À l’aide de Transmission optique extraordinaire pour quantifier les biomarqueurs cardiaques dans le sérum humain

Bioengineering

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Summary

Cet ouvrage décrit une méthode de lithographie de dispositifs pour fabriquer des baies de télédétection de haute qualité qui fonctionnent sur le principe de transmission optique extraordinaire. Le biocapteur est peu coûteux, robustes, faciles à utiliser et peut détecter de troponine cardiaque I en sérum aux concentrations cliniquement pertinentes (99ème percentile coupure ∼10-400 pg/mL, selon le test).

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Patra, A., Ding, T., Hong, M., Richards, A. M., Wong, T. I., Zhou, X., Drum, C. L. Using Extraordinary Optical Transmission to Quantify Cardiac Biomarkers in Human Serum. J. Vis. Exp. (130), e55597, doi:10.3791/55597 (2017).

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Abstract

Pour une plate-forme de biodétection avoir la pertinence clinique dans les paramètres de point-of-care (POC), la sensibilité, la reproductibilité et la capacité de surveiller efficacement analytes dans le contexte du sérum humain sont essentiels.

Lithographie de dispositifs (néant) servait à fabriquer, à faible coût, détection des zones de plus grands que 1,5 x 1,5 mm. La surface de détection a été faite de tableaux de haute fidélité de nanoholes, chacun d’une superficie d’environ 140 nm2. La grande reproductibilité du NIL a permis d’employer une stratégie one-chip, une mesure sur 12 surfaces fabriquées individuellement, avec des variations minimales de puce-à-puce. Ces puces de résonance (LSPR) de plasmon de surface nanoimprinted localisé ont été testées sur leur capacité à mesurer de manière fiable un bioanalyte à des concentrations variant de 2,5 à 75 ng/mL au milieu de l’arrière-plan d’un complexe biofluid-dans ce sérum cas, humain. La haute fidélité de NIL permet la génération de vastes zones de détection, qui à son tour élimine le besoin d’un microscope, comme ce biocapteur peut s’interfacer facilement avec une source lumineuse de laboratoire couramment disponibles. Ces biocapteurs peuvent détecter troponine cardiaque dans le sérum avec une grande sensibilité, à une limite de détection (LD) de 0,55 ng/mL, qui est cliniquement pertinent. Ils montrent également le faible écart de puce-à-puce (en raison de la qualité du processus de fabrication). Les résultats sont commensurables avec test couramment immuno-enzymatique (ELISA)-base de tests, mais la technique conserve les avantages d’une plate-forme télédétection LSPR (c.-à-d., susceptibilité de miniaturisation et de multiplexage, ce qui en fait plus faisable pour des applications de POC).

Introduction

Capteurs chimiques basés sur les baies de nanohole ont été un sujet de nombreuses recherches depuis le premier rapport sur la transmission optique extraordinaire (EOT) a été publié par Ebbesen et coll. 19981. Lorsque la lumière empiète sur des tableaux périodiques de structures nanohole des dimensions de longueur d’onde secondaire, transmission améliorée se produit à des longueurs d’onde spécifiques. Cela se produit lorsque la lumière incidente est couplé à Bloch-onde surface polariton (BW-SPP) et/ou des plasmons de surface localisées (LSP)2.

Le principe physique exploité lorsque biodétection avec tels tableaux périodiques est simple. Adsorption des molécules sur ou près de l’interface métal modifie la constante diélectrique du milieu en contact avec le métal, à son tour changer l’emplacement des bandes dans le spectre de la transmission. Le spectre elle-même peut être ajusté par nano-ingénierie, la forme, la taille et séparation distance3,4,5. Par sa conception, les capteurs basés sur EOT ont bandes caractéristiques dans leurs spectres qui facilitent des tâches précises6,7,8 au cours de l’enquête sur les événements de liaison moléculaire. Il s’agit d’un avantage décisif sur les plates-formes (SPR) de résonance plasmonique de surface disponibles dans le commerce.

Capteurs utilisant EOT généralement impliquent une source lumineuse optiquement alignée tels qu’un faisceau collimaté est incident sur la surface sensible. Techniques de nanohole grandes surfaces comme modèles de copolymère et interférence et nanosphere lithographie, ont mauvaise reproductibilité9. En raison de ces limitations fabricateurs avec précision les grandes surfaces qui montrent le phénomène de l’EOT, microscope optique devait se positionner correctement la source lumineuse et le détecteur. Pour simplifier la technique, de la lithographie de dispositifs de haute qualité (néant)10 a été employé. Cela a permis la production du grand capteur surfaces11 mm (échelle), éliminant la nécessité d’un microscope pour rechercher la surface sensible sur une puce. Au lieu de cela, ce capteur pourrait être facilement relié à un câble optique de fibre standard.

