Procedura per Decellularization di Rat Livers in un dispositivo di perfusione oscillante pressione

Bioengineering

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Hillebrandt, K., Polenz, D., Butter, A., Tang, P., Reutzel-Selke, A., Andreou, A., Napierala, H., Raschzok, N., Pratschke, J., Sauer, I. M., Struecker, B. Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device. J. Vis. Exp. (102), e53029, doi:10.3791/53029 (2015).

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Abstract

Introduction

Decellularization e Recellularization possono consentire la generazione di funzionali, organi trapiantabili in vitro 1. By cellule rimozione e materiale antigenico (es., DNA, epitopi alfa-Gal) da un organo, la matrice extracellulare mancato o meno immunogenico (ECM) può essere ottenuto. Questa matrice conserva microanatomia tridimensionale di un organo e può servire come biomatrice ideale per ripopolamento con cellule di un differente, origine eventualmente xenogenico 2. Così, un ratto di matrice fegato decellularized potrebbe essere ripopolata con le cellule di fegato umano. Questo umanizzato micro-fegato potrebbe servire come modello ex vivo per la ricerca sulle malattie (ad es., Le malattie metaboliche congenite, malattie virali o tumori maligni) o per test farmaceutici preclinici 3.

Diversi protocolli diversi per fegato di ratto perfusione decellularization sono già stati pubblicati 4-13. In tutti i protocolli, decellularzione è stato ottenuto mediante perfusione di detergenti ionici o non ionici alcaline tramite la vena porta cannulata. Per quanto a nostra conoscenza, siamo stati il primo gruppo a riferire di ratto decellularization fegato perfusione selettiva attraverso la vena porta e / o il ratto arteria epatica 14. Attivazione della perfusione selettiva dei diversi sistemi vascolari nel fegato può consentire migliori risultati Decellularization e, inoltre, può giocare un ruolo importante nel ripopolamento cellulare.

Nello studio qui descritto, fegati sono stati perfusi in un dispositivo di perfusione di proprietà su misura, consentendo di perfusione in condizioni di pressione oscillanti. Queste condizioni di pressione imitano la perfusione respiratorie dipendente fisiologica del fegato: in situ, fegato pende sotto la copula del diaframma, il cui movimento durante la respirazione ha un impatto diretto sulla perfusione del fegato. Inspiration conduce specificamente abbassamento del diaframma e spremitura del fegato, ottimizzandoepato-deflusso venoso, che conduce alla scadenza elevazione del fegato e abbassamento della pressione intraddominale ottimizzare afflusso portale-venosa 15.

Il nostro obiettivo era quello di valutare se le condizioni di pressione oscillanti hanno un impatto sulla omogeneità del fegato di ratto perfusione decellularization imitando condizioni intraabdominal ex vivo. L'omogeneità del processo decellularization può essere un fattore sottovalutato perfusione decellularization. Tutti gli agenti noti utilizzati per decellularization fegato causa alterazioni della ECM. Le cellule in zone poco irrorate rimangono all'interno della ECM, mentre altre zone sono già completamente decellularized. Per sciogliere le cellule rimanenti, la durata di perfusione o pressione devono essere elevate, causando più alterazioni alle aree ben irrorate-. Così, detergenti per decellularization devono essere distribuiti in modo omogeneo all'interno dell'organo.

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Protocol

Gli animali sono stati tenuti presso l'impianto di Medicina Sperimentale (FEM, Charité, Berlino, Germania), e tutti i protocolli sperimentali sono stati esaminati e approvati dall'Ufficio di Stato per gli Affari Salute e locali (LAGeSo, Berlino, Germania; Reg. No. O 0365 / 11).

