Procedimiento para Descelularización de rata hígados en un dispositivo de perfusión oscilante presión

Bioengineering

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Hillebrandt, K., Polenz, D., Butter, A., Tang, P., Reutzel-Selke, A., Andreou, A., Napierala, H., Raschzok, N., Pratschke, J., Sauer, I. M., Struecker, B. Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device. J. Vis. Exp. (102), e53029, doi:10.3791/53029 (2015).

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Abstract

Introduction

Descelularización y recelularización pueden permitir la generación de órganos funcionales, trasplantables in vitro 1. Mediante la eliminación de las células y material antigénico (por ejemplo., ADN, los epítopos alfa-gal) de un órgano, la matriz extracelular no o menos inmunogénico (ECM) se puede obtener. Esta matriz conserva la microanatomía tridimensional de un órgano y puede servir como la biomatriz ideal para repoblación con células de un origen diferente, posiblemente xenogénico 2. Por lo tanto, una matriz de hígado de rata descelularizado podría ser repoblado con células de hígado humano. Este micro-hígado humanizado podría servir como un modelo ex vivo para la investigación de enfermedades (por ejemplo., Enfermedades metabólicas congénitas, enfermedades virales o tumores malignos) o para las pruebas farmacéuticas preclínico 3.

Varios protocolos diferentes para perfusión descelularización hígado de rata ya se han publicado 4-13. En todos los protocolos, decellularzación se logró mediante la perfusión de detergentes iónicos o no iónicos alcalinas través de la vena portal canulado. A lo mejor de nuestro conocimiento, fuimos el primer grupo reportar rata descelularización hígado por perfusión selectiva a través de la vena porta y / o la rata arteria hepática 14. Activación de la perfusión selectiva de los diferentes sistemas vasculares en el hígado puede permitir mejores resultados descelularización y, además, pueden desempeñar un papel importante en la repoblación celular.

En el estudio se detalla aquí, los hígados se perfundieron en un dispositivo de perfusión de propiedad a medida, permitiendo la perfusión bajo condiciones de presión oscilantes. Estas condiciones de presión imitan la perfusión respiratoria dependiente fisiológica del hígado: in situ, el hígado cuelga bajo la cópula del diafragma, cuyo movimiento durante la respiración tiene un impacto directo en la perfusión del hígado. La inspiración conduce específicamente a la reducción del diafragma y apretando del hígado, optimizandoflujo de salida hepato-venosa, mientras que la expiración conduce a la elevación del hígado y disminución de la presión intraabdominal para optimizar flujo de entrada venosa portal-15.

Nuestro objetivo fue evaluar si oscilantes condiciones de presión tienen un impacto en la homogeneidad de la perfusión descelularización hígado de rata imitando condiciones intraabdominales ex vivo. La homogeneidad del proceso de descelularización puede ser un factor subestimado en descelularización perfusión. Todos los agentes conocidos utilizan para Descelularización hígado causan alteraciones en el ECM. Las células en áreas mal perfundidas permanecen dentro de la ECM, mientras que otras áreas están ya completamente descelularizado. Para disolver las células restantes, la duración de la perfusión o la presión deben ser elevados, causando más alteraciones a las áreas bien perfundidos. Por lo tanto, los detergentes para descelularización deben ser distribuidos de forma homogénea dentro del órgano.

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Protocol

Los animales se mantuvieron en el Centro de Medicina Experimental (FEM, Charité, Berlín, Alemania), y todos los protocolos experimentales fueron revisados ​​y aprobados por la Oficina Estatal de Sanidad y Locales (LAGeSo, Berlín, Alemania; Reg. No. O 0365 / 11).

