Membran nanotüpler dev Unilamellar veziküller çekerek

* These authors contributed equally
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Çoğu protein hücredeki hissediyorum ve membran eğriliği neden. Membran nanotüpler lipid veziküller eğri membranlar içinde vitroetkileşim proteinler veya herhangi bir eğrilik aktif molekül çalışmaya üzerinden çekmek için bir yöntem açıklanmaktadır.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Prévost, C., Tsai, F. C., Bassereau, P., Simunovic, M. Pulling Membrane Nanotubes from Giant Unilamellar Vesicles. J. Vis. Exp. (130), e56086, doi:10.3791/56086 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Hücre membran yeniden şekillendirilmesi endositoz, kaçakçılık, filopodia, vboluşumu gibi birçok hücresel olayların ayrılmaz bir parçasıdır. Birçok farklı protein hissediyorum veya membran eğriliği ikna yeteneği nedeniyle eğri membranlar ile ilişkilendirin. Genellikle, bu onları hücreye kantitatif çalışmaya çok karmaşık hale proteinler çok sayıda ayrışmasını gerektirir. Biz bir eğri membran vitro, yeniden oluşturmak için bir protokol endositik boyun gibi kavisli bir hücresel yapısı taklit tanımlamak. Bir dev unilamellar vezikül (Şef) olan iç basınç ve yüzey gerilimi micropipette aspirasyon ile kontrol edilir bir hücre zarı modeli olarak kullanılır. Optik cımbız kullanarak Şef bir nokta çekerek güç uygulayarak Nanotüpün düz bir membran bağlı yüksek kavisi oluşturur. Bu yöntem, lipid membranlar, sertlik bükme gibi temel mekanik özelliği ölçmenin geleneksel olarak kullanılmıştır. Son yıllarda, proteinler membran eğriliği ve onlar şekli ve membranları mekanik etkiler yolu ile nasıl etkileşim kurduğu eğitim için genişletilmiştir. Embriyolardan, mikroenjeksiyon, optik cımbız ve confocal mikroskobu birleştiren bir sistem aynı anda ölçüm membran eğriliği, membran gerginlik ve proteinler, yüzey yoğunluğu sağlar. Bu ölçümler protein-membran sisteminin birçok önemli mekanik ve morfolojik özelliklerini anlaşılmaktadır olabilir. Buna ek olarak, biz fizyolojik tuz konsantrasyonu ve proteinler membran üzerinden Floresans yoğunluklarda etiketli proteinler ve yağlar üzerinde yüzey yoğunluğu miktarının bir yöntem GUVs oluşturma iletişim kuralı düzenleyin.

Introduction

Kaçakçılığı, endositoz, filopodia, enfeksiyon, vb, oluşumu gibi birçok hücresel süreçler hücre zarları1,2şeklinde dramatik bir değişim eşlik eder. Hücre içinde bir dizi proteinler membran için bağlama ve onların şekil değiştirerek bu işlemlerde katılmak. Özünde etki alanı3,4,5,6,7BAR kavisli bir özellik içeren depo gözü/Amphiphysin/Rvs (BAR) protein ailesi üyeleri en önemli örneklerdir. Tipik olarak, onlar BAR etki alanı yüzeye ve birçok durumda, aynı zamanda derin bilayer amfipatik sarmal ekleme kalarak tarafından membran ile etkileşim. Şekli, boyutu ve şarj amfipatik sarmal sayısı ile birlikte BAR etki alanının belirler: (1) membran eğriliği yönünü (Yani, invaginations ya da çıkıntılar neden) ve (2) membran büyüklüğü eğrilik5,8. Belirtmek gerekirse burada dışbükey tarafı eğri membran, Yani, çıkıntı etkileşen parçacık doğru ve negatif olarak aksi takdirde olumlu eğriliği tanımlanır. Ayrıca, membran üzerindeki etkileri fiziksel parametreleri bir dizi bağlıdır protein BAR nicel çalışmalar ortaya: yüzey proteinleri, membran gerginlik ve membran şekli (düz karşı borulu karşı küresel yoğunluğu şekil)7. Bu parametreler protein BAR bağlı olabilir: (1) hareket sensörleri membran kavisi, (2) membranlar viraj veya (3) neden membran scission7.

Bileşenleri membran hücre, endositoz gibi olayları niceliksel yönlerini eğitim yeniden şekillendirilmesi olarak yer sayısının çokluğu nedeniyle vivo içinde son derece zordur. Vitro sulandırma eğri membranlar hücrenin taklit eden en az bileşenlerinin nasıl membran eğri proteinlerin faaliyet mekanik bir anlayış kazanmak için sağlar. Bu makalede membran nanotüp vitro Embriyolardan, confocal mikroskobu ve optik cımbız kullanarak yeniden oluşturmak için bir iletişim kuralı. Yaklaşım, proteinler, lipidler veya küçük moleküller eğri membranlar ile etkileşimini nicel bir şekilde çalışmak için kullanılabilir. Lipid GUVs olan eğrilik etkileşen moleküllerin membran eğri boyuta göre önemsiz bir hücre membran modelleri olarak kullanılır. Onlar hangi veziküller lipid film nemlendirici ve GUVs bir alternatif akım (AC)10altında şişlik tarafından kurulan electroformation yöntemi9 kullanılarak hazırlanır. En yaygın yüzeyler üzerinde GUVs yetiştirilen indiyum kalay oksit (ITO) ile kaplı ya da yarı iletken tabaklara veya Platin (Pt-telleri)11teller. Bu yöntem tuzları arabellek12huzurunda GUVs yapımında alternatif daha iyi çalışması için gösterildiği gibi Bu eser, GUVs Pt-telleri üzerinde yetiştirilmektedir. Electroformation Protokolü burada onu çoğaltmak yeterince ayrıntılı bir biçimde anlatılan rağmen biz okuyucu içinde ayrıntı13,14' GUVs yapma ve diğer benzer yöntemleri tarif edilmiştir önceki makalelerine bakın. Bizim ellerde electroformation Pt-telleri üzerinde başarıyla GUVs sentetik yağlar karışımı veya doğal lipid ~ 100 mM NaCl içeren bir arabellek özler vermiştir. Ayrıca, büyüme sırasında proteinler GUVs içinde kapsüllemek mümkündü. Bir örnek electroformation odası şekil 1A' gösterilir; iki ~ 10 cm uzunluğunda Pt-tel her iki cam coverslips ile mühürlenmiş politetrafloroetilin (PTFE) yapılmış bir tutucu eklenen oluşur ~ 1-2 cm arayla (şekil 1A).