Depuis les sommets de transmission pour ce tableau de nanohole sont contenues dans le visible pour la région du proche infrarouge (NIR), il est parfaitement adapté à la détection des événements de liaison de biomolécules en milieu aqueux. Le comportement attendu optique du tableau nanohole a été simulé. Le résultat fut ensuite vérifié au moyen d’études avec des liquides de standard les indices de réfraction (RI). Ce tableau a été ensuite utilisé pour mesurer la concentration en troponine cardiaque I (cTnI) dans le contexte complex de sérum humain. cTnI est l’étalon-or clinique pour le diagnostic de l’infarctus aigu du myocarde.

Utilisation de ce capteur, il est possible de détecter et de quantifier la cTnI dans le sérum humain à une limite de détection (LD) de 0,55 ng/mL, qui est cliniquement pertinent. La détection est beaucoup plus rapide que le plus utilisé la technologie dans ce domaine, le dosage immuno-enzymatique (ELISA). En outre, la surface de détection peut facilement être régénérées et donc réutilisées. C’est pourquoi ce travail démontre la promesse de nanohole tableaux comme technologie viable point-of-care (POC) de biodétection au sein des sujets complexes.

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Protocol

1. fabrication de la sonde et l’Acquisition des données

  1. Préparation du moule nickel
    1. Manteau, une couche de 220 nm d’épaisseur du faisceau d’électrons négatifs résister sur une plaquette de 600 µm d’épaisseur 4-en silicium. Écrire au tableau nanohole conçu sur cette plaquette à l’aide d’un système de lithographie par faisceau électronique.
      1. Pour accélérer le faisceau électronique écrit, écrire les motifs avec un faible dotmap (N) de 20k pour chaque taille de champ de 300 µm (A) (c.-à-d., il sont de 0,4 milliards points mappés sur chaque zone de2 300 µm, et chaque point sera soit exposée par le faisceau électronique ou non selon la conception de modèle). La valeur de la dose d’exposition de résister à faisceau électronique pour la résistance à 110 µ c cm−2 et à écrire à un courant (I) de 800 PA.
        Remarque : Par écrit du faisceau électronique, la dose d’exposition (D) est contrôlée par le temps d’exposition correspondant à chaque point (Tdot), calculée par Equation 1 . Pour la dose d’exposition à 110 µ c cm−2, le temps de logement de faisceau électronique sur chaque point exposée est 0,5 µs12. Étant donné que le tableau captures d’une superficie de 1,8 mm2, il y a un total de 36 parcelles de 300 µm2 zones de champ cousues ensemble sur une baie de grande, or nanohole forme.
    2. Développer la résistance en immergeant la plaquette de silicium de 4 pouces dans la solution de développeur pendant 10 s et en laissant la gaufrette sécher à l’air.
    3. Déposer une couche de base d’un métal, tel que le nickel, cuivre ou aluminium, sur la plaquette de silicium.
    4. Plaquent l’hostie dans un système de placage dans un bain de sulfamate de nickel. Réaliser la galvanoplastie en deux étapes. Dans la première étape, durée 95 min, utilisez une densité de courant de 0,7 A dm−2; Cela remplit complètement le nanopatterns de nickel. Dans la deuxième étape, une durée 125 min, utilisez 12 A dm−2 pour atteindre 300 µm dans l’épaisseur du moule nickel final (20 nm). Assurez-vous que la valeur du pH est à 3,5-3,8 et que la température est à 52-54 ° C.
    5. Séparer le moule nickel le substrat de silicium en appliquant une force mécanique douce. Faire tremper le moule nickel dans environ 100 mL de réactif de retrait résine photosensible positive du jour au lendemain pour laver le résidu de la resist e-faisceau.
    6. Nourrir le moule nickel sec et dans un four à 100 ° C pendant 3 h. nettoyer dans un plasma gravure avec gaz2 O à 10 sccm et 100 W pendant 3 min.
  2. Fabrication de la nanostructure or
    1. Manteau 150 µL de trichlorosilane 1,1,2,2-tétrachloroéthane-heptadécafluorooctanesulfonamide-tetrahydrodecyl (FDTS) sur le moule de nickel dans un auto-assemblage machine d’enduit monocouche (SAM) à 80 ° C.