Cosecha 1. Hígado

  1. Preparación prequirúrgica
    1. Utilice una placa de corcho para la fijación. Ponga un paño médica en el plato. Utilizando cuatro agujas, fijar una máscara de inhalación en la placa de corcho para la narcosis por inhalación intraoperatoria.
  2. Predisposición del Portal venosa cánula
    1. Conecte un catéter venoso periférico (G 20) a una llave de tres vías. El catéter venoso debe ser cortado oblicuamente, con una longitud de aprox. 1,5 cm.
    2. De-aire del sistema usando una jeringa de 10 ml llena con solución Ringer. Es muy importante cuidadosamente-air de embolia de gas porque puede afectar negativamente a la descelularización perfusión.
  3. Predisposiciónde la cánula arterial
    1. Utilice una cánula de mariposa y cortar la aguja a una longitud de 5 mm. Colocar un tubo de 5 cm (ID 0,58 mm; OD 0.96 mm) a la aguja 5 mm y fijarlo con pegamento. Inserte un tubo de 2 cm de largo (ID 0,28 mm; OD 0.61 mm) en el tubo más grande y fijarlo con pegamento.
    2. Slip otro tubo sobre esta construcción como tope y fijarlo con pegamento. De-aire de la cánula arterial con una jeringa de 5 ml llena con solución Ringer.
  4. Anestesia y Analgesia
    1. Inducir narcosis de la rata en la cámara de inducción de la anestesia por 3,5% de isoflurano en oxígeno a una velocidad de flujo de 1,5 L / min.
    2. Para asegurar la analgesia segura durante la operación, inyecte metamizol (100 mg de masa corporal / kg) y dosis bajas de ketamina / medetomidina (10 mg / 0,1 mg por kg de masa corporal) por vía intraperitoneal.
    3. Suministro de 1,5% de isoflurano en 1 L / min de oxígeno a través de la máscara de inhalación para su posterior mantenimiento de la anestesia quirúrgica.
  5. Arreglos preoperatorias <ol>
  6. Afeitarse el abdomen liberalmente con una máquina de corte eléctrico. Humedecer el sitio de la incisión en el abdomen afeitado con etanol al 70% para la desinfección.
  7. Colocar el animal en posición supina en el plato preparado, inserte la cabeza en la máscara de inhalación y fijar las extremidades con cinta y los pines médica. Retire el exceso de etanol y la piel con una compresa de gasa.
  • Evaluación Anestesia
    1. Evaluar la profundidad de anestesia viendo la frecuencia respiratoria. Cuando la anestesia parece bastante profunda (40 a 60 respiraciones / min), comprobar si la analgesia es suficiente por tratar de desencadenar el reflejo pizca dedo utilizando pinzas quirúrgicas para pellizcar la piel entre los dedos de ambas extremidades posteriores.
  • Enfoque abdominal
    1. Haga una incisión mediana en la pared abdominal caudal por encima de la vejiga. Cortar en este punto a los dos arcos costales laterales en forma en forma de V. Tenga cuidado de no cortar el diafragma. Tire de la pared abdominal cortar sobre el pecho. Fijar el xifoides con una pinza Overholt, tire de él craneal y fijarlo con una banda elástica. Use hisopos de algodón mojado para evacuar el intestino. Envuelva el intestino en un vendaje de gasa húmeda. Por otra parte, cubrir todos los márgenes abdominales con vendajes húmedos.
  • Preparación de hígado
    1. Diseccionar el ligamento falciforme. Use un vendaje de gasa húmeda para mantener los lóbulos hepáticos medial y craneal izquierda bajo la cúpula del diafragma. Exponer el ligamento hepatoduodenal y el lóbulo del hígado omental superior.
    2. Utilice dos microforceps y tijeras de primavera para diseccionar cuidadosamente el ligamento unido al lóbulo omental superior hasta el lóbulo es móvil. Mueva el lóbulo usando hisopos de algodón mojado bajo la compresa de gasa, la celebración de los lóbulos medial y dejados en su lugar.
    3. Después de la movilización del lóbulo hepático omental superior, mueva el estómago a la izquierda. Fijar el estómago con una pinza y diseccionar el epiplón menor con microforceps y las tijeras de primavera.
    4. Movilizar el omentos menorl lóbulo hepático hasta que es móvil y posteriormente mover el lóbulo de nuevo en su cavidad. Utilice una abrazadera Backhaus para retener el duodeno. Mueva el duodeno a la izquierda para estirar y exponer el ligamento hepatoduodenal. Circunscribir el conducto biliar común en el ligamento hepatoduodenal estirada.
    5. Diseccionar el conducto de la bilis desde el tejido adiposo y páncreas. Cortar el conducto biliar 1,5 cm de la bifurcación de la vía biliar. Diseccionar la vena portal desde el tejido adiposo circundante. Exponer la vena gastroduodenal.
    6. Ligar la vena gastroduodenal dos veces con seda 6-0 y dividir la vena entre las 2 ligaduras. Diseccionar el tronco celíaco y la arteria hepática común del tejido circundante hasta que toda ramas arteriales se revelan.
    7. Libera la arteria gastroduodenal del tejido circundante. Ate la arteria gastroduodenal dos veces con seda 6-0, con los lazos distantes unos de otros. Diseccionar la arteria gastroduodenal entre las 2 ligaduras.
    8. Libera la arteria esplénicadel tejido circundante. Ate la arteria esplénica dos veces con seda 6-0, con los lazos distantes unos de otros. Diseccionar la arteria esplénica entre las 2 ligaduras.
    9. Libera la arteria gástrica izquierda desde el tejido circundante. Ate la arteria gástrica izquierda dos veces con seda 6-0, con los lazos distantes unos de otros. Diseccionar la arteria entre las 2 ligaduras.
    10. Circunscribir la vena cava inferior entre el riñón derecho y el lóbulo del hígado lateral derecha. Diseccionar la vena desde el espacio retroperitoneal. Exponer la aorta siguiendo el tronco celíaco.
    11. Diseccionar el tejido adiposo retroperitoneal. Inyectar 1000 IE heparina en 1 ml de solución salina en la vena cava inferior. Retirar la cánula y cerrar la incisión con un algodón. Espere 1-2 min para el efecto sistémico de la heparina.
    12. Circunscribir la aorta con pinzas. Diseccionar la aorta y Exsanguinate la rata. Además, diseccionar la vena cava inferior distalmente desde el riñón.
  • Portal venosa Canulación (Use la cánula preparado en la sección 1.2)
    1. Haga una incisión peces aftosa en la vena porta distal. Abra la incisión con fórceps y canular la vena porta. Enjuague el hígado con 20 ml de solución de Ringer hasta que los decolora hígado y fijar la cánula con ligaduras (seda 6-0).
  • Arterial canulación (Use la cánula preparado en la sección 1.3)
    1. Diseccionar la aorta por encima del tronco celíaco. Libera el segmento de aorta desde el espacio retroperitoneal. Cortar el segmento de aorta longitudinalmente para generar un parche aórtico. Inserte la cánula de construcción propia en un soporte estático.
    2. Utilice 2 pinzas para deslizar el parche aórtico sobre la cánula. Ligar la arteria hepática con seda 6-0 sobre la cánula y fijar el parche en el pilar.
  • Explantación Hígado
    1. Abra el diafragma, hacer una incisión circular y diseccionar el hígado a partir de las estructuras circundantes.
  • Almacenamiento
    1. Store el hígado en un tanque de 500 ml estéril lleno de solución 350 ml de timbre hasta su uso.
  • 2. soluciones detergentes