Figure 1
Şekil 1: deneysel Kur. (A) Şef electroformation odası ile elektrik konektörleri Pt-telleri için bağlı. (B) sol: mikroskop gösterilen deneysel sistem objektif ve iki MİKROPİPETLER (sol ve sağ) yukarıda deneysel odası için micromanipulators bağlı ve tüp çekerek ve protein için deneysel odasına eklenmiş enjeksiyon. Sağ: deneysel odası yakından görmek aspirasyon ve eklenen enjeksiyon MİKROPİPETLER gösterilen amaç monte. (C) A tenkıye arka tarafında bir micropipette takılan ince bir dağıtıcı ile donatılmıştır. Alt micropipette özetleyen mavi noktalı çizgi ile micropipette içinde dağıtıcı yakın çekim görülmektedir. Bu sistem micropipette kazein cam yüzey passivate ve mineral gerektiğinde yağ ile doldurun yedeklenmeyeceğini doldurmak için kullanılır. (D) A sistem protein çözüm miktarlarda µL Aspire eskiden. İğne bir şırınga ve iğne micropipette bağlı boru bağlıdır. Micropipette ipucu dikkatle protein çözüm içine dalmış ve çok micropipette ipucu doldurmak için Aspire. Micropipette sonra geri mineral panel C. gösterilen sistem kullanarak yağ ile dolu Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.

RADIUS 7 arasında değişen membran Nanotüpün nm için birkaç yüz nm, bir şef bir dış kuvvet tarafından çıkardı. Bu yöntem ilk hücre zarlarında ve veziküller, bükme sertlik15,16gibi elastik özelliklerini ölçmek için tasarlanmıştır. En son eserlerinde yöntemi proteinler çekti nanotüp7,17yakınındaki microinjecting tarafından proteinler arasındaki etkileşimin eğri membranlar ile çalışmaya uzatıldı. Diğer yöntemlerle proteinler membran eğri eğitimi için geliştirilmiştir. Bir yöntem, proteinler farklı ölçekli lipozomlar passivated yüzeye hayvan zinciri ile inkübe. Confocal mikroskobu protein bağlayıcı eğriliği kaynaklı sıralama18,19belirtebilirsiniz lipozom çapı bir fonksiyonu olarak ölçmek için kullanılır. Başka bir yöntem, protein kendiliğinden tübüllerin20,21ikna etmek için yeteneklerini ölçmek için bir mikro-Aspire Şef enjekte edilir. Bu protokol için açıklanan yöntemi nerede çoğu proteinler genellikle ön şekillendirilmesi membran nanotüpler kargo içeren membran invagination ile bağlanma karşılaşma membran eğri proteinler endositoz içinde yer alan eğitim için benzersiz olarak uygundur temel düz plazma zarı. Ayrıca, Bu yöntemde farklı olarak tahlil ile gergin küçük lipozomlar, membran nanotüp sürekli membran için bağlı; Bu nedenle, Şef, beklenen durum içinde vivoile mekanik denge bulunmaktadır. Bu nedenle, temel membran fizik uygular ve mekanik özellikleri bir bolluk bizim ölçümleri22,23,24algılayın.

Bu yöntem tam uygulanması için gerekli ekipman confocal mikroskop, optik cımbız ve su deposu (şekil 1B) bağlı bir veya iki MİKROPİPETLER içerir. Üçü bir araya getirerek, aynı anda ölçmek membran gerginlik, membran eğriliği, proteinlerin yüzey yoğunluğu ve kuvvet25tüp mümkündür. Micropipette aspirasyon esastır ve kolayca içine aspirasyon basınç26hidrostatik basınç kontrol eden bir su deposu için bağlı bir tutucu bir cam micropipette ekleyerek oluşturulur. Micropipette ve tutucu bir micromanipulator tarafından ve ideal olarak, bir yönde bir piezo-aktüatör hassas hareket için tarafından kontrol edilir. Nanotüpün çekeceğim, Şef microaspirated kısa bir süre uzakta Nanotüpün oluşturma sonra çekti bir mikron büyüklüğünde boncuk için sıkıştı. Bu uygulama, boncuk bir yayımlanmış protokolü27takip ederek inşa optik cımbız tarafından düzenlenmektedir. Bu doğru kuvvet ölçümleri rağmen pahasına optik cımbız ve çekme nanotüpler farklı şekillerde dağıtmak mümkündür. Bir optik tuzak kurmak çok zor olması veya kuvvet ölçümleri bir sadece proteinler tercih için eğri membranlar, kontrol istiyorsa gerekli değil, gibi bir tüp ikinci bir micropipette28ucunda Aspire bir boncuk kullanarak çekilebilir. Yerçekimi kuvveti29 kullanarak tüpler çekme veya30,31akışı mümkündür. Ayrıca, confocal mikroskobu da önemli değil; Ancak, bu yüzden proteinler yüzey yoğunluğunu ölçmek için tercih edilir. Ayrıca nanotüp RADIUS floresan yoğunluğu lipidler tüp, böylece bağımsız olarak membran kuvvet ve gerginlik üzerinden ölçüm sağlar. Bu miktarları arasındaki ilişkiyi proteinler membran yapıştırılır25varlığı nedeniyle köklü denklemleri sapma üzerinden Floresan Tüp RADIUS çıkarım özellikle önemlidir. Tüp eğriliği ölçmek mümkün olmayacak gibi önemlisi, bir optik tuzak ve confocal mikroskobu dağıtmak değil.