      Remarque : Cela formera une couche anti-adhésif, qui permettra la séparation de la moule de la résine photosensible (« démoulage ») à l’issue de l’étape de dispositifs. Le temps de vaporisation devrait être 180 s et le temps de réaction devraient être de 900 s.
    2. Mentions légales de le nanopatterns sur un 4 - en plaquette de verre qui a été enduit d’une couche de 300 nm d’épaisseur nulle PHOTODURCISSABLES résister à l’aide d’un nano-dispositif d’impression à une pression de 10 bars et une température de 40 ° C pendant 10 min.
    3. Transférer le moule la résine photosensible et la plaquette de verre à une lumière UV système et photoréticulables avec 75 mW cm-2 de l’exposition aux UV pendant 30 s.
      Remarque : Si toutes les étapes ont été suivies correctement, le moule de nickel devrait facilement être démoulée de la résine photosensible.
    4. Un ion réactif gravure système (RIE), effectuer une etch vierge de la résine photosensible sur le substrat de verre, avec un débit de gaz de2 O de 10 sccm, à 50 W pour 2 s pour exposer le verre sur les zones en retrait.
    5. Déposer une couche de 5 nm d’épaisseur de chrome (Cr) pour une adhérence métal et une couche de 100 nm d’or (Au) pour le capteur plasmonique sur la plaquette de verre dans une machine de dépôts de faisceau d’électrons. Utiliser un taux de dépôt de 1 Å s−1 pour Cr et 2 Å s−1 UA.
    6. Effectuez déjaugeage de la résine photosensible en plasma de2 O gravure pendant 3 min, suivie d’une étape 15-s sonification dans l’acétone.
    7. Dés l’échantillon en morceaux de 5 mm × 5 mm. Le tableau nanohole occupera le central 2 × 2 mm de la puce.
  3. Acquisition des données
    1. Mettre en place l’appareil à faire les mesures optiques tel qu’un faisceau de lumière blanche sortir par l’extrémité de la fibre optique émetteur est collimaté et incident sur la surface du capteur (tableau nanohole) à 90°.
      NOTE : La lumière est transmise à travers le tableau entier nanohole.
    2. Recueillir le signal transmis avec la fibre optique de récepteur et l’enregistrer avec un spectromètre UV-visible au sein de l’ordre de 300 à 1 000 nm.
    3. Définir le temps d’acquisition pour chaque image à 20 images de Mme moyenne 100 pour obtenir le spectre final pour réduire le bruit dans les mesures.
    4. Logiciel de traçage permet d’analyser les données basées sur les pics de transmission précédemment identifiés (en utilisant une méthode Lorentz).

2. capteur Test de sensibilité en vrac

  1. Déposer le liquide RI standard dans la cellule liquide, avec des variables de RI de 1,31 à 1,39.
  2. Immerger la puce du capteur dans le liquide standard de RI et l’aligner avec le faisceau de lumière blanche. Obtenir le spectre de la transmission.
  3. Nettoyez la puce du capteur après chaque mesurage avec un réactif de nettoyage tensio-actif et séchez-le à l’azote.

3. Modification de Surface de capteur

  1. Avant toute modification chimique, nettoyer les copeaux de capteur par immersion séquentielle dans l’isopropanol, l’acétone et l’eau désionisée. Sécher à température ambiante dans un courant de gaz d’azote sec.
  2. Incuber les puces de la sonde dans une solution éthanolique de 0,4 mM 10-carboxy-1-decanethiol et 1,6 mM 1-octanethiol de 12 h à température ambiante.
    Remarque : Cela formera une amine-réactive auto-assemblage monocouche (SAM).
  3. L’éthanol permet de rincer soigneusement et sécher à température ambiante.
  4. Faire un mélange de 75 mM sulfo-N-hydroxysuccinimide (sulfo-NHS) et 15 mM 1-ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl) carbodiimide (EDC). Plonger les morceaux dans ce mélange pendant 15 min.
    Remarque : Ceci activera le groupement carboxylique du SAM.
  5. Spot 50 µL de solution d’anticorps anti-troponine µg/mL 200 faite dans un tampon d’acétate pH 4.5 sur la surface du capteur et incuber pendant 30 minutes.
  6. Désactiver les esters n’ayant pas réagis en immergeant la puce du capteur dans l’éthanolamine-HCl 1 M pendant 15 min.
  7. Rincez la puce avec l’eau déminéralisée et sécher dans un courant de gaz d’azote sec à température ambiante.

