L'étude de l'Organisation supramoléculaire de photosynthétiques Membranes dans les tissus foliaires Gel fracturés par Cryo-microscopie électronique à balayage

Biology

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Charuvi, D., Nevo, R., Kaplan-Ashiri, I., Shimoni, E., Reich, Z. Studying the Supramolecular Organization of Photosynthetic Membranes within Freeze-fractured Leaf Tissues by Cryo-scanning Electron Microscopy. J. Vis. Exp. (112), e54066, doi:10.3791/54066 (2016).

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Abstract

microscopie électronique Cryo-balayage (MEB) d'échantillons de gel fracturé permet l'étude des structures biologiques à des conditions proches indigènes. Ici, nous décrivons une technique pour l'étude de l'organisation supramoléculaire de photosynthétiques membranes (thylakoïdes) dans les échantillons de feuilles. Ceci est obtenu par congélation à haute pression des tissus foliaires, congelez-fracturation, revêtement double couche et enfin cryo-SEM imagerie. L'utilisation du procédé de revêtement à double couche permet l'acquisition d'un fort grossissement (> 100,000X) images avec des dommages de faisceau minimal pour les échantillons congelés hydraté ainsi que les effets de charge minimum. En utilisant les procédures décrites , nous avons étudié les modifications dans la distribution supramoléculaire de photosystème et de la lumière-récolte protéines d'antenne complexes qui ont lieu pendant la déshydratation de la plante de la résurrection Craterostigma pumilum, in situ.

Introduction

photosynthèse Oxygenic, originaire de cyanobactérie ancienne, a été hérité par les algues et les plantes terrestres par les événements qui ont conduit à endosymbiotic développement de l'organite chloroplaste. Dans tous les phototrophs oxygénés modernes, le transport photosynthétique d'électrons et la génération de la force proton-motrice et de pouvoir réducteur sont effectuées dans des vésicules de sac-comme aplaties appelées membranes 'thylacoïdes'. Ces membranes abritent les complexes protéiques qui réalisent les réactions légères-driven de la photosynthèse et de fournir un support pour la transduction de l'énergie. Les membranes thylacoïdes de plantes et ( un peu) les algues sont différenciées en deux domaines morphologiques distincts: régions membranaires étroitement apprimés appelées «grana» et les membranes unstacked qui interconnectent le grana, appelés 'stroma lamelles' 1. Diverses études de gel-fracture des plantes et des membranes thylacoïdes d'algues ont été menées, à partir du début des années 1970. Lorsque le gel fracturé, membranesdiviser le long de leur noyau hydrophobe 2, générant une face exoplasmique (EF) et une face protoplasmique (PF), selon le compartiment cellulaire où les frontières demi-membrane, comme initialement inventé par Branton et al. . en 1975 3 Plant and thylakoïdes algues ont quatre faces de rupture différentes: FE, EFU, PF et PFU, avec 's' et dénotant et régions membranaires 'u' 'empilées' 'dépilés', respectivement. Les complexes de protéines membranaires, qui ne sont pas fendus ou cassés, ont tendance à rester avec soit E ou P côté de la membrane. Les premières observations que les différentes faces de rupture des thylakoïdes contiennent des particules de différentes tailles et densités 4, ainsi que les nombreuses enquêtes qui ont suivi, ont conduit à l' identification et la corrélation entre les particules observées et les complexes de protéines membranaires qui effectuent les réactions légères 5-13 (avis voir aussi 14,15).

Freexpériences eze-fracture de membranes thylacoïdes sont généralement réalisées sur des préparations de chloroplastes ou membranes thylakoïdes isolés (mais voir 16,17), au risque de toute modification / organisation structurelle et ou supramoléculaire qui peuvent survenir au cours de la procédure d'isolement. À la suite de la rupture, les répliques sont préparées par évaporation du platine / carbone (Pt / C), puis par une épaisse couche de carbone (C), et enfin la digestion de la matière biologique 18. Des répliques sont visualisés par microscopie électronique à transmission (MET). La technique traditionnelle cryofracturation-réplique continue à servir comme un outil important pour l' étude de l'organisation supramoléculaire des membranes photosynthétiques et leur adaptation à différents, par exemple., Lumière, conditions 19-23.