Bu protokol için açıklanan yöntemi eğrilik kaynaklı çeşitli periferik membran proteinlerinin nanotüpler, çoğunlukla bu BAR aile25,32,33,34 üzerinde sıralanması eğitim için kullanılan . Bu aynı zamanda KvAP üzerinde zenginleştirilmiş conically şekilli transmembran potasyum kanal proteinler35gibi BAR aynı şekilde nanotüpler kavisli gösterilmiştir. Proteinler GUVs içinde kapsüllemek için yöntemini optimize ederek, proteinler arasındaki etkileşimin negatif eğriliği ile son zamanlarda iyi36araştırmış. Ayrıca, bu yöntem protein iskele25,37 oluşumu aydınlatmak için ve her iki satır gerginlik38, protein dynamin39, veya BAR membran scission mekanizması çalışmaya kullanılmıştır proteinler40,41. Ek olarak proteinler, küçük moleküllerin veya iyonların eğriliği de tetikleyebilir. Bu yöntemi kullanarak, kalsiyum iyonları pozitif eğriliği tuzsuz koşulları42altında ikna etmek için gösterilmiştir. İlginçtir, aynı zamanda lipidler bir demixing noktası43,44olan sadece besteleri rağmen için sıralama, eğrilik geçirmek için gösterilmiştir. Toplum olarak, yöntem araştırmacılar nasıl ya integral membran bileşenler (örneğin, lipitler veya transmembran proteinler) soruşturma baktılar tarafından kullanılabilir veya periferik molekülleri bağlama (ya içinde veya dışında GUVs) ile etkileşim cylindrically eğri membranlar, mekanik ve nicel Puan bakış. Ayrıca22,23,45membran kendisi mekanik özelliklerini ölçme ilgilenenler için amaçlanmıştır.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. GUVs Electroformation Pt-telleri üzerinde tarafından hazırlanması

  1. Electroformation odası temiz (bkz: giriş ve şekil 1A) ve Pt-tuz silsin için telleri ile etanol veya lipidler silsin için aseton gibi organik bir çözücü ve su ile.
    Not: Biz iyice uzağa kalıntı etanol bulanmış doku ile silinerek sonra aseton, etanol, o zaman su, her biri için 5 dk sonicating öneririz.
  2. 1 mg/mL kloroform bir istenen lipid bileşimi lipid karışımı hazırlar. Mix içermelidir ~ % 0.05 molar bir lipid kısmını Birleşik biotin ile (örneğin, 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000]) ve ~ % 0.5 molar bir lipid kısmını Birleşik bir fluorophore () ile örneğin, BODIPY-TR-C5-ceramide).
    Not: deneyim, daha--dan %30 içeren bir yüksek verim GUVs üretmek zor lipidler ücret.
    Dikkat: Kloroform uygun eldiven giymiş bir kimyasal başlık içinde ele alınmalıdır.
  3. Pt-telleri bir çift electroformation odanın içine yerleştirin. Damla tarafından ayrılmış lipid mix Pt-telleri üzerine havale ~ 2-3 mm (Toplam ~ 4 µL Mix).
  4. Teller, oda sıcaklığında 30-60 dk için vakum altında kuru.
  5. Alt odasının coverslip silikon gres kullanarak odası üzerinde kalarak tarafından mühür. Odası NaCl, sukroz ve bir arabelleğe alma Aracısı (örneğin, 70 mM NaCl, 100 mM sukroz ve 10 mM Tris, pH 7,4) içeren tamponlu bir çözüm ile doldurun. Bu orta GUVs deneyinde içinde olacak. Bu orta Osmolarite içinde deneysel orta Osmolarite maç esastır ~ % 10. Sükroz Osmolarite ayarlamak için kullanın. Eğer amaç onları GUVs içinde kapsüllemek için belgili tanımlık eriyik vasıl istenen bir konsantrasyon proteinler ekleyin.
    Dikkat: Çeşitli tuzlar ve şeker arabellek bükme sertlik ve membranlar24,42,46,47spontan eğriliği etkileyebilir.
  6. Odasının üst silikon gres odası içindeki en düşük hava sağlanması ile bir coverslip kalarak tarafından mühür. Pt-telleri 500 Hz ve 280 aracılığıyla bir sinüs AC akım uygulamak mV.
    Not: Büyüme zaman ve sıcaklık lipid kompozisyon ve protein duyarlılığını bağlı olarak optimize edilmiş olması gerekir. Doğal lipid özleri, kullanırken ve aynı zamanda GUVs proteinleri Kapsüllenen zaman, en iyi verim GUVs 4 ° C'de geceleme büyüyen elde edildi. Proteinlerin ve sentetik lipit kompozisyonları, büyüme için oda sıcaklığında için yokluğunda ~ 2s yeterli.