4. TnIc Assay

  1. Bloquer toute liaison non-spécifique de détachage 100 µL de solution d’albumine sérique bovine (BSA) de 1 % sur la surface.
Incuber pendant 15 min.
  • Rincer les puces capteur trois fois dans une solution tampon phosphate saline (PBS). Insérez la puce dans la cellule de mesure d’enregistrer le spectre de la transmission.
    NOTE : Ceci est le spectre de référence.
  • Spot 50 µL de TnIc standard sur la surface de la puce et incuber dans un environnement humide pendant 30 min.
  • Rincer les puces capteur trois fois dans une solution de PBS et l’insérer dans la cellule de mesure d’enregistrer le spectre de la transmission.
    NOTE : Ceci est le spectre de la liaison aval.
  • Plonger les puces en 50 mM glycine-HCl (pH 2) pendant 1 min et puis rincez dans une solution de PBS trois fois pour régénérer la surface de la puce. Mesurer le spectre de transmission dans du PBS pour vérifier le succès de l’étape de régénération.
  • 5. surface Plasmon Resonance (SPR) mesure

    1. Exécuter la puce du capteur SPR multiplexée sur le système SPR avec le tampon PBS-T.
      Remarque : La composition du tampon PBS-T est 20 mM Na-phosphate, NaCl 150 mM et 0,05 % Tween 20. Le pH est de 7,4.
    2. Utiliser la norme TnIc et l’anticorps, tel que décrit à l’étape 4.
    3. Activer 3 sur 6 canaux disponibles avec un mélange d’EDC (0,2 M) et sulfo-NHS (0,05 M) pendant 5 min. effectuer une injection de 5 min de 50 µg/mL d’anticorps 560 et une injection de 5 min de la solution de l’éthanolamine-HCl 1 M.
    4. Tournez la puce du capteur à 90° et injecter les normes TnIc à différentes concentrations (75, 30, 7,5 et 2,5 ng/mL).
    5. Observez la conjugaison à l’anticorps à des points d’interaction sur la puce en temps réel par le biais de l’affichage de la SPR.
    6. Régénérer la puce en injectant 50 mM glycine-HCl (pH 2) pendant 1 min.

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    Representative Results

    Le montage optique pour prendre des mesures est illustré dans la Figure 1 a. Une image du tableau nanohole réel est donnée dans la Figure 1 b. Pour comprendre la physique de conduire le processus de détection, le logiciel de simulation de COMSOL a été utilisé pour simuler la distribution du champ plasmonique en milieu aqueux. Les résultats de la simulation sont ensuite associés à la mesure réelle. Une étude précédemment publiée contient des détails sur les hypothèses et les paramètres utilisés dans la simulation11,13. Les dimensions physiques utilisées pour simuler le champ plasmonique pour le tableau de nanohole était la suivante : p = 400 nm, D = 150 nm et T = 100 nm. Absorption et effets de diffusion sont également pris en compte14 , lors du calcul du spectre de transmission. Le spectre simulé est comparé aux fréquences mesurées expérimentalement en Figure 1. La simulation et les spectres mesurés transmettent l’existence de quatre bandes de 450 à 850 nm. La bande à 495 nm correspond à la transition interbande d’or. Les trois bandes suivantes, désormais appelés groupes I à III par ordre croissant de longueur d’onde, sont situées à 560 nm, 645 nm et 712 nm, respectivement. Groupes I à III ont été observés d’avoir un alignement acceptable aux bandes mesurées expérimentalement, situé à 558 nm, 638 nm et 724 nm. Comme les nanoholes fabriqués sont de forme presque circulaire, il se peut que ces bandes ne devraient pas être sensibles à la polarisation de la lumière incidente. En outre, la simulation de COMSOL permet la visualisation directe de la distribution de champ proche de ces bandes, comme ils se produirait dans une maille de la structure périodique (Figure 1). L’unité dans la barre de couleur est la distribution du champ optique (V/m) a exprimé dans une échelle logarithmique. L’intensité la plus élevée observée était environ 4,7 (50 119 V/m). Par rapport à l’intensité de la fréquence utilisée dans la simulation (4 340 V/m), cette ampleur représente une amélioration de 11.5-fold champ. Les champs électromagnétiques pour bandes qu'i et III ont été localisés sur la surface du substrat de verre. En revanche, la bande II est principalement localisée à la bordure supérieure de la nanohole et a été choisi pour la détection de le bioanalyte. 1E de la figure illustre le spectre de la transmission du tableau nanohole dans les liquides d’indices de réfraction connus, qui varie de 1,31 à 1,39. Trois bandes de transmission, correspondant à des bandes I, II et III, ont été observées dans la gamme de fréquences de 400 à 900 nm. Un décalage vers le rouge a été observée avec un changement de RI. L’amplitude du déplacement suivi la bande séquence II > je bande > bande III. Figure 1F est une codification de la rouge observée se déplace des bandes I, II et III. La sensibilité en vrac calculé pour bande j’étais 322 nm/RIU, pour bande II était 345 nm/RIU, et pour bande II 202 nm/RIU.