1. Fegato raccolta

  1. Preparazione pre-chirurgica
    1. Utilizzare una piastra di sughero per il fissaggio. Mettere un drappo medico sul piatto. Utilizzando quattro aghi, fissare una maschera di inalazione sulla piastra di sughero per intraoperatoria inalazione narcosi.
  2. Predisposizione del Portale venoso cannula
    1. Collegare un catetere venoso periferico (G 20) ad un rubinetto a tre vie. Il catetere venoso deve essere tagliato obliquamente, con una lunghezza di circa. 1,5 centimetri.
    2. De-air sistema utilizzando una siringa da 10 ml contenente una soluzione Ringer. E 'molto importante per cura de-aria, perché embolia gassosa può influenzare negativamente il decellularization perfusione.
  3. Predisposizionedella cannula arteriosa
    1. Usare una cannula farfalla e tagliare l'ago ad una lunghezza di 5 mm. Montare un tubo di 5 centimetri (ID 0,58 millimetri; diametro 0,96 millimetri) per l'ago 5 mm e fissarlo con colla. Inserire una provetta 2 cm di lunghezza (ID 0,28 millimetri; diametro 0,61 millimetri) nel tubo più grande e fissarlo con colla.
    2. Infilare un altro tubo su questa costruzione da riscontro e fissarlo con colla. De-air cannula arteriosa con una siringa da 5 ml riempito con soluzione di Ringer.
  4. Anestesia e Analgesia
    1. Indurre narcosi del topo nella camera di induzione di anestesia del 3,5% isoflurano in ossigeno ad un flusso di 1,5 l / min.
    2. Per garantire l'analgesia sicuro durante il funzionamento, iniettare metamizol (100 mg / kg di peso corporeo) e basse dosi di ketamina / medetomidina (10 mg / 0,1 mg per kg di massa corporea) per via intraperitoneale.
    3. Fornire 1,5% isoflurano in 1 L / min di ossigeno attraverso la maschera di inalazione per il successivo mantenimento dell'anestesia chirurgica.
  5. Accordi preoperatori <ol>
  6. Radere l'addome liberamente con una macchina di taglio elettrica. Inumidire il sito di incisione rasata sull'addome con il 70% di etanolo per la disinfezione.
  7. Posto l'animale in posizione supina sul piatto preparato, inserire la testa nella maschera di inalazione e fissare le arti con nastro medico e perni. Rimuovere l'eccesso di etanolo e pelliccia con un impacco di garza.
  • Anestesia Assessment
    1. Valutare la profondità dell'anestesia guardando la frequenza respiratoria. Quando l'anestesia sembra abbastanza profondo (40-60 respiri / min), controllare che l'analgesia sia sufficiente cercando di attivare il riflesso pizzico punta con pinze chirurgiche per pizzicare la pelle tra le dita di entrambi gli arti posteriori.
  • Approccio addominale
    1. Effettuare una incisione mediana nella parete addominale caudale sopra la vescica. Tagliare da questo punto in entrambe le arcate costali laterali in modo a forma di V. Fate attenzione a non tagliare nel diaframma. Tirare la parete addominale tagliata sul petto. Fissare il xifoideo con un morsetto Overholt, tirarlo craniale e fissarlo con un elastico. Usare tamponi di cotone umido per evacuare l'intestino. Avvolgere l'intestino in una benda di garza umida. Inoltre, coprire tutti i margini addominale, con un bendaggio umido.
  • Fegato Preparazione
    1. Sezionare il legamento falciforme. Utilizzare una benda di garza bagnata per contenere i lobi del fegato mediali e sinistra craniale sotto la cupola del diaframma. Esporre il legamento epatoduodenale e il lobo epatico omentale superiore.
    2. Utilizzare due microforceps e forbici primavera di sezionare con cura il legamento attaccato al lobo omentale superiore fino al lobo è mobile. Spostare il lobo utilizzando tamponi di cotone bagnato sotto l'impacco di garza, tenendo i lobi mediali e lasciate in luogo.
    3. Dopo la mobilitazione del lobo epatico omentale superiore, spostare lo stomaco verso sinistra. Fissare lo stomaco con un morsetto e sezionare il omento minore con microforceps e le forbici primavera.
    4. Mobilitare la omenta bassal lobo epatico finché non è mobile e successivamente spostare il lobo indietro nella sua cavità. Utilizzare un morsetto Backhaus per mantenere il duodeno. Spostare il duodeno verso sinistra per allungare ed esporre il legamento epatoduodenale. Circoscrivere il dotto biliare comune nel legamento epatoduodenale allungato.
    5. Sezionare il dotto biliare dal adiposo e tessuto pancreatico. Tagliare il dotto biliare 1,5 cm dal biforcazione dotto biliare. Sezionare la vena porta dal tessuto adiposo circostante. Esporre la vena gastroduodenale.
    6. Legare la vena gastroduodenale due volte con la seta 6-0 e dividere la vena tra i 2 legature. Sezionare il tronco celiaco e l'arteria epatica comune dal tessuto circostante fino a quando tutti rami arteriosi si rivelano.
    7. Liberare l'arteria gastroduodenale dal tessuto circostante. Tie l'arteria gastroduodenale due volte con seta 6-0, con i legami distanti tra loro. Sezionare l'arteria gastroduodenale tra i 2 legature.
    8. Liberate splenicadal tessuto circostante. Tie splenica due volte con seta 6-0, con i legami distanti tra loro. Sezionare splenica tra i 2 legature.
    9. Liberare l'arteria gastrica sinistra dal tessuto circostante. Tie l'arteria gastrica sinistra due volte con seta 6-0, con i legami distanti tra loro. Sezionare l'arteria tra i 2 legature.
    10. Circoscrivere la vena cava inferiore tra il rene destro e il lobo destro del fegato laterale. Sezionare la vena dallo spazio retroperitoneale. Esporre l'aorta seguendo il tronco celiaco.
    11. Sezionare il tessuto adiposo retroperitoneale. Iniettare 1.000 eparina IE in 1 ml di soluzione salina nella vena cava inferiore. Ritrarre la cannula e chiudere l'incisione con un batuffolo di cotone. Attendere 1-2 min per l'effetto sistemico dell'eparina.
    12. Circoscrivere l'aorta con una pinza. Staccare l'aorta e Exsanguinate ratto. Inoltre, sezionare la vena cava inferiore distale dal rene.
  • Portale venosa Incannulazione (Usa la cannula preparata nella sezione 1.2)
    1. Effettuare una incisione pesce-bocca nella vena porta distale. Aprire l'incisione con una pinza e incannulare la vena porta. Lavare il fegato con una soluzione di 20 ml Ringer fino agli decolorizes fegato e fissare la cannula con legature (seta 6-0).
  • Arterioso Incannulazione (Usa la cannula preparata nella sezione 1.3)
    1. Sezionare l'aorta sopra il tronco celiaco. Liberate il segmento dell'aorta dallo spazio retroperitoneale. Tagliare il segmento dell'aorta longitudinalmente per generare una patch aortica. Inserire la cannula auto-costruito in un supporto statico.
    2. Utilizzare 2 pinze a scivolare la patch aortica sopra la cannula. Legare l'arteria epatica con la seta 6-0 sopra la cannula e fissare la patch il pilastro.
  • Fegato espianto
    1. Aprire il diaframma, fare un'incisione circolare e sezionare il fegato dalle strutture circostanti.
  • Immagazzinamento
    1. Store il fegato in una sterile serbatoio 500 ml riempito con 350 ml soluzione Ringer fino al momento dell'uso.
  • 2. detergenti Solutions