Dans notre étude récente de la plante de la résurrection homoiochlorophyllous Craterostigma pumilum 24, nous avons cherché à étudier les changements dans l'organisation supramoléculaire omembranes f thylacoïdes, ainsi que dans l'organisation cellulaire globale, au cours de la déshydratation et la réhydratation. Le caractère unique des espèces de résurrection homoiochlorophyllous est qu'ils sont capables de survivre dans des conditions de dessication dans les tissus végétaux (feuilles), tout en conservant leur appareil photosynthétique. Une fois que l' eau est disponible, ces plantes récupérer et reprendre l' activité photosynthétique en quelques heures à quelques jours 25. Pour cette étude, la cryo-ME à balayage (MEB) d'imagerie d'échantillons de feuilles fracturée par congélation a été combiné avec le gel à haute pression pour l'échantillon cryo-immobilisation. Ces procédures fournissent un moyen de visualiser des échantillons biologiques congelés-hydratés à un état ​​proche de leur état ​​natif 26. Un avantage principal est que les échantillons sont examinés directement après cryofracture et le revêtement, sans étapes successives. Ceci est particulièrement pertinent à l'enquête sur les plantes à différentes teneurs en eau relative (RWC), que leur état d'hydratation est maintenue pendant la préparation. Commentde plus, un inconvénient important est que les échantillons congelés hydraté peuvent subir des dommages du faisceau lors de l'imagerie, en particulier lors d'une numérisation à fort grossissement, qui sont nécessaires pour une mesure précise de la taille des complexes photosynthétiques. Pour y remédier, une méthode appelée «revêtement double couche» (DLC) 27,28 combiné à des conditions d'imagerie spécifiques cryo-SEM ont été utilisés. Ceux - ci ont donné lieu à des échantillons qui sont beaucoup moins sensibles à faisceau et ont permis l'élucidation de précieuses informations sur la protéine photosynthétique organisation supramoléculaire et d' autres constituants cellulaires de la plante de la résurrection C. pumilum à fort grossissement in situ.

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Protocol

1. Cryo-fixation de feuilles Tissues par haute pression de congélation

Remarque: Cette section décrit comment effectuer la congélation à haute pression des tissus foliaires pour une expérience de fracture par congélation. Pour des raisons liées à des échantillons de plantes voir 29. Ceci peut être adapté à d'autres types de tissus ou des échantillons avec quelques modifications.

  1. En utilisant l'angle d'une lame de rasoir, gratter le fond de la cavité de 0,1 mm d'une plaquette d'aluminium de 0,1 / 0,2 mm (figure 1). Préparer au moins une douzaine de plaquettes (6 échantillons). Prenez garde de ne pas créer des marques de couteau sur le pourtour du disque.
    1. Après avoir gratté, laver les disques dans l'éthanol absolu, laissez-les sécher et conserver dans un plat propre.
  2. Préparer la machine de congélation à haute pression selon les instructions du fabricant. Remplir la chambre d'alcool de la machine de congélation à haute pression avec de l'isopropanol.
  3. Préparer un vide-assisté infiltratio fait maisonn dispositif pour remplacer le gaz trouvé dans le tissu de la feuille avec du liquide.
    1. Étroitement connecter une pointe de pipette 200 pi à l'extrémité d'une seringue de 10 ml. Coupez ~ 1 cm de la pointe. Faire un trou dans le bouchon d'un tube de microcentrifugeuse de 1,5 ml pour adapter étroitement la pointe de coupe. Le vide peut être créé à l'intérieur du tube en tirant le piston de la seringue.
  4. Coupez un petit morceau de feuille de la plante à l'aide d'une lame de rasoir et avec des pincettes placer la feuille dans un tube de microcentrifugeuse à moitié rempli avec 1-hexadécène. Infiltrer les espaces intercellulaires de la feuille avec le liquide en tirant doucement sur le piston pour créer le vide, maintenez pendant environ 30 secondes, puis relâchez lentement le piston.
  5. Retirez la pièce du tube en utilisant des pinces de feuilles. Coupez la feuille avec une lame de rasoir dans le cas où il est plus épais que 0,2 mm et couper un petit morceau qui rentre dans une plaquette.
  6. Placez une plaquette propre avec le côté rayé vers le haut dans le support de la machine de congélation, puis placez le morceau de le coupeaf dans la plaquette. Remplir l'espace restant autour de la feuille avec le 1-hexadécène. Refermer le sandwich en utilisant une autre plaquette, avec les rayures face à la feuille.
  7. Fermez et serrez le support et l'insérer dans la chambre de la machine. Appuyez ensuite sur le bouton 'Jet' à geler (~ 2.100 bars pour 300-500 msec), et transférer rapidement le support dans l'azote liquide. Retirez délicatement le sandwich congelé du support en utilisant des pinces pré-refroidi, en prenant soin de ne pas rompre le sandwich.
    Remarque: sandwichs congelés peuvent être fermés gel fracturé immédiatement ou conservés dans l'azote liquide pour une utilisation ultérieure. Utiliser des vêtements de protection et des lunettes lors de la manipulation de l'azote liquide.