2. deneysel odası ve MİKROPİPETLER hazırlanması

  1. MİKROPİPETLER hazırlamak için bir cam kılcal bir pipet çektirmenin kullanarak çekin. Bu bir cam kılcal sırasıyla, 0.7 mm ve 1 mm, iç ve dış yarıçapı ile kullanmak için önerilmektedir. Böylece onun iç çapı 5-sonra micropipette ucu rafine bir microforge kullanarak 7 µm. Proteinler veya diğer molekülleri denemede enjekte, başka bir micropipette çekin ve ucu iç çapı 8-15 µm için rafine.
  2. Şekil 1' de gösterildiği gibi iki dikdörtgen mikroskopi coverslips metalik bir temel üzerine yerleştirerek bir deneysel odası inşa. Coverslips tarafından ayrılmalıdır ~ 1 mm. Odası açıklıklar (bkz. şekil 1) uzun kenarları boyunca olmalıdır. Açık tarafı micropipette ucu nereye belgili tanımlık uç en az odanın ortasına ulaşmak gerekir büyüklükte olmalı.
  3. Kimin Osmolarite fazla % 10 oranında GUVs büyümek için kullanılan arabellek üzerinden farklı değil deneysel arabellek hazırlayın. OSMOLARİTE glikoz ile ayarlayın. 100 ile Tris pH 7.4 arabelleğe mM NaCl, 40 mM glikoz, endophilin etkileşim nanotüpler eğitim içinde kullanılan deneysel bir arabellek bir örnektir. Sükroz içinde bir arada / glikoz dışında sağlar: (a) yeterli faz kontrast parlak alan mikroskobu ve onları odası dibinde yerleşmek neden olur (b) daha yüksek yoğunluk GUVs içinde GUVs gözlemlemek için. Tuz konsantrasyonu deneysel şartlarına göre ayarlayın.
    Not: bizim deneyim, membran'ın mekanik özellikleri etkileyen yanı sıra yüksek glikoz konsantrasyonu (> 300 mM) olumsuz streptavidin-biotin tahvil, Nanotüpün çekmek için gerekli etkiler. Ayrıca, çok az tuz streptavidin-biotin Tahvil engeller, iken, çok yüksek bir konsantrasyon protein-membran etkileşimleri ekranlar. Protein kapsülleme, çok yüksek tuz konsantrasyonu dış arabellekte kullanarak durumunda (örneğin, > 200 mM NaCl) bir numara dış broşür36protein ayırmak için kullanılabilir. Tuz konsantrasyonu faiz molekülünün en iyi bağlama koşullarını bulmak için bir dizi deney gereklidir.
  4. 30-60 dk GUVs deneme için toplama önce cam yüzeyler (deneysel arabellekte çözünmüşörneğin,) bir son derece saf β-kazein, 5 mg/mL solüsyon ile deneysel odası ve aspirasyon micropipette doldurarak passivate. Β-kazein onları patlamaya neden olacak bir koruyucu tabaka GUVs güçlü, uygun önleme cam yüzeylerde oluşturur. β-kazein 30-60 dk ile kuluçkaya.
    Not: Hiçbir kabarcıklar membran gerilim kontrol ile müdahale micropipette içinde olmalıdır.
    1. Bir dağıtıcı MİKROPİPETLER doldurmak için oluşturmak için bir şırınga iğnesi plastik konnektör yakın kırmak ve içine ince silis kılcal (örneğin, sıvı Kromatografi için) tutkal (şekil 1 c).
  5. Kuluçka β-kazein ile sırasında mikroskobunun odası dağ ve o hedefi merkez. Uzun kenarı boyunca delikten aspirasyon micropipette ucunu takın ve belgili tanımlık uç üstünde mikroskop objektif getirmek. Aspirasyon basınç (herhangi bir ağır akışı içinde ya da mikroskop altında görülebilir pipet dışında olmalıdır) sıfıra yakın olması için su tankı düzeyini ayarlayın.
  6. Proteinler veya diğer molekülleri deneme sırasında enjekte diye, enjeksiyon micropipette istenen molekül ile çözünmüş seçim, bir konsantrasyon, deneysel arabellekte dolgu mount bir micromanipulator içinde micropipette ve deneysel odası karşı tarafında ekleyin.
    1. Proteinlerin en az miktarda kullanmak için sadece micropipette ipucu aspirasyon tarafından protein ile doldurun. Bunu yapmak için bir şırınga plastik boru ile bağlı bir iğne sonuna şal. Tüp enjeksiyon micropipette arkasına takın.
    2. Çok dikkatli bir şekilde micropipette ucu protein çözüm içine sokmak ve bu micropipette ucu doldurmak için Aspire edin.
      Not: Bu basit kurulum gösterilir şekil 1 d ve, bizim deneyim, protein çözüm kadar az birkaç µL alıyorum sağlar.
    3. Protein çözüm ve ( şekil 1 ciçinde Kurulumu kullanarak) su deposu su karıştırma önlemek için enjeksiyon micropipette mineral yağ ile kalan tamamlanmıyor.
    4. Hava kabarcıkları enjeksiyon pipet tanıtmak değil kararsız enjeksiyon basıncı neden gibi ilgilen. Protein miktarı yeterli ise, alternatif olarak, micropipette proteinler ile doldurma β-kazein ile aynı şekilde 2.4. adımda anlatıldığı gibi doldurun. Enjeksiyon pipet aspirasyon basıncı en aza indirmek için su tankı düzeyini ayarlayın.
      Not: Enjekte molekül veya iyon nanotüp yakınındaki konsantrasyonu nedeniyle seyreltme daha düşük olacak ve pipet çıkış42mesafeden bir fonksiyonu olarak floresan yoğunluğu azalma ölçerek tahmin edilebilir. (Bkz: Bölüm 4) tam olarak ölçülebilir enjekte molekül bilayer-bağlı yoğunluğu bilmek ancak daha önemlidir.
  7. Kuluçka β-kazein ile sonra çözüm odasından kaldırın ve deneysel arabellek ile birkaç defa durulayın. Deneysel arabellek ile doldurun.
  8. GUVs electroformation durdurmak ve onları doğrudan Pt-teller toplamak. Şef çözüm birkaç µL deneysel odasına ekleyin. Taze GUVs hazırlanan kullanabilmeniz gerekir.
  9. Birkaç µL streptavidin kaplı boncuk boncuk 0.1 x 10−3% (w/v) veya daha az etrafında odasında son bir konsantrasyon deneysel odasına ekleyin. Polistren boncuk ~ 3 µm çapında önerilir (su geçirmezlik boncuklar var optik tuzak saçılma yürürlükte göre degrade gücü en üst düzeye çıkarma konusunda yakınındaki optimum Kırılma indisi kontrast). Boncuk toplama dayalı deneme olarak ayarlanabilir: çok düşük konsantrasyon odasında bulmaya zorlaştırır ve çok yüksek bir konsantrasyon birden fazla boncuk optik cımbız düşme riski çalışır.