    1. Soluzione al 10% Triton X-100 magazzino
      1. Riempire una bottiglia da 1.000 ml con 900 ml di acqua distillata. e aggiungere 100 ml di Triton X-100 (99,9%). Utilizzare un agitatore per sciogliere il Triton X-100. Riempire la bottiglia con acqua distillata. fino ad un volume totale di 1000 ml viene raggiunto.
    2. 1% Triton X-100
      1. Aggiungere 100 ml della soluzione madre (10%) per un flacone 1000 ml. Aggiungere 900 ml di acqua distillata. e agitare la bottiglia per due volte. Filtrare la soluzione Triton X-100 1% attraverso un filtro sterile.
    3. 10% SDS Stock Solution
      1. Riempire una bottiglia da 1.000 ml con 900 ml di acqua distillata. e aggiungere 66.99 g SDS (99,9%, di densità 0,67). Utilizzare un agitatore per sciogliere la SDS. Riempire la bottiglia con acqua distillata. fino ad un volume totale di 1000 ml viene raggiunto.
    4. 1% SDS
      1. Aggiungere 100 ml di soluzione di riserva (10%) per un bot 1.000 mlTLE. Aggiungere 900 ml di acqua distillata. e agitare la bottiglia per due volte. Filtrare la soluzione SDS 1% attraverso un filtro sterile.