2. Geler-fracture et double couche de revêtement 27,28

  1. Préparer la machine de rupture de gel destiné à être utilisé, y compris les pistolets pour l'évaporation du platine / carbone (Pt / C) et de carbone, selon les instructions du fabricant. Placez le pistolet Pt / C à 45 degrés une pistolet de carbone à 90 degrés.
    1. Pré-programme un système de revêtement d'une couche de 2 nm de Pt / C (taux de revêtement de 0,02 à 0,04 nm / sec) et une couche de 6 nm de carbone (à ~ 0,1 nm / sec).
      1. Entrez la configuration sur l'écran de la machine-gel de fracture. Sélectionnez un numéro d'utilisateur où le système de revêtement sera sauvé.
      2. Choisissez Pt / C pour 'la couche 1'. Sélectionnez un laps de temps, par exemple., 5 min (à dépasser le temps nécessaire requis pour compléter le revêtement). Utilisez les flèches haut-bas pour définir une épaisseur de 2 nm.
      3. Appuyez sur le bouton 'Layer' pour passer à la couche 2. Répétez l'étape 2.1.1.2, à l'exception de sélection du carbone et de définir une épaisseur de 6 nm.
    2. Testez et régler le fonctionnement des armes à feu.
      1. Sélectionnez 'Couche 1'. Sélectionnez le / C gun Pt en appuyant sur le bouton 'GUN1' et appuyez sur le bouton «ON» sur l'unité de la machine-gel de fracture contrôle de l'évaporation. Surveiller le taux d'évaporation et de l'ajuster en utilisant la tension et d'émission boutons until atteint un taux de de 0,02 à 0,04 nm / sec. Appuyez sur 'OFF' pour désactiver le pistolet Pt / C.
      2. Sélectionnez 'Layer 2'. Répétez 2.1.2.1, sauf sélectionnez 'GUN2' et ajuster pour un taux de ~ 0,1 nm / sec évaporation.
  2. Refroidir le stade du système de fractures de gel à -140 ° C ou -160 ° C (pour les feuilles hydratées ou déshydratées, respectivement). Fixer la navette de transfert de cryo sous vide à la machine et remplir sa chambre avec de l'azote liquide. Pression dans la chambre cryofracturation refroidie est généralement comprise entre 1 - 8 x 10 -7 mbar.
  3. Insérez un porte-échantillon de gel de fracturation (adapté pour 3 mm plaquettes) dans la station de chargement. Inonder la chambre de poste de chargement avec de l'azote liquide.
  4. Chargez deux sandwichs surgelés sur la seule porte par un à l'aide des pinces de qualité de haute précision. Serrer le premier sandwich dans le support et puis retourner le support sur pour vérifier qu'il correspond bien en place. Répétez l'opération pour le deuxième sandwich.
  5. réEtach la navette refroidie de la machine de rupture de gel et de le connecter à la station de chargement. Ouvrez la vanne de navette, introduire le bras de rétraction dans le support et le verrouiller en place. Re-introduire le bras avec le support dans la navette et fermer le robinet de la navette en utilisant le bouton de la station de chargement. Fixer la navette à la machine cryofracture et d'introduire le support dans la chambre avec le bras de rétraction. Détachez la navette de la machine.
  6. Alignez le couteau de microtome gel de fracture à une hauteur telle qu'elle délogeant les meilleurs plaquettes des sandwiches.
  7. Avec le couteau microtome, briser rapidement les sandwiches, puis immédiatement le relever pour éviter la contamination des échantillons par des débris accroché au couteau, et tourner le volet refroidi au-dessus du plan nouvellement exposée pour protéger les échantillons de la contamination possible par des molécules d'eau dans la chambre.
  8. Enduire les échantillons avec le platine et le carbone.
    1. Entrez «couche 1» sur la screen. Allumez le / C gun Pt en appuyant sur le bouton «GUN1» suivie du bouton 'ON'. Examiner le taux d'évaporation et une fois qu'il atteint de 0,02 à 0,04 nm / sec, exposer simultanément les échantillons et appuyez sur le bouton 'Mesure' pour contrôler l'épaisseur de la couche déposée.
      Remarque: Gun sera éteint automatiquement lorsque l'épaisseur a atteint la valeur pré-sélectionnée.
    2. Couvrir les échantillons avec l'obturateur lorsque Pt / C évaporation est terminée.
    3. Appuyez sur le bouton 'Layer' pour passer à «couche 2». Répéter les étapes 2.8.1 et 2.8.2, à l'exception de la sélection "GUN2 '(pour le carbone) et un taux de ~ 0,1 nm / s évaporation.
  9. Chauffer la phase du système de fractures de gel à -120 ° C.