    Figure 2 a contient le schéma du phénomène télédétection en action. Figure 2 b montre le changement dans les spectres de transmission après que les molécules de troponine cardiaque se lient à la surface de la puce fonctionnalisés. À faible concentration, il y a un déplacement linéaire dans la bande au niveau de la troponine. Le changement dans la position de la bande peut être installé bien à une isotherme de liaison d’une valeur de2 R de 0,995. Après observation plus proche, 30 ng/mL semble être la concentration au cours de laquelle l’isotherme indique le début de la saturation (Figure 2).

    Figure 3 a montre la sensorgram de l’interaction du sérum avec la surface de la puce d’une puce GLC modifiée dans une installation de XPR36. La capture de la cTnI est illustrée par la montée du signal. Par la suite, la dissociation de la cTnI dans un milieu PBST (1 x PBS, 0,05 % de tween 20) peut être observée que les baisses de signal de 120-660 s. injectables glycine (la solution de régénération) pendant 1 min réduit le signal à 0, indiquant la régénération de la surface de détection à travers le désengagement complet de TnIc. Le sensorgram pour l’association ultérieure de TnIc à la surface de la puce régénérée est illustrée dans le médaillon de la Figure 3 a. Le même protocole (c'est-à-dire, plonger dans la solution de glycine pendant 1 min) a été utilisé pour régénérer la surface du tableau nanohole. Figure 3 b montre que la position du groupe 2 se déplace à sa position d’origine, confirmant ainsi le succès de l’étape de régénération.

    Figure 1
    Figure 1 : Caractérisation de la baie de nanohole. (A) simplifiée schématique de l’installation expérimentale. Image de microscopie électronique à balayage (B) du tableau nanohole. (C) la comparaison entre le spectre simulé et le spectre de transmission mesurées expérimentalement en milieu aqueux. Distribution (D), le champ proche comme simulé dans COMSOL pour bandes I et III, vu dans une vue en coupe. Rouge représente la plus forte distribution de champ proche. L’appareil affiché dans la barre de couleur est | E |, la répartition du champ optique, prise en échelle logarithmique. (E) mesuré expérimentalement les spectres de la transmission du tableau nanohole dans des environnements avec des liquides standard indice de réfraction (1,31 à 1,39). (F) en vrac les sensibilités des bandes trois transmission (I à III) aux changements de RI mesurée dans le visible au proche infrarouge. Carré noir : bande I, cercle rouge : II, triangle bleu de la bande : bande III. La figure a été modifiée par Ding et al. 14 sous licence CC BY. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

    Figure 2
    Figure 2 : Le tableau de nanohole utilisé comme un biocapteur. (A) schéma du tableau nanohole utilisé comme un biocapteur détectant TnIc. Spectre (B) le changement dans la transmission du biocapteur à interagir avec TnIc humaine à une concentration de 30 ng/mL dans un contexte de sérum. Bleu : avant l’interaction, rouge : après l’interaction. Le cercle en pointillé indique la bande étant l’objet d’un suivi. (C) le changement de longueur d’onde pour bande II à différentes concentrations de troponine (2,5 ng/mL, 7,5 ng/mL, 30 ng/mL et 75 ng/mL).Les barres d’erreur afficher l’écart entre le n = 3 puces utilisées pour chaque mesure. La figure a été modifiée par Ding et al. 14 sous licence CC BY. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