    3. Decellularization

    1. Set-up del dispositivo di perfusione Figura 1

    Figura 1:. Schema del dispositivo di perfusione selettiva per arterioso e venoso portale Perfusione di Quattro Rat Livers sotto oscillanti Condizioni Pressione (. Modificato da Struecker et al 14)

    1. Collegare lo scarico di un rubinetto a tre vie e un'estensione Heidelberger per regolare il livello di riempimento e riempire il reattore da 500 ml 0,9% NaCl.
      Figura 2

    Figura 2:. Schema della perfusione set-up Collegare la camera di perfusione (1.400 cm 3) (1) all'estremità distale (4) del gorgogliatore (5) tramite l'accesso venoso portale (2) o tramite ac arteriosaprocesso (3). Il gorgogliatore (5) deve essere dotato di un otturazione (4) in corrispondenza dell'estremità distale e uno sfiato (6). Collegare il gorgogliatore (5) ad un'estensione Heidelberger (7). Collegare l'estensione Heidelberger al segmento della pompa (8). Inoltre, collegare il segmento della pompa (8) a un altro interno Heidelberger (9). Inserire l'ultima estensione Heidelberger (9) nella bottiglia di soluzione detergente (10). Collegare il respiratore (11) alla camera di perfusione (o al distributore pressione in caso di più perfusioni). Per drenare i fluidi reattore, collegare il deflusso alla bottiglia rifiuti (12).

    1. Inserire il segmento pompa nella pompa. Avviare la pompa per riempire il ciclo con PBS, chiudere l'estremità distale del gorgogliatore e aprire la bocchetta. Quando il fondo della bolla è coperto saldamente con PBS (2-3 cm), chiudere lo sfiato e aprire l'estremità distale del gorgogliatore.
    2. Fegato di installazione
      1. Collegare il rubinetto a tre vie della cannula vena porta al relativo accesso reattore. Collegare la cannula arteriosa all'accesso arteriosa. Fare attenzione al fine di garantire che l'aria non entra nei sistemi.
    3. Applicazione di oscillanti Condizioni Pressione
      1. Utilizzare un respiratore con una frequenza di 15 bpm e un'ampiezza di 26 mbar (min. 4 mbar, max. 30 mbar). Collegare il respiratore alla camera di distribuzione della pressione e collegare la camera al reattore. Avviare l'applicazione di pressione.
    4. Decellularization Protocol
      1. Eseguire passaggi perfusione con un flusso di 5 ml / min. Avviare il decellularization con perfusione del fegato con 1% Triton X-100 per 90 min. Consentire effluence rifiuti tramite il deflusso del dispositivo perfusione per mantenere il livello del fluido all'interno della camera di perfusione e costante del fegato perfuso. Dopo 90 min, cambiare il detergente 1% SDS.
        Figura 3
        Tabella 1
    <p> Figura 3: perfusione Protocollo per tutti i gruppi sperimentali.