    1. 10% de solución de Triton X-100 de stock
      1. Llene una botella de 1000 ml con 900 ml de agua destilada. y añadir 100 ml de Triton X-100 (99,9%). Utilice un agitador para disolver el Triton X-100. Llena la botella con agua destilada. hasta un volumen total de 1.000 ml se alcanza.
    2. 1% Triton X-100
      1. Añadir 100 ml de la solución madre (10%) a una botella de 1000 ml. Añadir 900 ml de agua destilada. y agitar la botella dos veces. Filtrar la solución 1% de Triton X-100 a través de un filtro estéril.
    3. 10% de SDS de la Solución
      1. Llene una botella de 1000 ml con 900 ml de agua destilada. y añadir 66,99 g de SDS (99,9%, la densidad de 0,67). Utilice un agitador para disolver el SDS. Llena la botella con agua destilada. hasta un volumen total de 1.000 ml se alcanza.
    4. 1% de SDS
      1. Añadir 100 ml de la solución madre (10%) a un bot 1000 mltle. Añadir 900 ml de agua destilada. y agitar la botella dos veces. Se filtra la solución de SDS al 1% a través de un filtro estéril.

    3. Descelularización

    1. Puesta en marcha del dispositivo de perfusión Figura 1

    Figura 1:. Esquema del dispositivo de perfusión para Selectivo arterial y venoso portal perfusión de cuatro hígados de rata bajo oscilantes Condiciones Presión (. Modificado de Struecker et al 14)

    1. Enlace el drenaje a una llave de paso de tres vías y una extensión Heidelberger para regular el nivel de llenado y llenar el reactor con 500 ml de NaCl 0,9%.
      Figura 2

    Figura 2:. Esquema de la perfusión set-up link la cámara de perfusión (1,400 cm 3) (1) al extremo distal (4) de la trampa de burbujas (5) a través del acceso venoso portal (2) o a través de la ac arterialproceso (3). La trampa de burbujas (5) debe estar equipado con una obturación (4) en el extremo distal y un orificio de ventilación (6). Conectar la trampa de burbujas (5) a una extensión de Heidelberger (7). Enlazar la extensión Heidelberger al segmento de bomba (8). Además, conectar el segmento de bomba (8) a otra extensión Heidelberger (9). Inserte la última extensión Heidelberger (9) en la botella de solución de detergente (10). Conectar el respirador (11) a la cámara de perfusión (o al distribuidor de presión en el caso de múltiples perfusiones). Para drenar los fluidos del reactor, conecte la salida de la botella de residuos (12).