3. Cryo-microscopie électronique à balayage

  1. Préparer le microscope électronique à balayage pour les travaux de cryo.
    1. Sélectionnez Étape / Stage Initialisation dans le menu principal et validez.
    2. Sélectionnez Outils / Goto Panel, et ouvrez le panneau 'Airlock' en le sélectionnant dans la liste. Cliquez sur le bouton «Fermer Colonne Chambre Valve. Purger la chambre de microscope en cliquant sur le bouton de ventilation sous l'onglet «à vide».
    3. Sélectionnez Outils / Panneau de Goto, et ouvrez le panneau "Liste des points d'étape». Sélectionner la position de cryo-échange pour déplacer la scène aux coordonnées adéquates pour recevoir le support d'échantillon. Remarque: La position «cryo-échange» est réglé pour être en alignement avec la position de l'unité de transfert sous vide.
    4. Ouvrez la chambre de l'échantillon avec une paire de gants propres et insérez le cryo-étape sur la scène principale du microscope. Fermez la chambre et cliquez sur le bouton de la pompe sous l'onglet 'vide'.
    5. Refroidir le microscope à -120 ° C. Remplir le microscope Dewar d'azote liquide. Activez la fonction de la chaleur sur l'unité de commande cryo-transfert à -120 ° C lorsque la température de l'étape descend en dessous de -120 ° C.
  2. attach la navette cryo-transfert au microscope et transférer le porte-échantillon à l'aide du bras rétractable dans l'étape microscope cryo (comme à l'étape 2.5). Détachez la navette du microscope.
  3. Cliquez sur le bouton 'Ouvrir la colonne Chambre Valve »dans le panneau de Airlock.
  4. Déplacez doucement le porte-échantillon proche de l'objectif (travail à distance 1 - 2 mm) à l'aide du joystick. Sélectionnez une ouverture de 10 pm dans l'onglet 'Apertures'. Double-cliquez sur le champ EHT dans l'onglet 'Gun'. Entrez 10 (kV) pour la cible EHT et cliquez sur OK. Cliquez sur l'onglet EHT bas et sélectionnez 'EHT On'.
  5. Sélectionnez 'InLens' dans la liste déroulante Détecteurs dans l'onglet 'Détecteurs'. Optimiser les conditions d'imagerie (mise au point, la luminosité et le contraste, l'alignement du faisceau, astigmatisme), le cas échéant.
  6. Cliquez sur l'onglet 'Numérisation'. Choisissez un balayage rapide ( 'Vitesse de numérisation = 1', correspondant à un temps de séjour de 100 nanosecondes par pixel) pour minimiser les dommages de faisceau, etune «résolution de magasin» de 1.024 x 768 pixels. Sélectionnez 'Ligne Avg' dans la liste déroulante 'Réduction du bruit ». Réglez la valeur de N à 20 - 30 lignes pour la recherche. Déplacer l'échantillon en utilisant la fonction 'Centre Point' (en appuyant sur ​​la languette de commande sur le clavier) pour rechercher des régions avec des cellules fracturées et les chloroplastes (Figures 2A et 2B).
  7. Acquérir les images de chloroplastes fracturées à faible grossissement (50 - 70 kX) (Figure 2C et 2D). Utilisez la fonction «Centre d'entité '(en appuyant sur-shift-onglet de contrôle sur le clavier) pour zoomer sur les visages intéressants chloroplaste de fracture et d' acquérir des images à des grossissements élevés (100 - 200 kX, les figures 3 et 4). Utilisez les mêmes paramètres que dans l' étape 3.6 pour l' acquisition d'image, mais changer la valeur moyenne de ligne à N> 100 pour la réduction du bruit 30.
    1. Appuyez sur Gel sur l'unité de commande de microscope principal ou dans l'onglet "Numérisation" pour arrêter le balayage et d'économiserl'image en appuyant sur le bouton "Enregistrer TIFF.

4. Analyse d'image

Remarque: Cette section décrit une procédure courte pour la segmentation des particules de membrane à partir d' images MEB cryofracturation utilisant le package open-source Fidji 31. Des résultats similaires peuvent être obtenus avec d'autres logiciels d'analyse d'image.