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    Representative Results

    L'omogeneità e quindi l'efficacia dei protocolli Decellularization differenti sono stati valutati mediante l'osservazione macroscopica, analisi istologica, e l'analisi del contenuto di DNA rimanendo entro matrici fegato decellularized. Inoltre, la corrosione colata è stata effettuata per visualizzare il microanatomia intatto di fegati dopo decellularization.

    Macroscopia

    Durante decellularization, fegati diventano Lucent, che indica la rimozione del contenuto cellulare. Livers perfusi attraverso la vena porta ha mostrato delucidazione disomogeneo (e quindi decellularization), con le cellule rimanenti macroscopicamente visibili durante e dopo decellularization (frecce bianche). Livers perfusi attraverso l'arteria epatica è stato osservato un corso decellularization più omogenea e non le cellule residue visibili. Se fegati sono stati perfusi con l'applicazione di condizioni di pressione oscillanti, non le cellule rimanenti erano visibili, indipendentemente dal percorso perfusione.

    Figura 4
    Figura 4: I risultati macroscopici di fegato di ratto Decellularization senza oscillante Condizioni Pressione. A sinistra: fegato di ratto decellularized attraverso l'arteria epatica. Il fegato appare lucente, senza cellule rimanenti macroscopicamente visibili. A destra: fegato perfuso attraverso la vena porta. Il fegato appare disomogeneamente decellularized, con le cellule macroscopicamente visibili

    Figura 5
    Figura 5: risultati macroscopici di ratto decellularization fegato in condizioni di pressione oscillanti. A sinistra: fegato di ratto decellularized attraverso l'arteria epatica. A destra: fegato perfuso attraverso la vena porta. Entrambi i fegati appaiono lucente, senza le cellule residue visibili.

    La valutazione istologica

    Una valutazione istologica delle decellularized sostegno matrici di fegatocati i risultati macroscopici. Fegati perfusi attraverso l'arteria epatica non mostravano celle rimanenti, indipendentemente dal fatto che sono stati perfusi in condizioni di pressione oscillanti. Fegati perfusi attraverso la vena porta mostrato zone di celle rimanenti, anche se sono stati perfusi con l'applicazione di condizioni di pressione oscillanti. Tuttavia, l'applicazione di condizioni di pressione oscillanti ridotto la rimanente massa cellulare in fegati perfusi attraverso la vena porta. L'ECM di fegato è stata conservata, senza differenze visibili in tutti i protocolli applicati.

    Figura 6

    Figura 6: H / E La colorazione di decellularized fegato Matrici. AP: matrix fegato decellularized perfuso attraverso l'arteria epatica senza oscillante condizioni di pressione. A + P: matrice fegato decellularized perfusi attraverso l'arteria epatica in condizioni di pressione oscillanti. PA-P: decellularized matr fegatoix perfusi attraverso la vena portale senza oscillante condizioni di pressione. PA + P: matrice fegato decellularized perfuso attraverso la vena porta in condizioni di pressione oscillanti. Frecce: Rimanendo gruppi di cellule.

    Contenuto di DNA

    Il contenuto di DNA per peso secco di matrice fegato è diminuito in tutti i gruppi sperimentali rispetto a quella in fegati nativi, anche se le differenze erano statisticamente significativa solo nei gruppi perfuse in condizioni di pressione oscillanti (PV + P; A + P). La quantità più bassa di DNA per peso secco è stato trovato in fegati perfuse attraverso l'arteria epatica in condizioni di pressione oscillanti.

    Figura 7

    Figura 7: Contenuto DNA Per peso a secco di fegato Matrix (modificato da Struecker et al. 14). Livers decellularized attraverso l'arteria epatica mostra meno rimanente DNA di quelli nei profumid attraverso il portale vena fare. Livers perfusi in condizioni di pressione oscillanti mostrano DNA meno residuo di quelli decellularized senza queste condizioni fanno. Così, fegati perfusi attraverso l'arteria epatica in condizioni di pressione oscillanti mostrano il contenuto almeno restante DNA.