3. çekerek membran Nanotüpün bir şef

  1. GUVs izin ve boncuk odası altına yerleşmek. Biraz izin vererek GUVs havasını boşaltmak deneysel arabellek buharlaşır, için yaklaşık ~ 15 dk. GUVs dönmeye micropipette ile Aspire biraz fazla alan üretmek için esastır. GUVs gözle görülür dalgalanmaya (örneğin, disket görünür) ışık mikroskop altında. Onlar gergin görünüyorsa, buharlaşma zaman tanıyın.
    Not: Osmolarite değişim oranı bağlıdır buharlaşma yüzey alanı, sıcaklık, vbve yakından takip edilmelidir. Prensip olarak, Osmolarite fark baştan Sükroz/glikoz konsantrasyonu ayarlayarak ayarlamak, ancak, bir ozmotik şok değil ikna etmek için özen gösterilmelidir.
  2. Bir disket Şef bulmak ve pipet Aspire edin. Aspirasyon dil (membran pipet içinde parçası) uzunluğu pipet RADIUS ilgili15,16,22,23 (olmak teorik analizi için daha büyük veya eşit olmalıdır Şekil 2). Birkaç GUVs deneyin. GUVs hiçbiri yeterince uzun bir dil üretmek için Aspire, birkaç dakika daha bekleyin. GUVs yeterince disket varsa, sonraki adıma geçin.
  3. Odası ile madeni yağ daha fazla arabellek buharlaşma önlemek için mühür. Bunu dikkatlice deneysel odası açık kenarları boyunca petrol pipetting tarafından.
  4. Aspirasyon basınç sıfır konumunu ayarlamak için ilk olarak, bir boncuk odasında arayın ve aspirasyon pipet çıkış boncuk yakınında konumlandırın. Boncuk sucked de aspirasyon pipet tarafından üflenir su deposu yüksekliğini ayarlayın. Her ne kadar buharlaşma ve bu nedenle daha fazla basınç değişiklikleri odası içinde mineral yağ engeller, aspirasyon basınç her Şef ölçme önce sıfır.
  5. Bir şef bulmak ve bu Aspire edin. Micropipette yukarı ve dışarı odak (odası hareket ettiğinde nerede bu pipet dışarı kesme stres tarafından çekilmiş Şef yüzey uzak tutmak için) taşımak.
  6. Bir boncuk için dikkatle odası hareket ettirerek bak. Ani bir hareket Şef e çıkartabilirsiniz. Optik cımbız bir mesafe ile tuzağa ~ 20 µm odası alt uzak. Bölgenin ilgi başka bir boncuk veya görünürde membranlar ile temiz olduğundan emin olun. Boncuk dışında optik cımbız düşen bir şey ölçüm bozabilir olacaktır.
  7. Şef e geri optik tuzak (Şekil 2) ile uyumlu micropipette ile boncuk uzakta ve odak haline getir.
  8. Boncuk (kuvvet ölçümleri için gerekli) denge konumu ölçmek 1-2 min için hareket kaydetmek.
  9. Bu yüzden membran gerginliği azaltmak için Şef e kaybetmeden micropipette mümkün olduğu kadar içinde basıncı azaltmak. Dikkatle için boncuk streptavidin-biotin bağlar, kurulması biraz etrafında ile temas Şef e getirin sonra yavaşça çekin Nanotüpün oluşturma geri. Şef boncuk uzak ya da doğru hareket ile en az optik cımbız boncuk bozmaya bir piezo aktüatör ideal olarak yapılmalıdır.
    Not: nanotüp formu değil, bu zavallı streptavidin kaplama boncuk, Şef, glikoz deneysel arabellek veya membran tuz veya aşırı konsantrasyon yetersiz konsantrasyon biotinylated lipidler yetersiz miktarda nedeniyle olabilir Şef gerilim çok yüksek48gösteriyor.
  10. Bu yüzden aspirasyon dilini yeniden aspirasyon basınç artışı. Aspirasyon pipet ve sonuna kadar tüp (Şekil 2) odaklanmak eksenindeki yalan için tüp hizalayın.
  11. Şef Ekvator ve tüp odakta olduğundan emin olun. Birkaç dakika için parlak alan mikroskobu Boncukla hareketinin kayıt (kamera satın alma hızı 30 Hz burada). Yüksekliği, h, su deposu sıfır konumu ile ilgili olarak kaydedin. Sisteminin (Şekil 2) bir kaç confocal görüntülerini almak.
  12. Farklı aspirasyon baskılar, örtülü olarak membran gerginlikler, önceki adımı yineleyin. Tipik gerginlik aralıktır 0,015 – 0,2 ile bir adım büyüklük-in çevrede 0,02 mN/m/m, mN.
  13. Proteinler veya molekül sistem yakınındaki enjekte optik tuzağına boncuk değil üzgün emin nanotüp yakınındaki enjeksiyon micropipette getir. Yavaşça bir basınçta enjekte 1 – 2 baba.
  14. Protein bağlayıcı (floresan yoğunluğu Şef üzerinde sabit kalan membran üzerinde enjekte protein) equilibrated sonra step-wise ölçümleri çıplak membran gibi (Adım 3.11 ve 3.12) ile yineleyin.
    Not: bu yana ölçümleri proteinler sabit basınçta Şef e yakın enjekte ederken gerçekleştirilir, toplu konsantrasyonu protein Şef kabaca değişmeden kalır; Böylece, protein desorpsiyon ölçüm sırasında ihmal edilebilir olmalıdır.
    1. Alternatif olarak, bir sürekli protein toplu konsantrasyon sağlamak için tüp çekme deneyleri gerçekleştirmeden önce GUVs proteinleri birlikte kuluçkaya mümkündür. Verilen bu proteinler tüp ve Şef göreli membran kısmını ölçülür, proteinler teslim edilir şekilde eğriliği sıralama hesaplama etkilemez (Bölüm 4 bakınız).