    1. Introduce el segmento de la bomba en la bomba. Arrancar la bomba para llenar el ciclo con PBS, cerrar el extremo distal de la trampa de burbujas y abrir el respiradero. Cuando la parte inferior de la burbuja está cubierto de forma segura con PBS (2-3 cm), cerrar el respiradero y abrir el extremo distal de la trampa de burbujas.
    2. Instalación de hígado
      1. Enlazar la llave de tres vías de la cánula de la vena portal para el acceso reactor relacionada. Connect la cánula arterial para el acceso arterial. Tenga cuidado para asegurar que el aire no entra en los sistemas.
    3. Aplicación de oscilantes Condiciones Presión
      1. Use un respirador con una frecuencia de 15 lpm y una amplitud de 26 mbar (min. 4 mbar, máx. 30 mbar). Conectar el respirador a la cámara de distribución de la presión y conectar la cámara al reactor. Iniciar la aplicación de presión.
    4. Protocolo Descelularización
      1. Realice los pasos de perfusión con un caudal de 5 ml / min. Iniciar la descelularización con la perfusión del hígado con 1% de Triton X-100 durante 90 min. Permitir emanación de residuos a través de la salida del dispositivo de perfusión para mantener el nivel de fluido dentro de la cámara de perfusión constante y por encima del hígado perfundido. Después de 90 min, cambiar el detergente a 1% de SDS.
        Figura 3
        Mesa 1
    <p> Figura 3: Protocolo de perfusión para todos los grupos experimentales.

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    Representative Results

    La homogeneidad y por lo tanto la efectividad de diferentes protocolos de descelularización se evaluaron por observación macroscópica, el análisis histológico, y el análisis del contenido de ADN restante dentro de matrices de hígado descelularizados. Además, se realizó la colada de corrosión para visualizar la microanatomía de los hígados intactos después de descelularización.

    Macroscopía

    Durante descelularización, hígados convierten lucent, lo que indica la eliminación del contenido celular. Los hígados perfundidos a través de la vena portal mostraron elucidación no homogénea (y por lo tanto descelularización), con células restantes macroscópicamente visibles durante y después de descelularización (flechas blancas). Los hígados perfundidos a través de la arteria hepática mostraron un curso descelularización más homogéneo y no hay células que quedan visibles. Si los hígados se perfundieron con la aplicación de condiciones de presión oscilantes, no hay células restantes eran visibles, independientemente de la ruta de perfusión.

    Figura 4
    Figura 4: Resultados macroscópicos de hígado de rata Descelularización sin oscilante Condiciones Presión. Izquierda: hígado de rata descelulariza a través de la arteria hepática. El hígado aparece lucent, sin células restantes macroscópicamente visibles. Derecha: hígado perfundido a través de la vena porta. El hígado aparece de forma no homogénea descelularizados, con células macroscópicamente visibles

    Figura 5
    Figura 5: resultados macroscópicos de rata descelularización hígado bajo condiciones de presión oscilantes. Izquierda: hígado de rata descelulariza a través de la arteria hepática. Derecha: hígado perfundido a través de la vena porta. Ambos hígados aparecen lucent, sin células restantes visibles.

    Evaluación histológica

    La evaluación histológica de descelulariza apoyo matrices hígadoed los hallazgos macroscópicos. Los hígados perfundidos a través de la arteria hepática no mostraron células restantes, con independencia de que se perfundieron bajo condiciones de presión oscilantes. Los hígados perfundidos a través de la vena portal mostraron zonas de células restantes, incluso si fueron perfundidos con la aplicación de condiciones de presión oscilantes. Sin embargo, la aplicación de condiciones de presión oscilantes reduce la masa celular restante en los hígados perfundidos a través de la vena portal. El ECM de los hígados se conservó, sin diferencias visibles en todos los protocolos aplicados.