    Corrosione Casting

    Corrosione colata di matrici fegato decellularized confermato che la microanatomia fegati (compreso il quadro proteine ​​del sistema venoso portale, il sistema arterioso e sistema biliare) viene conservata durante decellularization.

    Figura 8
    Figura 8: Fotografia di un Casting Corrosione di un decellularized Rat Liver Matrix (modificato da Struecker et al. 14). Nonostante la rimozione di tutte le cellule, microanatomia dell'organo, compresa la vena porta (blu) e sistemi (rosso) arteriosi, sono conservati. Il remaining rami principali del sistema biliare sono fusi in giallo.

    Tabella 1
    Tabella 1: Gruppi sperimentali per valutare l'effetto di oscillanti Condizioni Pressione e la Strada di perfusione su Rat Liver Decellularization.

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    Discussion

    Anche se la tecnica presentata per la raccolta del fegato di ratto e decellularization è facilmente riproducibile, ci sono alcuni passaggi critici da considerare:

    Durante la preparazione per la raccolta del fegato, è importante evitare emorragia grave perché attiverà la coagulazione del sangue e può portare alla formazione di coaguli di sangue all'interno del fegato. A nostro avviso, è vantaggioso incidere aorta addominale direttamente prima incannulazione della vena porta per evitare afflusso di sangue attraverso l'arteria epatica durante la perfusione attraverso la vena porta. Una volta che il fegato è incannula e chiaramente perfuso, la formazione di coaguli di sangue non è più un problema.

    Dopo la raccolta del fegato e trasporto per il dispositivo di perfusione, il collegamento di fegati al dispositivo perfusione è una fase particolarmente critica perché la voce di bolle di gas nel cerchio perfusione deve essere evitato per prevenire embolia gassosa. È utile precompilare la valvola a tre vie, che is collegato alla cannula del fegato, con PBS usando una siringa e una cannula sottile direttamente prima di collegare la valvola al sistema di perfusione.

    Una volta stabilita la perfusione, se tutti i connettori dei tubi, a tre vie tubi e valvole sono perfettamente collegati deve essere ricontrollata. Se fegati sono perfusi per periodi più lunghi (ad es., O / N), anche un piccolo errore nella connessione può portare all'aria riflusso dell'acqua nel sistema di perfusione, portando così a risultati di perfusione fatali.

    I dati presentati sono limitate dal fatto che la pressione ottimale e la frequenza delle variazioni di pressione oscillanti per i migliori risultati Decellularization rimangono poco chiari. Inoltre, la perfusione a pressione controllata può portare a risultati migliori e più stabili di perfusione-flusso controllato fa. Perfusione pressione controllata consente l'applicazione di un protocollo perfusione fegati di diverse dimensioni e pesi, con lo stesso risultato, perché automaticamente il flusso sarà be adattato.

    L'arteria epatica e vena porta sono significativamente differenti in termini di dimensioni e portate fisiologici. Così, un tasso di perfusione costante (5 ml / min) risulterà certamente differenti pressioni di perfusione all'interno dei due sistemi vascolari. Allo stesso modo, una pressione di perfusione costante comporta diversi tassi di perfusione. Un metodo per confrontare l'efficacia decellularization attraverso i due percorsi di perfusione sarebbe quello di eseguire la perfusione a pressioni di perfusione fisiologiche o tassi di perfusione attraverso entrambe le vie. Tuttavia, per rendere i risultati comparabili in questo studio, abbiamo scelto un tasso di perfusione costante per entrambe le rotte. Purtroppo, con il nostro dispositivo, non siamo stati in grado di misurare la pressione di perfusione in fegati perfusi.

    I nostri dispositivi perfusione prossima generazione saranno più piccole per minimizzare la quantità di materiale necessaria perfusione. Inoltre, i dispositivi di pompe permetteranno perfusione a pressione controllata.