  1. Ouvrir l'image avec les Fidji en faisant glisser le fichier image dans la fenêtre principale du programme. Convertir l'image en 8 bits en sélectionnant l'image / Type / 8-bit. Sélectionner l' image / Réglage / Luminosité / Contraste et ajuster si nécessaire (figure 5A).
  2. Utilisation de l'outil de ligne droite, tracer une ligne de la taille de la barre d'échelle d'image intégré. Sélectionnez Analyser / Echelle Set. Entrez les informations de bonne échelle (distance connue et Unité de longueur), puis cliquez sur OK. Envoyer cette image à l'échelle ajustée.
  3. Sélectionnez Process / Filtres / Flou gaussien (1,5 rayon nm) et cliquez sur OK (figure 5B).
  4. Sélectionner l'image / Ajuster / Auto Seuil local ( en utilisant la méthode Niblack) et cliquez sur OK (Figure 5C).
  5. Sélectionnez Modifier / Inverser puis Process / binaire / bassin versant (Figure 5D).
  6. Dessiner une bordure autour de la région d'intérêt (ROI) avec l'outil Sélection au lasso. Ajouter la sélection au gestionnaire de ROI en sélectionnant Modifier / Sélection / Ajouter au gérant ou en cliquant sur 'T'.
  7. Sélectionnez Modifier / Effacer l' extérieur (Figure 5E).
  8. Sélectionnez Analyser / Set mesures, choisissez les paramètres appropriés (par exemple, la région, l' ellipse en forme).
  9. Sélectionnez Analyser / analyser des particules. Entrez une gamme appropriée pour la taille des particules et marquer «Résultats», «Ajouter au Manager 'et, si nécessaire, le« Exclure sur les bords de l'option et cliquez sur OK. Le résultat est représenté sur la figure 5F.
  10. Ouvrez le fichier à l'échelle imagée enregistrée (étape 4.2). Sélectionnez 'Show All' et décochez 'étiquettes' dans le gestionnaire de ROI. Revoir la partic sélectionnéeles posé sur l'image originale et ajouter ou supprimer des sélections en utilisant le "Ajouter" ou "Supprimer" boutons du gestionnaire de ROI manuellement. Corrigez toutes les sélections nécessaires à l'aide de l'outil Sélection au lasso et le bouton 'Update' du ROI Manager (figures 5G et 5H).
  11. Analyser les données en utilisant les mesures obtenues. Dans la fenêtre des résultats, cliquez sur Résultats / Résumer pour obtenir, par exemple, la zone moyenne, et la moyenne Major et axes mineurs des particules figurant dans le gestionnaire de ROI. Cliquez sur Résultats / Distribution, sélectionnez un paramètre (comme la région) et cliquez sur OK pour afficher un histogramme pour ce paramètre.

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Representative Results

La figure 1 montre des images cryo-MEB de plaquettes contenant congelé, fracturés Craterostigma pièces pumilum foliaires haute pression. Dans certains échantillons, de grandes régions de cellules brisées sont obtenues (figure 1A). Dans d' autres cas , la pièce de la feuille reste fortement liée au disque supérieur et est arraché avec elle (figure 1B). Cependant, même dans le second cas, une partie du tissu de la feuille peut rester attaché aux rainures de couteau sur la plaquette (figure 1B, pointes de flèches) et une bonne quantité de données peuvent encore être collectées par l' imagerie des feuilles «restes», à condition qu'ils ont été fracturés. Après une fracture réussie se trouve, de faibles images agrandies de cellules sont acquises pour identifier les régions d'intérêt, dans ce cas chloroplastes (figure 2).

Images supérieur grossissement de membranes thylacoïdes en C. pumilum feuilles sont représentées dans les figures 3 et 4. Les quatre faces de rupture différentes, FE, EFU, PF et PFU, peuvent être distinguées (Figure 3). Photosystème II (PSII), qui est le plus grand complexe de protéine trouvée dans les membranes, se trouve dans les deux EF (grana) et EFU (stroma lamelles). Dans des conditions hydratées, la densité PSII est ~ 3 fois plus élevé chez EF que dans EFU (~ 1.550 complexes um -2 vs ~ 550 complexes pm -2, Figure 3). Ceci est une base pour la différence entre ces deux faces continues. Une autre est la différence de leur arrière-plan. Alors que l'arrière - plan EF apparaît lisse, le visage EFU est rugueuse et contient des trous qui sont les empreintes des complexes PSI détachés, qui fracture à la face complémentaire, le PFU 10 (figure 3). Un exemple pour la segmentation des complexes PSII de la face FE de la membrane des thylakoïdes est représentée sur la figure 5.