Figure 2
Şekil 2: deney tüpü çekerek. (A)şemaları deneme. Bu iletişim kuralı açıklandığı gibi çekti bir tüp (B) A confocal görüntüsü. Ölçek çubuğu 2 µm. = Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.

4. ölçümleri ve veri analizi

  1. Membran gerilim ölçme
    1. Her adımda sürekli aspirasyon basınç için hidrostatik basınç Hesapla:
      ΔP pgh =
      p su yoğunluğu, g yerçekimi ivmesi ve h adım 3.11 su tankından yüksekliğini nerede.
    2. Confocal görüntülerden, Şef, rŞef, yarıçap ve aspirasyon pipet, rPIP (Resim 2) RADIUS ölçmek.
    3. Membran gerginlik, σ, Laplace denklemi49kullanarak hesaplar:
      Equation 1
  2. Membran güç ölçme
    1. Optik cımbız, k, sertliği birkaç ayarlama yöntemleri27birini kullanarak belirleyin. Bu kurulum, ölçü k viskoz kullanarak yöntemi27sürükleyin.
    2. Boncuk, 0,denge konumunu tüp (Adım 3.8) çekerek önce bir ölçüm üzerinden ortalama olarak hesaplayın.
    3. Her sabit gerilim ölçümü için denge membran Kuvvetleri, F, ' Hooke'un Kanunu Hesapla:
      F = k(bir - bir0)
      Burada bir ortalama boncuk bu ölçüm sırasında konumudur.
  3. Ölçüm tüp RADIUS
    1. Çıplak membran (hiçbir ekledi membran eğri moleküller) söz konusu olduğunda, güç olarak gelen tüp yarıçapı, R, Hesapla:
      R F/(4πσ) =
      (22,23başvuruyor).
    2. Tüp RADIUS bağımsız olarak adım 4.3.1 ve huzurunda moleküllerin membran eğri ölçmek için ilk, lipid floresan yoğunluğu benküvet, tüp uzunluğu boyunca ve Şef kontur, benŞefboyunca yazmak. Bir fluorophore içinde veya membran için sınır ortalama Floresans yoğunluğunu bir tüp veya Şef kontur parlak çizgi boyunca ortalama bir yoğunluk olarak ölçmek. Şef kontur veya tüp yatay bir bölümünü içeren bir dikdörtgen kutu seçin ve floresan yoğunluklarda kutusunda Yatay her satırın toplamı hesaplayın.
      1. Her toplam piksel yatay çizginin (Yani, kutusunu genişlik) sayıya bölme. Seçilen kutu diğer membran mevcut olmalıdır unutmayın. Seçilen kutu uzunluğu boyunca floresan yoğunluğu profil elde edilir.
      2. Arka plan yoğunluğu çıkarılarak sonra ortalama piksel floresan yoğunluğu en parlak satırından alın. Tüp RADIUS Floresan Tüp ve Şef kontur boyunca oranını doğrusal olarak ilişkilidir:
        R Kküvetküvetben= /benŞef
        nerede Kküvet bir kalibrasyon faktörü25' tir.
        Not: Bu yöntem (tüp içinde bir confocal Voksel genişliği yalan söylemek dar olduğunda) 10-80 nm aralığında tüp RADIUS ölçmek için kullanılabilir ve 80 nm ve yüksek aralığı biraz daha büyük bir belirsizlik ile. Ölçüm hassasiyeti ayarlarına bağlıdır.
    3. Kküvet adım 4.3.1 ve 4.3.2 doldurulmamış lipidler kullanarak basit membran kompozisyon üzerinde bağımsız RADIUS ölçümler gerçekleştirerek belirlemek. Böyle basit membran kompozisyon yarıçapı ve kuvvet 4.3.1 adımda verilen basit ilişki sahip olabilirsiniz. Birkaç kez denemeyi tekrarlamak ve R benküvetkarşı kuvvet (Adım 4.3.1) üzerinden sonuca vardım, arsa /benŞef (Adım 4.3.2). Kküvet uygun üzerinden hesaplamak. Bu kurulum, Kküvet içinde 200 = ± 50 nm kullanarak yumurta L-α-phosphatidylcholine (yumurta-PC) membran ve floresan bir lipid kimin floresan en az polarizasyon25üzerinde bağlıdır.
