5% изофлуран в кислороде при расходе 1,5 л / мин.
    2. Для обеспечения безопасной обезболивание во время операции, инъекции метамизол (100 мг / кг массы тела) и низкой дозы кетамина / медетомидин (10 мг / 0,1 мг на кг массы тела) внутрибрюшинно.
    3. Поставка 1,5% изофлуран в 1 л / мин кислорода с помощью маски для ингаляции для последующего поддержания хирургической анестезии.
  5. Предоперационное Устройства <ол>
  6. Бритье живот либерально с электрическим сдвига машины. Смочите бритая разрез сайт в животе с 70% этанола для дезинфекции.
  7. Поместите животное в положении лежа на спине на подготовленную тарелку, вставить голову в ингаляционной маске и исправить конечностей с медицинской ленты и булавки. Удалите излишки этанола и мех с марлевой компресса.
  • Оценка Анестезия
    1. Оценить глубину анестезии, наблюдая частоту дыхания. Когда анестезия кажется достаточно глубоко (40-60 вдохов / мин), проверьте обезболивание достаточно, пытаясь спровоцировать палец щепотку рефлекс, используя хирургические щипцы ущипнуть кожу между пальцами обеих задних конечностей.
  • Брюшной подход
    1. Сделать средний разрез в хвостовой брюшной стенки над мочевым пузырем. Вырезать из этой точки с обеих боковых реберных дуг в V-образной форме. Позаботьтесь, чтобы не врезаться в мембрану. Потяните вырезать брюшной стенки на груди. Fix мечевидного с Оверхолт зажима, потяните его краниально и закрепить его резинкой. Используйте мокрую ватные тампоны, чтобы эвакуировать в кишечник. Оберните кишечник в мокрой марлевой повязкой. Кроме того, охватывают все брюшные поля с влажными бинтами.
  • Подготовка печени
    1. Проанализируйте серповидной связки. Используйте влажную марлевую повязку, чтобы держать медиальной и левой долей печени краниально под куполом диафрагмы. Expose гепатодуоденальной связки и верхнюю сальника доли печени.
    2. Используйте два microforceps и весенние ножницы, чтобы тщательно анализировать связки, прикрепленный к верхней сальниковой доли до доли не мобильная. Перемещение с помощью влажных доли ватные тампоны под марлевой компресс, держа медиальной и левой долей на месте.
    3. После мобилизации верхнего сальника доле печени, желудка двигаться влево. Закрепите живот с зажимом и рассекают незначительные сальник с microforceps и весенних ножницами.
    4. Мобилизовать нижнюю omentaл доля печени до тех пор, пока мобильная и впоследствии переместить обратно в мочку ее полости. Использование зажима Бакхаус сохранить в двенадцатиперстную кишку. Перемещение в двенадцатиперстную кишку, чтобы левая растянуть и выставить печеночно связки. Ограничить общий желчный проток в растянутой печеночно связки.
    5. Проанализируйте желчный проток из жировой ткани поджелудочной железы и. Вырезать желчного протока 1,5 см от желчных протоков бифуркации. Проанализируйте воротной вены из окружающей жировой ткани. Expose гастродуоденальной вену.
    6. Перевязывать гастродуоденальной вены в два раза с шелком 6-0 и разделить вену между 2 лигатур. Проанализируйте чревного ствола и общей печеночной артерии от окружающей ткани, пока все артериальной ветви не выявлено.
    7. Освободи гастродуоденальной артерии от окружающих тканей. Свяжите гастродуоденальной артерии в два раза с шелком 6-0, с связи удаленных друг от друга. Проанализируйте гастродуоденальной артерии между 2 лигатур.
    8. Освободи селезеночной артерииот окружающей ткани. Tie селезеночной артерии дважды шелка 6-0, с связи удаленных друг от друга. Проанализируйте селезеночной артерии между 2 лигатур.
    9. Освободить левую артерию желудка от окружающей ткани. Tie левой желудочной артерии дважды шелка 6-0, с связи удаленных друг от друга. Проанализируйте артерию между 2 лигатур.
    10. Ограничить в нижней полой вены между правой почки и правого бокового доле печени. Проанализируйте вены из забрюшинного пространства. Expose аорты, следуя чревного ствола.
    11. Проанализируйте забрюшинного жировой ткани. Вводите 1000 IE гепарин в 1 мл физиологического раствора в нижнюю полую вену. Уберите канюли и закрыть разрез с ватным тампоном. Подождите 1-2 минуты для системного эффекта гепарина.
    12. Ограничить аорты с щипцами. Проанализируйте аорты и обескровить крысу. Кроме того, рассекать нижнюю полую вену дистально из почек.
  • Воротной вены катетеризации (использование канюли подготовлен в разделе 1.2)
    1. Сделайте рыбы рот разрез в дистальной воротной вены. Откройте разрез с пинцетом и иглу в портальную вену. Промойте печень с 20 мл раствора Рингера, пока обесцвечивает печени и исправить канюли с лигатур (шелк 6-0).
  • Артериальная катетеризация (использование канюли подготовлен в разделе 1.3)
    1. Проанализируйте выше чревного ствола аорты. Освободи аорты сегмент из забрюшинного пространства. Вырезать аорты сегмент в продольном направлении генерировать аорты патч. Вставьте построенного собственными канюли в статическом держателя.
    2. Используйте пинцет, чтобы 2 скольжения аорты повязку на канюли. Перевязывать печеночной артерии с шелком 6-0 над канюли и зафиксировать пластырь на упора.
  • Печень Эксплантация
    1. Откройте диафрагму, сделать круговые разрез и рассекать печень от окружающих структур.
  • Хранение
    1. СтоRe печени в стерильной бака 500 мл, наполненной 350 мл раствора Рингера до использования.
  • 2. моющих растворов