ove_content "fo: keep-together.within-page =" 1 "> Pendant la déshydratation de C. pumilum, la densité de PSII dans les membranes de grana (FE) diminue progressivement, pour atteindre près de la moitié (~ 700 complexes pm -2 à ~ 15 % RWC, la figure 4C) de leur densité dans des conditions hydratées (100% RWC, figure 4A) Notamment, sur une déshydratation, à 5 -. 10% RWC, complexes PSII organiser en lignes et réseaux (flèches, figures 4D et 4E). pour ensemble de données complet, voir 24. la formation de tels réseaux PSII nécessite que certains de leurs complexes d'antenne reliés, LHCII, détacher de PSII. Un exemple pour des complexes LHCII organisés en rangées dans les FP qui seraient complémentaires aux complexes PSII organisés (dans les EF ) est représenté sur la figure 4E (flèche). complexes PSII dans les réseaux, ainsi que l'LHCII détaché, sont susceptibles d'être dans un état ​​photochimique trempé, servant un rôle de photo-protection. Ces réarrangements structuraux sont une partie des mécanismes utilisés par la plante de la résurrection C. pumilum pour se protéger à l'état déshydraté 24.

Figure 1
Figure 1. Low Grossissement Cryo-SEM Images de plaquettes avec Cryo-fracture C. pumilum Pieces Leaf. (A) Une grande région de cellules fracturées (contour en pointillés) d'un C. feuille pumilum. (B) La pièce de la feuille a été frappé au large avec la plaquette supérieure, mais certains tissus foliaires est resté attaché aux marques de couteau sur la plaquette inférieure (flèches marquent certains d' entre eux). Les régions entourant les morceaux de feuilles sont congelées 1-hexadécène (astérisques). Barres d'échelle:. 200 um S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

ent "fo: keep-together.within-page =" 1 "> Figure 2
Figure 2. Zoomer dans chloroplastes. (A) Un groupe de photosynthétique fracturé (mésophylle) cellules (astérisques) de tissu foliaire hydraté. La majeure partie du volume de la cellule est constituée d'une grande vacuole centrale, avec tous les constituants cytoplasmiques entourant la vacuole dans une bande étroite. (B) Deux cellules fracturées voisins - la paroi cellulaire (cw) marque la frontière entre les cellules. Cinq chloroplastes (c) sont visibles dans l'image, dont une seule a été fracturé (plan fracturé marqué par la flèche). (C et D) Exemples de chloroplastes fracturées simples de hydratée (C) et (D, ~ 15% de contenu par rapport à l'eau [RWC]) des plantes déshydratées. Les petits points blancs (par exemple, des pointes de flèches) sont des complexes de protéines membranaires trouvés dans les membranes thylacoïdes du chloroplaste. Notez le surr de vesiculation massifounding chloroplaste trouvée dans la feuille déshydratée (D). Barres d'échelle: 10 um (A); 1 um (B); 200 nm (C et D). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 3
Figure 3. L'Organisation supramoléculaire de thylacoïdes Membranes dans les tissus végétaux Un chloroplaste fracturé dans lequel les différentes faces de rupture thylakoïdes peuvent être vus:. Les faces de rupture exoplasmique (EF) des deux (EFU) des régions de membranes empilées (FE) et unstacked contient photosystème II (PSII) complexes; Le visage de fracture protoplasmique des régions empilées (PFS) contient les complexes de PSII, LHCII antenne lumière de récolte périphériques; Photosystème I (PSI) et de l'ATP synthase fracture à la face de fracture protoplasmique des régions unstacked (PFU); Cytochrome b 6 f S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 4
Figure 4. Changements dans l' organisation Photosystème II pendant Déshydratation de C. pumilum FE fait face à des membranes thylacoïdes de plantes à différents RWC: (A) 100%, (B) ~ 40%, (C) ~ 15%, et (D et E) 5-10%.. Pendant la déshydratation, la densité du PSII dans l'EEF visage diminue progressivement de ~ 1500 pm complexes -2 (A) à ~ 700 um de complexes -2 (~ 15% de RWC, C). Notamment, dans des conditions plus sèches (5-10% de RWC), certains PScomplexes II organisent en lignes et réseaux (D et E, des flèches). La flèche (E) marque la face PF, avec antenne LHCII paraissant également organisées en rangées, entre les lignes PSII seraient trouvées dans les FE complémentaires. Pour plus d' informations sur ces données voir 24. Barres d'échelle:. 100 nm S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 5
Figure 5. Un exemple pour la segmentation du Photosystème II particules. En utilisant le package open-source Fidji, des complexes de protéines peut être segmenté à partir des images avec quelques étapes (compléter la procédure détaillée trouvée dans la partie 4 de la section de protocole). Images (A, l' image d' origine) sont floues avec le filtre gaussien (B); l'image est seuillée en utilisant une th locale autooutil reshold (C); l'image est inversée et l'algorithme de bassin versant est appliqué pour des objets séparés trouvés en contact étroit (D); une région d'intérêt est sélectionnée et l'extérieur est effacé (E); des particules (dans une plage de taille définie par l'utilisateur) sont sélectionnées en utilisant la fonction d'analyseur de particules. Le masque obtenu est représenté (F). Les particules sont ajoutées au gestionnaire de ROI et superposées sur l'image originale (G) pour vérifier les erreurs ou pour les particules défectueuses ou manqués. La liste des ROIs peut être modifié manuellement, le remplacement, la suppression ou l'ajout de nouveaux ROIs, le cas échéant. La sélection modifiée de l' utilisateur final est représenté dans (H). Barre d'échelle:. 200 nm S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Discussion