    The presentato tecnica appare molto utile per riproducibili, omogenea decellularization fegato di ratto. Sia la tecnica presentata è appropriato per Recellularization e maturazione organo in vitro deve essere ulteriormente affrontati. Se le condizioni di pressione oscillanti hanno un impatto sulle cellule ripopolati sarà oggetto di ulteriori esperimenti.

    La tecnica presentata è più sofisticato di altri dispositivi di perfusione di fegato di ratto e mostra diversi vantaggi: 1) Il decellularization omogenea è riproducibile, con buoni risultati quando vengono applicate condizioni di pressione oscillanti. 2) Il dispositivo di perfusione è sigillato e permette decellularization sterili, che è un prerequisito per il ripopolamento della matrice e la perfusione a lungo termine. 3) Il protocollo presentato è più breve di altri protocolli pubblicati ma è ancora molto efficace. 4) perfusione selettiva della vena porta e l'arteria epatica rende ripopolamento cellulare selettiva con sistemi diversi possibili,che può essere un importante strumento.

    Il dispositivo di perfusione sarà applicata in ulteriori esperimenti decellularization per affinare e ottimizzare ratto decellularization fegato. L'effetto di perfusione pressione controllata sarà sperimentalmente valutata e confrontata con perfusione-flusso controllato. L'aggiunta di ulteriori elementi (ad es., Una "unità di dialisi", uno scambiatore di calore, un ossigenatore) per ripopolamento, cultura e maturazione esperimenti appare possibile e ragionevole per sviluppare ulteriormente il dispositivo presentato.

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    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Self built arterial cannula
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/100 0.28 mm ID 0.61 mm OD
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/200 0.58 mm ID 0.96 mm OD
    Venodrop Safe butterfly catheter Fresenius Kabi 3275851 21 G
    portal vein cannula
    Periphereal Venous Catheter BD 393224 BD Venflon Pro 20G
    Three-way stopcock smiths medical 888-101RE
    surgery
    Cotton Sticks Hecht-Assistent 4302
    Cotton Pads  Shaoxing Zhengde Surgical dressing 13H118-03
    Gauze Bandage Hubei Haige  Medical Instruments 14388
     Ringer Solution Fresenius Kabi 13 HKP022 1000 ml
    10 ml Syringe Braun 4606108V 10 ml/ Luer Solo
    5 ml Syringe Braun 4606061V 5 ml /Luer Solo
    Suture (Silk 6/0) Resorba H1F LOT 105001.81
    medical drape Shaoxing Zhengde Surgical dressing D0613011
    surgical instruments
    needle holder Geuder 17570
    micro-forceps Inox-Electronic 91150-20
    micro-scissors Martin 11-740-11
    micro-forceps S&T  112314
    Clamp Aesculap BH111R
    scissors F S T  14501-14
    surgical forceps Aesculap BD 557
    Decellularisation
    Respirator Resmed 14.24.11.0004 SmartAIR ST
    Perfusion Device Charite, medical engineering laboratory custome-made device decellularisation device
    peristaltic pump ismatec reglo ICC IDEX ISM4408  4-channel
    heidelberger extension 75 cm  Fresenius Kabi 2873 75 cm
    MS/CA pump-segment IDEX IS 3510  MS/CA/click'n'go/POM-C
    CA 2-stopper tube Pharmed BPT NSF-51
    bubble trap  custome-made item
    Luer Lock hose connector Neolab No. 02-1887
    Detergents
    SDS pellets Carl Roth  CN30.4  2.5 kg
    Triton X-100 Carl Roth  3051.1  10 L
    PBS  Gibco 14190-094 DPBS
    staining
    Eosin 1% Morphisto 10177
    Mayer hematoxylin AppliChem A4840
    gomori staining Morphisto 11104
    AlcainBlue-PAS staining Morphisto 11388
    Direct Red 80  Sigma Aldrich 365548

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

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