    1. 10% Тритон Х-100 раствор
      1. Заполните 1000 мл флакон с 900 мл дистиллированной воды. и добавляют 100 мл Triton X-100 (99,9%). Используйте мешалку для растворения Triton X-100. Наполните бутылку с дистиллированной водой. до общего объема 1000 мл не будет достигнута.
    2. 1% Тритон Х-100
      1. Добавить 100 мл исходного раствора (10%) с бутылкой на 1000 мл. Добавить 900 мл дистиллированной воды. и встряхнуть бутылку в два раза. Фильтр 1% раствора Triton X-100 через стерильный фильтр.
    3. 10% SDS маточного раствора
      1. Заполните 1000 мл флакон с 900 мл дистиллированной воды. и добавить 66,99 г SDS (99,9%, плотность 0,67). Используйте мешалку для растворения SDS. Наполните бутылку с дистиллированной водой. до общего объема 1000 мл не будет достигнута.
    4. 1% ДСН
      1. Добавить 100 мл исходного раствора (10%) в 1000 мл роботаTLE. Добавить 900 мл дистиллированной воды. и встряхнуть бутылку в два раза. Фильтр 1% раствора SDS через стерильный фильтр.

    3. Decellularization

    1. Настройка перфузии устройство Фигура 1

    Рисунок 1:. Схема перфузии устройство для селективного артериальной и венозной перфузии Portal Четырех печени крыс при колебательных условиях давления (. Редактировался Struecker др 14)

    1. Ссылка на утечку в трехходовым краном и расширением Heidelberger регулирования уровня заполнения и заполнить реактор 500 мл 0,9% NaCl.
      Рисунок 2

    Рисунок 2:. Схема перфузии настройке Ссылка на перфузии камеры (1) (1400 см 3) к дальнему концу (4) пузырьковой ловушки (5) через воротной вены доступа (2) или с помощью артериального переменногопроцесса (3). Пузырь ловушку (5) должен быть оснащен обтурации (4) на дистальном конце и отверстием (6). Подключите пузырь ловушку (5) расширение Heidelberger (7). Ссылка на расширение Heidelberger к насосу сегменте (8). Кроме того, подключить насос сегмент (8) на другой добавочный Heidelberger (9). Вставьте последний Heidelberger расширение (9) в бутылку моющего раствора (10). Подключение респиратор (11) к перфузионной камеры (или к распределителю давления в случае нескольких перфузии). Для слива жидкости реакторных подключите отток в бутылке отходов (12).