La technique décrite dans ce document permet l'étude des membranes de gel fracturé dans le contexte des tissus végétaux congelés à haute pression bien conservés par microscopie électronique à balayage cryo. Le principal avantage de l'utilisation de ces procédures est que la préparation de l'échantillon est purement physique; aucune mesure impliquant des produits chimiques ou la déshydratation sont nécessaires. Ainsi, il permet d' étudier les structures biologiques à un état ​​quasi-native 26,32. L'avantage d'utiliser les tissus foliaires est que l' on peut obtenir des informations sur l'organisation cellulaire globale, ainsi que des membranes d'études spécifiques, tels que les membranes thylacoïdes, dans leur contexte physiologique natif, à savoir, dans le chloroplaste. Un autre avantage, impératif d'étudier C. centrales pumilum à différentes teneurs en eau relative (RWC), est que leur état ​​d'hydratation ne soit pas modifié pendant la préparation. Ceci est par opposition à l'utilisation de chloroplastes isolés ou des membranes thylacoïdes comme matériau de départpour une expérience de fracture par congélation. Dans ce dernier, on doit aussi tenir compte du fait que certaines modifications structurelles et / ou supramoléculaires probablement lieu lors de l'isolement organite / membrane.

Travailler avec des échantillons de tissus végétaux, qui sont relativement épais [> 50-100 um, et peut être considérablement plus épais en fonction du type de tissu et les espèces], impose l'utilisation de congélation à haute pression (HPF) pour l'échantillon vitrification. Application d'une haute pression [2,100 bar], à laquelle la température de fusion de l'eau est d'environ -22 ° C, influe sur le réseau de liaisons hydrogène de l'eau de telle sorte qu'elle ralentit la vitesse de formation des cristaux de glace. Par conséquent, les chances d'obtenir un échantillon vitrifié est élevé, même à des vitesses de refroidissement relativement lentes. HPF est actuellement la seule méthode disponible pour la vitrification d'épaisseur, mais ne dépassant pas 200 um, des échantillons. Une étape cruciale pour HPF des tissus végétaux est l'infiltration de leurs espaces intercellulaires d'air avec un gaz inerte4;. Charge de l' espace "avant la congélation, pour empêcher l' effondrement des tissus sous la haute pression (voir les commentaires 29,33) Dans le cas de C. feuilles de pumilum, dont l' épaisseur peut aller jusqu'à 1 mm, les feuilles doivent aussi être taillés ou amincie avant le filtre passe-haut.

Pour l' essentiel, la technique de préparation de répliques 18 peut également être appliquée à geler fracturé tissus foliaires. Cependant, dans notre expérience, un rendement suffisant des zones fracturées intactes n'a pas été obtenu, car les répliques fragmentent souvent en petits morceaux. De plus, la recherche d'une région d'intérêt spécifique tels que les chloroplastes peut être impraticable dans les répliques fragmentées des tissus végétaux. Ceci est principalement dû mésophylle (photosynthétique) , les cellules sont constituées d'une grande vacuole centrale entourée d'une bande étroite cytoplasmique (figure 2A), qui comprend le noyau, les chloroplastes et tous les autres organites. Ainsi, les chloroplastes ne représentent qu'une très petite fraction de la zone fracturée totale detissus mésophylle. Cryo-SEM imagerie d'échantillons de gel fracturé offre une solution à ce problème, car les échantillons sont directement visualisées suite à une fracture (et revêtement / shadowing). Cependant, cette méthode souffre de la limitation que les échantillons congelés-hydratés sont faisceau sensibles et donc le balayage à fort grossissement facilement endommage l'échantillon sur le premier balayage. Revêtement à double couche (DLC) 27,28 propose une solution à ce grave inconvénient.