    Figure 3
    Figure 3 : Régénération de la surface du capteur. (A) un sensorgram SPR de XPR36 montrant l’injection de l’analyte (cTnI) suivie de l’injection de la glycine à régénérer la surface du capteur. Des mesures de détection ultérieure de différentes concentrations de TnIc dans le contexte de sérum sont présentés dans l’encart. La barre rouge représente la valeur initiale, tandis que la barre noire montre la mesure après la régénération de la surface avec le protocole décrit dans le texte. (B) le changement dans les longueurs d’onde de la bande observée après la régénération d’une puce de biocapteur nanohole. Σ : écart-type des variations dans la longueur d’onde de la position de la bande. La figure a été modifiée par Ding et al. 14 sous licence CC BY. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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    Discussion

    Simulation de l’interaction entre la lumière incidente et les nanostructures permet d’identifier le pic approprié (dans le spectre de transmission), dont Maj peut être enregistrée en fonction de la concentration de l’analyte. Il est important de noter que la localisation des bandes en ce qui concerne la structure du capteur est cruciale pour le choix de la bande de droite, dont le déplacement peut être suivi pour détecter l’analyte. La visualisation peut être réalisée au moyen de simulations. C’est également essentiel à la conception d’une structure optimale qui permet la biodétection d’analytes. Comme on le voit ici, bandes I et III sont localisés sur l’interface verre-or et ne sont donc pas utiles pour biodétection. Une importante composante LSPR peut être observée dans le groupe II. Il présente une longueur de decay court et est localisée sur le bord de la nanoholes. À ce titre, il se prête bien à utilisé pour la détection de concentrations de la substance à analyser. La qualité des nanostructures fabriqués sur l’intégralité du tableau est également essentielle à la qualité des spectres collectés. Structures non uniforme vous fera découvrir des artefacts.

    Diffusion et inévitable absorption créer des objets dans une mesure aqueuse. Le rapport signal sur bruit global est aussi perturbé par la présence de la solution aqueuse. Dans le cas où il y a plusieurs bandes appropriés dont les déplacements peuvent être surveillés pour biodétection, les points suivants doivent être considérés. Sub 600 nm longueur d’onde, le spectre de transmission observée est nettement affecté par l’absorption de protéines et de la diffusion de particules. En revanche, à l’aide de longueurs d’onde supérieure à 900 nm pourrait créer une confusion en dissimulant les signaux sous-jacentes importantes émanant des liaison des événements, comme dans cette région, l’absorption de l’eau augmente avec la longueur d’onde. Pour la détection des analytes dans un environnement aqueux, donc, bande II est idéalement situé en termes de longueur d’onde. Une petite déviation dans la mesure de la position de la bande a pu être observée. Cela est dû à la taille du capteur grand. Alors que le grand capteur finit par se traduit par des temps d’acquisition plus courts car chacun des pixels détection maintenant voir un plus grand que d’habitude flux de photons, son impact aussi négativement sur bruit. En effet, si la collection signal n’est pas effectuée correctement et le conditionnement de données ne conçus pas optimale, vous pouvez observer beaucoup de bruit. En faisant la moyenne, le signal recueilli plus de 100 cadres15, le niveau de bruit peut être réduit. Bien qu’il existe d’autres façons de produire des signaux LSPR, particulièrement de nanoparticules d’or16, le tableau de nanohole est beaucoup plus réaliste pour mettre en œuvre dans un format portable avec microfluidique. L’ensemble du dispositif peut être utilisé pour des applications de POC en raison de la facilité d’automatisation de l’ensemble du processus et de la possibilité de régénérer la surface sensible.

    Ce protocole expérimental a été conçu pour minimiser les erreurs expérimentales en utilisant le mode de transmission au lieu de réflectance. Cela réduit les objets possibles de l’angle de l’incidence des changements. Il est également important de souligner le caractère critique de l’étape 3.4, lorsque l’anticorps est réticulé à la surface du capteur. Il est essentiel de préserver la réactivité des sulfo-NHS et EDC. Il a été constaté aussi que le passage du NHS à sulfo-NHS a été critique pour améliorer la stabilité. Si les échantillons doivent être réutilisés, conservation dans l’azote liquide est recommandé. La plate-forme technologique qui est montrée ici peut servir à surveiller les autres biomarqueurs cliniques, avec modification de surface appropriée.