    1. Вставьте насос сегмент в насос. Для включения насоса для заполнения цикл с PBS, закрыть дистальный конец пузыря ловушку и открыть вентиль. Когда нижняя часть пузыря надежно покрыты PBS (2-3 см), закрыть отверстие и открыть дистальный конец пузыря ловушку.
    2. Установка печени
      1. Ссылка трехходовой кран воротной вены канюлю соответствующего доступа реактора. Ски подключить артериальной канюлей к артериальной доступа. Будьте осторожны, чтобы убедиться, что воздух не поступает в системы.
    3. Применение колебательных Условия Давление
      1. Использовать респиратор с частотой 15 ударов в минуту и ​​амплитудой 26 мбар (мин. 4 мбар, макс. 30 мбар). Подключение респиратор с распределением давления в камере и подключить камеру в реактор. Запуск приложения давления.
    4. Decellularization протокол
      1. Выполнение шагов перфузии со скоростью потока 5 мл / мин. Начало decellularization с перфузии печени с 1% Тритон Х-100 в течение 90 мин. Разрешить отходов эффлюента через отток перфузионной устройства, чтобы уровень жидкости внутри постоянной перфузии камеры и выше перфузии печени. Через 90 мин изменить моющего средства 1% SDS.
        Рисунок 3
        Таблица 1
    <р> Рисунок 3: перфузии протокола для всех экспериментальных групп.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Representative Results

    Однородность и, таким образом, эффективность различных протоколов decellularization были оценены макроскопическим наблюдением, гистологического анализа и анализа остаточным содержанием ДНК в decellularized матриц печени. Кроме того, коррозия литье с целью визуализации нетронутыми микроанатомии из печени после decellularization.

    Макроскопии

    Во decellularization, печень становится Lucent, указывающий удаление клеточного содержимого. Печень перфузии через воротную вену показали неоднородную разъяснения (и таким образом decellularization), с макроскопически видимых остальных клеток во время и после decellularization (белые стрелки). Печень перфузии через печеночную артерию показал более гомогенный decellularization курс и без видимых оставшиеся клетки. Если печень перфузии с применением осциллирующих условиях давления, не остальные клетки не были видны, независимо от перфузии маршрута.

    Рисунок 4
    Рисунок 4: Результаты макроскопические печени крыс Decellularization без Маятниковый Условия давление. Слева: печени крыс decellularized через печеночную артерию. Печень появляется Lucent, без макроскопически видимых оставшихся клеток. Справа: Печень перфузии через портальную вену. Печень оказывается неоднородно decellularized, с макроскопически видимых ячеек

    Рисунок 5
    Рисунок 5: Результаты макроскопические крысы decellularization печени под колеблющимися условиях давления. Слева: печени крыс decellularized через печеночную артерию. Справа: Печень перфузии через портальную вену. Оба печень появляются Lucent, оставшихся без видимых ячеек.

    Гистологическая оценка

    Гистологическая оценка decellularized поддержки матриц печениред макроскопические данные. Печень перфузии через печеночную артерию, не обнаруживала клетки, независимо от того, были ли они перфузии под давлением осциллирующих условиях. Печень перфузии через воротную вену показали зоны остальных клеток, даже если они были перфузии с применением осциллирующих условиях давления. Тем не менее, применение колеблющихся условиях давления уменьшается оставшееся клеточной массы в печени перфузии через воротную вену. ЕСМ печени сохранялся, без видимых различий во всех прикладных протоколов.

    Рисунок 6

    Рисунок 6: Н / Е Окрашивание Decellularized печени матриц. АП: Decellularized матрица печени перфузии через печеночную артерию без колеблющихся условий давления. + Р: Decellularized матрицы печени перфузии через печеночную артерию под осциллирующих условиях давления. PA-Р: Decellularized матри печениIX перфузии через портальную вену без колеблющихся условий давления. PA + P: Decellularized матрица печени перфузии через портальную вену под колеблющимися условиях давления. Стрелки: Оставшееся сотовые кластеры.

    Содержание ДНК

    Содержание ДНК в пересчете на сухую массу матрицы печени снизились во всех экспериментальных группах по сравнению с носителями в печени, хотя различия были статистически значимыми только в группах перфузии под осциллирующих условиях давления (PV + Р; + Р). Наименьшее количество ДНК в сухом весе был найден в печени перфузии с помощью печеночной артерии в условиях колебательных давления.