      Not: Kküvet onların farklı confocal Voksel birimleri nedeniyle farklı amaçlar için ölçülen gerekir. Lipid fluorophore enjekte proteinler/molekülleri ile etkileşim değil. Burada, BODIPY TR ceramide, önerilen floresan lipid proteinler ile herhangi bir etkileşim olması beklenir değil. Bu varsayım BAR önceki çalışmalar ile teyit edildi ve hangi yüksek protein yüzey kapsama, tüp RADIUS göstermiştir ben-BAR etki alanları25,36,37, proteinler tarafından bağımsız olarak sabit Şef gerginlik. Proteinler ile lipid fluorophore etkileşim, çeşitli yüksek protein yüzey kesirler, tüp azalması veya fluorophore zenginleştirme gözlenir.
  4. Proteinlerin yüzey yoğunluğu ölçme
    1. Lipid karışımları bir floresan lipid (Toplam protein, örneğin, etiketlemek için kullanılan boya olarak aynı dalga boyu yaklaşık beş farklı köstebek kesirler ile desteklenmiş bir basit doldurulmamış lipid (örneğin, yumurta-PC) kullanarak hazırlamak BODIPY-FLC5-hexadecanoyl-phosphatidylcholine (HPC *) örneğiniçin Alexa488 etiketli protein) aralığı: XHPC * = 0,01-%1. GUVs (1 bir önceki yayın13bölümündeki) plakalar ITO tarihinde electroformation tarafından 100 mM Sükroz hazır olun.
    2. GUVs toplamak ve β-kazein ile düzgünleştirilecek deneysel bir odasına aktar. Örneğin, 100 mM glikoz deneysel çözüm için kullanın. Yerleşmek GUVs için birkaç dakika bekleyin.
    3. GUVs confocal floresan görüntülerini almak ve kayıt Şef boyunca ortalama Floresans yoğunluğu floresan lipid köstebek kısmını bir fonksiyonu olarak kontür (bkz. Adım 4.3.2). Her kompozisyon için floresan lipid, φ alan yoğunluğunu hesaplamakHPC*. Örneğin, alan başına lipid 0.7 nm2, φ olduğu varsayımıyla tarafındanHPC* 1.43 x 10 =6 XHPC * belgesi başına. Şef, benHPC *, Şef, φ karşı floresan yoğunluğu HPC * arsaHPC*. Uygun verir φ tarafından belirtilen kalibrasyon sabit, A,HPC* = AIHPC *, Şef. A bağlıdır mikroskobu ayarlar üzerinde lazer güç ve Dedektör hassasiyeti (Yani, kazanç), bu nedenle kayıt öyle aynı derecede A çeşitli yaygın olarak kullanılan (bkz: şekil 3örnekte) mikroskopi ayarları için.
    4. Aralığında farklı konsantrasyonlarda HPC * deterjan içinde örneğin, Sodyum Lauryl Sülfat (SDS), çözünmüş çeşitli çözümler hazırlamak ~ 1'e 10-50 µM. floresan yoğunluğu her çözümün toplu olarak kaydetmek ve yoğunluk eğimini hesaplayın karşı konsantrasyonu (şekil 3). Ölçüm için benzer bir konsantrasyon aralığı protein Birleşik fluorophore ile tekrar ( şekil 3' te Alexa488 ile örneğe bakın). Bu ölçüm Floresans yoğunluklarda protein etiket ve lipid etiket, benA488, toplu ilişkilendirmek için gerekli / benHPC *, toplu, mutlaka aynı toplu toplama, aynı şekilde yaydıkları değil gibi.
    5. Fluorophores bir fluorospectrometer kullanarak protein molekül başına sayısını ölçmek. Örneğin, Alexa488 durum için Alexa488 molekülleri protein, nA488, başına sayısı aşağıdaki ilişkisi kullanılarak hesaplanabilir:
      n A488 = (A494A488) / ((A280 - 0,11bir494) / εprot)
      A494 ve A280 nerede Absorbans değerleri birim uzun uzadıya 494 başına nm ve 280 nm, sırasıyla ve εA488 ve εprot Alexa488 moleküler Absorpsiyon katsayıları ve protein, anılan sıraya göre.
    6. Şef, protein yüzey yoğunluğu hesaplamak φprot, Şef, aşağıdaki formüle göre:
      Equation 2
      Protein polimerizasyon durumunu göz önünde bulundurun. Örneğin, protein BAR dimerize, bu nedenle hesaplanan yoğunluk alan başına BAR monomer monomeric formu yok olma katsayısı kullanarak olacak.