En DLC, des échantillons fracturés sont revêtues d'une manière similaire à la façon dont ils sont pour la préparation de répliques. Tout d'abord, une couche mince (1-3 nm) de Pt / C est évaporé sur l'échantillon, fournissant le contraste et la conductivité. Ceci est suivi par une épaisse (5 à 10 nm), une couche protectrice de carbone. DLC combinée à une tension d' accélération élevée (10 kV) a été utilisé pour des échantillons d'image en utilisant le signal 28 électrons rétrodiffusés (BSE). Le signal de l'ESB provenant de la couche de platine permet d'obtenir des informations de surface à travers le carbone,et, éventuellement, une couche de contamination de la vapeur d'eau, qui sont pratiquement transparents à l'encéphalopathie spongiforme bovine à des tensions d'accélération élevées (contamination de l'eau accumule dans des expériences dans lesquelles une unité de transfert sous vide cryo n'a pas été utilisé et la surface de fracture est exposée à l'atmosphère, même si cela est une fraction de seconde). En outre, l' imagerie en utilisant le signal ESB réduit au minimum le problème des effets qui se manifestent en électrons (SE) de détection secondaire 27 de charge. Avec la configuration du microscope décrit ici, l'imagerie du signal SE avec In-objectif, un détecteur SE à 10 kV fourni des informations équivalentes à celles obtenues lorsque les échantillons ont été revêtus uniquement avec 2 - 3 nm de Pt / C et imagées à des tensions faibles accélération. La différence est que les échantillons préparés par DLC et imagées comme décrit étaient beaucoup moins sensibles à faisceau. Cela nous a permis de les numériser à fort grossissement et dans de nombreux cas, même à plusieurs reprises, et a permis d'obtenir des informations précieuses sur photosynthétique supramolecul protéiqueorganisation ar et d' autres constituants cellulaires (figures 2 - 4) 24.

Enfin, les procédures décrites ici peuvent être modifiés pour étudier la structure et / ou de la membrane organisation des protéines dans d'autres types d'échantillons. Nous avons utilisé avec succès la technique pour étudier l'organisation supramoléculaire des membranes photosynthétiques dans les cellules de cyanobactéries et d' algues (Shperberg-Avni et al. , Données inédites). La considération principale est de trouver l'équilibre entre avoir aussi mince que possible un échantillon, afin d'augmenter les chances de vitrification, tout en gardant intact l'échantillon. Pour différents types d'échantillons, qui peuvent être des suspensions ou des tissus animaux / végétaux, l' emballage différent doit être utilisé (par exemple, en termes de type de plaquettes utilisés pour la congélation à haute pression). Une fois que la réussite cryo-immobilisation est obtenue, la combinaison de cryofracture, DLC et imagerie cryo-SEM constitue un excellent moyen pour obtenir des information sur la membrane organisation des protéines à fort grossissement avec des dommages de faisceau minimal.

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Acknowledgements

Nous remercions Andres Kaech (Université de Zurich) pour ses conseils utiles sur la numérisation imagerie par microscopie électronique. Ce travail a été soutenu par le Fonds des États-Unis-Israël binationale de recherche agricole et le développement (subvention no. US-4334-10, ZR), la Science Foundation Israël (subvention no. 1034/12, ZR) et le Human Frontier Science Program (RGP0005 / 2013, ZR). Les études de microscopie électronique ont été réalisées à l'Irving et le Centre Moskowitz Cherna pour Nano et Bio-Nano Imaging à l'Institut Weizmann des Sciences.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ethanol abs Bio-Lab 052505
Isopropanol Bio-Lab 162605
1-hexadecene Sigma-Aldrich H7009
0.1/0.2 Platelets Engineering Office M. Wohlwend GmbH, Switzerland 241 Platelets are of 3-mm diameter and 0.5-mm-thick (Type A) with 0.1/0.2-mm-deep cavities (of diamater 2 mm). Similar platelets can be obtained from Leica Microsystems.
High-precision-grade tweezers Electron Microscopy Sciences 72706-01 Dumont (Switzerland) Durostar style #5 tweezers; Can be substituted with other high-precision tweezers.
High-pressure freezing machine Bal-Tec HPM 010 High-pressure freezing alternatives: 1. HPF Compact 02, Wohlwend GmbH; 2. HPM 010, RMC Boeckeler; 3. EM PACT2, Leica Microsystems; 4. EM HPM 100, Leica Microsystems; 5. EM ICE, Leica Microsystems.
Freeze-fracture system Leica Microsystems EM BAF 060
Cryo preparation loading stage Leica Microsystems 16770228
Specimen holder for univeral freeze fracturing Leica Microsystems 16LZ04746VN Clamp holder for specimen carriers of diameter 3 mm
Vacuum cryo-transfer shuttle Leica Microsystems EM VCT 100
Scanning electron microscope Zeiss Ultra 055
Cryo SEM stage Leica Microsystems 16770299905
Image acquisiton software SmartSEM, Carl Zeiss Microscopy GmbH
Image analysis software Fiji/Image J, National Institute of Health http://fiji.sc/Fiji

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