    Figura 6

    Figura 6: H / E tinción de descelularizado Matrices hígado. AP: matriz de hígado Descelularizado perfundidos a través de la arteria hepática y sin oscilante condiciones de presión. A + P: matriz de hígado descelularizado perfundido a través de la arteria hepática en condiciones de presión oscilantes. PA-P: descelularizado matr hígadoix perfundido a través de la vena portal sin condiciones de presión oscilante. PA + P: matriz de hígado perfundido Descelularizado través de la vena portal bajo condiciones de presión oscilantes. Flechas: restante grupos de células.

    Contenido de ADN

    El contenido de ADN por peso seco de la matriz del hígado disminuyó en todos los grupos experimentales en comparación con el que en los hígados nativos, aunque las diferencias sólo fueron estadísticamente significativa en los grupos perfundidos en condiciones oscilantes de presión (PV + P; A + P). La cantidad más baja de ADN por peso seco se encontró en los hígados perfundidos a través de la arteria hepática bajo condiciones de presión oscilantes.

    Figura 7

    Figura 7: Contenido de ADN por Peso seco de la matriz de hígado (modificado de Struecker et al 14.). Los hígados descelularizado a través del programa de la arteria hepática menos ADN restante que los perfused a través de la vena porta hacer. Los hígados perfundidos bajo condiciones de presión oscilantes muestran ADN menos restante de los descelulariza sin estas condiciones hacen. Por lo tanto, los hígados perfundidos a través de la arteria hepática en condiciones de presión oscilantes muestran el contenido de ADN menos restante.

    Fundición de Corrosión

    Fundición a la corrosión de matrices de hígado descelularizados confirmó que la microanatomía de los hígados (incluyendo el marco de proteína del sistema venoso portal, el sistema arterial y el sistema biliar) se conserva durante descelularización.

    Figura 8
    Figura 8: Fotografía de un casting a la corrosión de un Descelularizado Rata Matrix Hígado (modificado de Struecker et al 14.). A pesar de la eliminación de todas las células, la microanatomía del órgano, incluyendo la vena porta (azul) y arteriales sistemas (rojo), se conservan. La remaINING principales ramas del sistema biliar están fundidas en amarillo.

    Mesa 1
    Tabla 1: Grupos experimentales para evaluar el efecto de oscilantes condiciones de presión y la Ruta de perfusión en hígado de rata Descelularización.

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    Discussion

    Aunque la técnica presentada para la cosecha de hígado de rata y descelularización es fácilmente reproducible, hay ciertos pasos críticos a considerar:

    Durante la preparación para la cosecha del hígado, es importante para evitar el sangrado grave porque va a activar la coagulación de la sangre y puede conducir a la formación de coágulos de sangre dentro del hígado. En nuestra opinión, es ventajoso incisión en la aorta abdominal directamente antes de la canulación de la vena porta para evitar la afluencia de sangre a través de la arteria hepática durante la perfusión a través de la vena portal. Una vez que el hígado se canula y claramente perfundido, la formación de coágulos de sangre ya no es un problema.

    Después de la cosecha hígado y el transporte al dispositivo de perfusión, la conexión de los hígados al dispositivo de perfusión es un paso particularmente crítico porque la entrada de burbujas de gas en el círculo de perfusión debe evitarse para prevenir la embolia de gas. Es útil para llenar previamente la válvula de tres vías, que is conectado a la cánula de hígado, con PBS utilizando una jeringa y una cánula delgada directamente antes de conectar la válvula para el sistema de perfusión.

    Una vez establecida la perfusión, si todos los conectores de tubos, válvulas de tres vías y tubos están perfectamente conectados debe volver a comprobar. Si hígados se perfundieron durante más tiempo (por ejemplo., O / N), incluso un pequeño error en la conexión puede conducir al aire sifón en el sistema de perfusión, lo que conduce a los resultados de perfusión fatales.

    Los datos presentados están limitados por el hecho de que la presión óptima y la frecuencia de los cambios de presión oscilantes para los mejores resultados descelularización siguen sin estar claros. Por otra parte, la perfusión controlada por presión puede conducir a resultados mejores y más estables que la perfusión de flujo controlado hace. Presión de perfusión controlada permite la aplicación de un protocolo de perfusión de hígados de diferentes tamaños y pesos, con el mismo resultado, ya que el flujo automáticamente be adaptado.