    Jusqu’ici, la pénétration des capteurs LSPR a été restreinte par les limites de la capacité à créer des surfaces sensibles sur de grandes superficies avec une reproductibilité semblable à celui de l’industrie des semi-conducteurs. Grandes surfaces de détection peuvent être facilement interfacés avec optique standard et rentable. Précision dans le processus de fabrication réduirait également la variance de la puce-à-puce, un goulot d’étranglement critique dans l’amélioration de la fiabilité des mesures, ce qui est essentiel en milieu clinique. Dans le cadre d’un dispositif médical, où les mesures en série sont requises, la reproductibilité de la régénération de surface est également cruciale. Il a également été démontré que le protocole optimal pour régénérer la surface sensible peut être créé en une plate-forme disponible dans le commerce de la SPR et ensuite avec succès traduit dans le tableau nanohole. L’efficacité de la régénération peut être facilement calculée pour le tableau de nanohole, et l’adéquation de la surface de régénération pour des mesures répétées peut être évaluée. À établir des protocoles de modification et de régénération de chimie de surface robuste, capteurs LSPR peuvent être une plateforme simple mais sensible pour la détection en temps réel bioanalyte. Il est facile de prévoir son impact significatif sur les soins aux patients. Il est à noter que la sensibilité absolue du capteur ne peut égaler les tests plus avancés par ELISA. Certaines stratégies d’amplification doivent être conçus pour augmenter la sensibilité. Même dans sa forme actuelle, cette technologie représente une amélioration significative par rapport aux protocoles LSPR nanoimprinted établie, car elle définit une nouvelle limite inférieure de détection exempte d’étiquette d’un biomarqueur cardiovasculaire utilisant une base de transmission optique programme d’installation. La technologie évolue vers la mise en œuvre de la surveillance en temps réel de différents biomarqueurs cliniquement importants. Nouvelles améliorations dans l’acquisition de données (par exemple, les détecteurs avec une meilleure résolution) et traitement du signal ultérieure pourraient aider capteurs LSPR atteindre cet objectif.

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    Disclosures

    Les auteurs n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

    Acknowledgments

    AP reconnaît l’appui du Prof T Venkatesan, directeur, NUS Nanoscience et nanotechnologie Initiative et Cabinet du président adjoint (Université nationale de Singapour) (R-398-000-084-646). CLD reconnaît l’appui de la Singapour Ministère de santé National Medical Research Council sous ses clinicien chercheur régime de financement, la NMRC/CSA/035/2012 et l’Université nationale de Singapour. Les bailleurs de fonds n’avaient aucun rôle dans la conception de l’étude, la collecte de données et analyse, décision de publier ou préparation du manuscrit.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Electron Beam Lithography setup Elionix ELS 700
    o-Xylene Sigma Aldrich 95662
    EB resist Sumitomo NEB-22A2
    Developer reagent Shipley Company Microposit MF 321
    Electroplating machine Technotrans AG RD 50
    Photoresist stripper  Rohm and Haas Electronic Materials LLC Microposit Remover 1165
    Etching System Trion Phantom
    Heptadecafluoro-1,1,2,2-tetrahydrodecyl)trichlorosilane  Gelest (PA, USA) 78560-44-8
    SAM coater  Sorona Inc. AVC 150M
    Photo-curable NIL resist micro resist technology GmbH mr-UVCur21-300nm
    Light Curing System Dymax  Model 2000 Flood
    E-beam deposition machine Denton Explorer
    UV-visible spectrometer  Ocean optic HR2000+ (Dunedin, FL, USA)
    Standard refractive index liquids  Cargill Inc (Cedar Grove, USA) 18032
    Plotting software Origin Origin Pro 9
    10-carboxy-1-decanethiol  Dojindo Laboratories (Japan) C385-10
    1-octanethiol  Sigma-Aldrich, MO, USA 471386
    Sulfo-N-hydroxysuccinimide and 1-ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl) carbodiimide  BioRad (CA, USA) 1762410
    Anti-troponin antibody 560 Hytest (Finland) 4T21
    Ethanolamine-HCl solution BioRad (CA, USA) 1762450
    Surface Plasmon Resonance setup BioRad XPR36 (Haifa, Israel)
    Multiplexed SPR chip BioRad GLC
    Human cTnI standard Phoenix Pharmaceuticals EK -311-05
    Glycine-HCl BioRad (CA, USA) 1762221

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    References

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