    Рисунок 7

    Рисунок 7: Содержание ДНК на сухой вес печени Matrix (модифицированный из Struecker др. 14). Печень decellularized помощью шоу печеночной артерии менее оставаясь ДНК, чем те, Заливатьd через портальную вену сделать. Печень перфузии при колеблющихся условиях давления показать меньше оставшегося ДНК, чем те, decellularized без этих условиях делать. Таким образом, печень перфузии через печеночную артерию под осциллирующих условиях давления показывают наименьший оставшийс содержание ДНК.

    Коррозия литье

    Коррозия литье decellularized матриц печени подтвердили, что микроанатомия из печени (в том числе рамках белка в портальной венозной системы, артериальной системы и желчных системы) сохраняется в течение decellularization.

    Рисунок 8
    Рисунок 8: Фотография коррозии отливки Decellularized печени крыс Matrix (модифицированный из Struecker др.) 14. Несмотря удаления всех клеток, микроанатомия органа, в том числе воротной вены (синий) и артериальных (красный) систем, сохраняются. РЕМАоцен- ками основные ветви желчных системы литые желтым.

    Таблица 1
    Таблица 1: Экспериментальные группы для оценки влияния колебательных условиях давления и перфузии маршрут на печени крыс Decellularization.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Discussion

    Хотя представлены техника для уборки печени крысы и decellularization легко воспроизводимым, есть определенные критические шаги, чтобы рассмотреть:

    В ходе подготовки к заготовке печени, важно, чтобы избежать кровотечение, потому что он активирует свертывание крови и может привести к образованию тромба в печени. На наш взгляд, это выгодно надрезать брюшной аорты непосредственно перед тем катетеризации воротной вены, чтобы избежать притока крови через печеночную артерию при перфузии через систему воротной вены. Как только печень канюлю и четко перфузии, формирование сгустка крови больше не проблема.

    После сбора урожая печени и транспортировки перфузии устройства, подключение к печени перфузии устройства особенно важным шагом, потому что запись газовых пузырьков в перфузии круга следует избегать, чтобы предотвратить газовой эмболии. Это полезно предварительного заполнения трехходовой клапан, который яы подключен к канюли печени, с PBS, с помощью шприца и тонкой канюли непосредственно перед подключением клапан в системе перфузии.

    После перфузии установлено, все ли разъемы трубы, три-ходовые клапаны и трубы прекрасно связан должны быть повторно проверены. Если печень подвергают перфузии при более длительном (например., O / N), даже небольшая ошибка в связи может привести к воздуху сифонирования в системе перфузии, что приводит к смертельным исходом перфузии.

    Представленные данные ограничены тем, что оптимальное давление и частота осциллирующих изменения давления для лучших результатов decellularization остаются неясными. Кроме того, давление под контролем перфузии может привести к более и более стабильных результатов, чем поток управлением перфузии делает. Давление контролируемой перфузии позволяет применение одного протокола перфузии печени к различных размеров и весов, с той же результата, потому что поток будет автоматически бе адаптированы.

    Печеночной артерии и воротной вены значительно отличаются по размеру и физиологических расхода. Таким образом, постоянная скорость перфузии (5 мл / мин), безусловно, приводит к различным давлением перфузии в течение двух сосудистой системы. Аналогичным образом, постоянное давление перфузии приведет к различной скоростью перфузии. Один из способов, чтобы сравнить эффективность decellularization через два перфузии маршрутов будет выполнять перфузии при физиологических давлениях перфузии или скорости перфузии через обоих маршрутов. Однако, чтобы сделать результаты сопоставимы в данном исследовании, мы выбрали постоянную скорость перфузии для обоих маршрутов. К сожалению, с помощью нашего устройства, мы не смогли измерить давление перфузии в течение перфузии печени.

    Наши перфузии устройств следующего поколения будет меньше, чтобы свести к минимуму количество необходимого перфузионного сред. Кроме того, устройства позволит насос с регулируемым давлением перфузии.

    Чте Представленная методика представляется весьма полезным для воспроизводимого, однородной decellularization печени крыс. Будь Представленная методика подходит для recellularization и органов созревания в пробирке должен быть дополнительно рассмотрены. Будь условия колеблющиеся давления имеют влияние на заселен клеток будет предметом дальнейших экспериментов.