    La arteria hepática y la vena portal son significativamente diferentes en términos de tamaño y las velocidades de flujo fisiológicas. Por lo tanto, una tasa de perfusión constante (5 ml / min) sin duda dará lugar a diferentes presiones de perfusión dentro de los dos sistemas vasculares. Del mismo modo, una presión de perfusión constante dará como resultado diferentes tasas de perfusión. Un método para comparar la eficacia descelularización a través de las dos rutas de perfusión sería realizar la perfusión a presiones de perfusión fisiológicos o las tasas de perfusión a través de ambas rutas. Sin embargo, para que los resultados comparables en el presente estudio, se optó por una tasa de perfusión constante para ambas rutas. Desafortunadamente, el uso de nuestro dispositivo, no fuimos capaces de medir la presión de perfusión dentro de hígados perfundidos.

    Nuestros dispositivos de perfusión de la próxima generación serán más pequeñas para reducir al mínimo la cantidad de medios de perfusión necesario. Además, los dispositivos de bombeo permitirán perfusión controlada por presión.

    The presentado técnica parece muy útil para reproducible, homogénea descelularización hígado de rata. Ya sea la técnica presentada es apropiada para recelularización y maduración de órganos in vitro tiene que ser abordado más. Ya sea que oscilan condiciones de presión tienen un impacto en las células repoblados será un tema de más experimentos.

    La técnica presentada es más sofisticado que otros dispositivos de perfusión de hígado de rata y muestra varias ventajas claras: 1) La descelularización homogénea es reproducible, con buenos resultados cuando se aplican condiciones de presión oscilantes. 2) El dispositivo de perfusión se sella y se permite descelularización estéril, que es un requisito previo para la repoblación de la matriz y la perfusión a largo plazo. 3) El protocolo presentado es más corto que otros protocolos publicados pero todavía es muy eficaz. 4) la perfusión selectiva de la vena porta y la arteria hepática hace repoblación celular selectiva a través de diferentes sistemas posible,que puede ser una herramienta importante.

    El dispositivo de perfusión se aplicará en otros experimentos Descelularización para refinar y optimizar rata descelularización hígado. El efecto de la perfusión controlada por presión se evaluó experimentalmente y se compara con la perfusión de flujo controlado. La adición de otros elementos (por ejemplo., Una "unidad de diálisis", un intercambiador de calor, un oxigenador) para la repoblación, la cultura y la maduración experimentos parece posible y razonable para desarrollar aún más el dispositivo presentado.

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    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Self built arterial cannula
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/100 0.28 mm ID 0.61 mm OD
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/200 0.58 mm ID 0.96 mm OD
    Venodrop Safe butterfly catheter Fresenius Kabi 3275851 21 G
    portal vein cannula
    Periphereal Venous Catheter BD 393224 BD Venflon Pro 20G
    Three-way stopcock smiths medical 888-101RE
    surgery
    Cotton Sticks Hecht-Assistent 4302
    Cotton Pads  Shaoxing Zhengde Surgical dressing 13H118-03
    Gauze Bandage Hubei Haige  Medical Instruments 14388
     Ringer Solution Fresenius Kabi 13 HKP022 1000 ml
    10 ml Syringe Braun 4606108V 10 ml/ Luer Solo
    5 ml Syringe Braun 4606061V 5 ml /Luer Solo
    Suture (Silk 6/0) Resorba H1F LOT 105001.81
    medical drape Shaoxing Zhengde Surgical dressing D0613011
    surgical instruments
    needle holder Geuder 17570
    micro-forceps Inox-Electronic 91150-20
    micro-scissors Martin 11-740-11
    micro-forceps S&T  112314
    Clamp Aesculap BH111R
    scissors F S T  14501-14
    surgical forceps Aesculap BD 557
    Decellularisation
    Respirator Resmed 14.24.11.0004 SmartAIR ST
    Perfusion Device Charite, medical engineering laboratory custome-made device decellularisation device
    peristaltic pump ismatec reglo ICC IDEX ISM4408  4-channel
    heidelberger extension 75 cm  Fresenius Kabi 2873 75 cm
    MS/CA pump-segment IDEX IS 3510  MS/CA/click'n'go/POM-C
    CA 2-stopper tube Pharmed BPT NSF-51
    bubble trap  custome-made item
    Luer Lock hose connector Neolab No. 02-1887
    Detergents
    SDS pellets Carl Roth  CN30.4  2.5 kg
    Triton X-100 Carl Roth  3051.1  10 L
    PBS  Gibco 14190-094 DPBS
    staining
    Eosin 1% Morphisto 10177
    Mayer hematoxylin AppliChem A4840
    gomori staining Morphisto 11104
    AlcainBlue-PAS staining Morphisto 11388
    Direct Red 80  Sigma Aldrich 365548

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

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