    Представленная методика является более сложным, чем в других устройствах перфузии печени крыс и показывает ряд очевидных преимуществ: 1) гомогенный decellularization воспроизводима, с хорошими результатами, когда условия осциллирующие давления применяются. 2) перфузии устройство герметизируют и позволяет стерильный decellularization, что является необходимым условием для матрицы заселения и долгосрочного перфузии. 3) представлены протокол короче других опубликованных протоколов, но по-прежнему очень эффективным. 4) Селективный перфузии воротной вены и печеночной артерии оказывает селективное репопуляция клеток с помощью различных систем можно,которые могут быть важным инструментом.

    Перфузии устройство будет применяться в дальнейших экспериментах decellularization уточнить и оптимизировать крыс decellularization печени. Влияние давления контролируемой перфузии будет экспериментально оценены и по сравнению с контролем потока перфузии. Добавление дополнительных элементов (например,., "Диализа", теплообменник, Оксигенатор) для Репопуляции, культуры и созревания экспериментов представляется возможным и разумным в дальнейшем развивать подарил устройства.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Self built arterial cannula
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/100 0.28 mm ID 0.61 mm OD
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/200 0.58 mm ID 0.96 mm OD
    Venodrop Safe butterfly catheter Fresenius Kabi 3275851 21 G
    portal vein cannula
    Periphereal Venous Catheter BD 393224 BD Venflon Pro 20G
    Three-way stopcock smiths medical 888-101RE
    surgery
    Cotton Sticks Hecht-Assistent 4302
    Cotton Pads  Shaoxing Zhengde Surgical dressing 13H118-03
    Gauze Bandage Hubei Haige  Medical Instruments 14388
     Ringer Solution Fresenius Kabi 13 HKP022 1000 ml
    10 ml Syringe Braun 4606108V 10 ml/ Luer Solo
    5 ml Syringe Braun 4606061V 5 ml /Luer Solo
    Suture (Silk 6/0) Resorba H1F LOT 105001.81
    medical drape Shaoxing Zhengde Surgical dressing D0613011
    surgical instruments
    needle holder Geuder 17570
    micro-forceps Inox-Electronic 91150-20
    micro-scissors Martin 11-740-11
    micro-forceps S&T  112314
    Clamp Aesculap BH111R
    scissors F S T  14501-14
    surgical forceps Aesculap BD 557
    Decellularisation
    Respirator Resmed 14.24.11.0004 SmartAIR ST
    Perfusion Device Charite, medical engineering laboratory custome-made device decellularisation device
    peristaltic pump ismatec reglo ICC IDEX ISM4408  4-channel
    heidelberger extension 75 cm  Fresenius Kabi 2873 75 cm
    MS/CA pump-segment IDEX IS 3510  MS/CA/click'n'go/POM-C
    CA 2-stopper tube Pharmed BPT NSF-51
    bubble trap  custome-made item
    Luer Lock hose connector Neolab No. 02-1887
    Detergents
    SDS pellets Carl Roth  CN30.4  2.5 kg
    Triton X-100 Carl Roth  3051.1  10 L
    PBS  Gibco 14190-094 DPBS
    staining
    Eosin 1% Morphisto 10177
    Mayer hematoxylin AppliChem A4840
    gomori staining Morphisto 11104
    AlcainBlue-PAS staining Morphisto 11388
    Direct Red 80  Sigma Aldrich 365548

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. Liver support strategies: cutting-edge technologies. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).
    2. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
    3. Wang, X., et al. Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors. J Biomed Mater Res A. (2013).
    4. Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med. 16, 814-820 (2010).
    5. Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6, 134-136 (2010).
    6. Bao, J., et al. Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats. Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).
    7. Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53, 604-617 (2011).
    8. Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand. J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).
    9. Soto-Gutierrez, A., et al. A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement. Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).
    10. De Kock, J., et al. Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool. Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).
    11. Park, K. M., Woo, H. M. Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats. Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).
    12. Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng. (2012).
    13. Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver Int. 33, 448-458 (2013).
    14. Struecker, B., et al. Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions. J Tissue Eng Regen Med. (2014).
    15. Struecker, B., et al. Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process. Tissue engineering. Part C, Methods. (2014).

    Comments

    0 Comments


      Post a Question / Comment / Request

      You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

      Usage Statistics