Figure 3
Resim 3: bir örnek protein yüzey yoğunluğu kalibrasyon. Ölçülen HPC * lipid floresan yoğunluğu toplu (solda) ve GUVs (ortada) vardır. Ayrıca, ölçülen (BAR etki alanına bağlı) Alexa488 toplu floresan yoğunluğu vardır (sağda). Floresan yoğunluğu konsantrasyon ile doğrusal olarak ölçeklenir. Gösterilen ölçümler için özel algılama kazanç vardır ve güç çıkışı lazer. Başvuru37gelen verileri esas oluşturulan çizer. Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Tüp çekme deneyi membran hakkında hayati mekanik bilgi verebilir. Proteinler veya Çift zar eğriliği, membran ile kuvvet ve tüp RADIUS ile membran gerginlik Canham Helfrich Hamilton uygulayarak ilgili diğer moleküller yokluğunda bir şef50,51 bir tüp denkleme çekti

Equation 3(Denklem 1)

nerede Equation 4 olduğunu tüp, sertlik, r ve R0 bükme K membran ücretsiz enerji vardır, sırasıyla, membran ortalama ve eğrilik spontan yarıçaplarını, σ membran gerilim, A tüp, L alanı tüp ve f noktası kuvvet sarf tarafından boncuk tüp uzunluğu. Equilibrium'da r R, ile belirtilen tüp RADIUS ve f olur tüp-geri çekme kuvvetleri, F, Yani, hangi tüp çekiyor boncuk optik tuzak denge güç. F ve Rhesaplamak için biz en aza indirgemek Equation 4 22,23 L ve rile ilgili olarak, verimli

Equation 5(Denklem 2)

Equation 6(Denklem 3)

R Her iki broşür membran aynı kompozisyon, varsa ne kadar ücret repulsions bazı spontan eğriliği42tetikleyebilir gibi diğer faktörler, düşünülmektedir 0 ihmal edilmesi. % 100 DOPC GUVs çekti tüpler üzerinde kuvvet ve RADIUS ölçümler Denklem 2 ve Denklem 3 (şekil 4) teorik tahminlerle mükemmel anlaşma bulunmaktadır. Kuvvet optik tuzak ve floresan yoğunluğu, bu nedenle sertlik bükme membran hesaplama iki yol sağlayan üzerinden RADIUS boncuk yerinden itibaren ölçülen iki ölçüm bağımsızdır. Denklem 2 ve Denklem 3 gösterilen veri verimleri için uygun: K (25,1 ± 1.4) (Ortalama ± SD) kBT ve (22,1 ± 1.5) k=BT, sırasıyla, daha önce ölçülen42 .

Eğriliği-kaplin proteinler ile deneme, daha fazla kullanmak için sofistike bir Denklem 1, Hamilton'ın denklem Denklem 1 tek hesapları için etkili bir spontan eğriliği olarak önerilir ve için hesaba katmaz membran'ın mekanik özellikleri veya olası protein-protein etkileşimleri proteinlerin etkisi. Bak, örneğin,25,35,36,52,53. Gelişmiş teorik modeller onlara başvurmadan belirli protein-membran sistemi, derinlemesine bir anlayış için gerekli olmakla birlikte, tüp çekerek yönteminden çok yararlı bilgiler elde etmek hala mümkündür.

Örneğin, eğer proteinler eğriliği sınamak için proteinler tüp göreli yoğunluğunu düz olarak kabul edilir Şef'e göre ölçülür. Pozitif eğriliği etkileşim ile ikinci micropipette25tüp yakınındaki protein enjekte edilerek incelenmiştir. Negatif eğrilik veya transmembran proteinler davranışını etkileşim Kapsüllenen veya Şef oluşumu35,36sırasında proteinler başlamaktan tarafından incelenmiştir. BAR göreceli zenginlik ve KvAP proteinlerinin membran tüpler üzerinde temel GUVs üzerinde gösterir eğri membranlar (şekil 5) tercih ederler. Daha nicel olmak gerekirse, bu zenginleştirme sıralama katsayısı, S, hesaplanabilir göre:

Equation 7(Denklem 4)

nerede benprot, küvet ve benprot, Şef Floresans yoğunluklarda proteinlerin tüp ve Şef, sırasıyla vardır ve bendudak, küvet ve bendudak, Şef , Floresans yoğunluklarda vardır lipidler tüp ve Şef, anılan sıraya göre.

Membran için protein bağlar gibi başka bir örnek tüp kuvvet ölçmek. Şekil 5B, C A2 tüp gücü yavaş yavaş azaltır sıfır olarak azalan, bir iskele olarak adlandırdığı tüp istikrarlı, tutan bir üç boyutlu yapısı oluşturmuştur gösteren bir N-BAR protein endophilin gösterir. Bu tür yapıların tüp RADIUS sabitleme tarafından aynı zamanda scission7,41sağlayan endositoz içinde önemli rol oynarlar. Ölçü Syanı sıra proteinler membran üzerinde empoze mekanik ve morfolojik etkileri nasıl hücre membran bükme olayları olarak faaliyet içine önemli bilgiler sağlar.

Figure 4
Şekil 4: mekanik ölçüm sonuçları Devamsızlığın proteinlerin temsilcisi sonuçlarını. Gösterilen doğrusallaştırılmış gücüz ve tüp RADIUS bağımlılığını membran gerginlik üzerinden üç bağımsız ölçümleri, % 100 DOPC membran için daha önce42yayınlandı. Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.

Figure 5
Şekil 5: eğriliği algılama ve İskele oluşumu ile protein BAR temsilcisi sonuçlarını. (A)eğriliği-BAR protein IRSp53 tarafından algılama. Protein negatif membran eğrilik algılar ve Şef, önemsiz miktarda protein mevcut dış membran belgesi üzerinde iç bağlıdır. Ölçek çubuğu 5 µm. Reprinted36, Creative Commons CC-tarafından lisansı altında telif hakkı 2015, doğa yayın grubu =. (B) N-BAR protein endophilin tarafından bir protein iskele şekillendirme. Proteinler tüp enjekte edilir ve bu nedenle dış membran belgesi üzerinde bağlıdır. 37' de açıklandığı gibi endophilin tüp 's Bankası bağlar ve optik tuzak (OT, beyaz bir daire) doğru Şef tüpünden boyunca sürekli büyüyen bir iskele oluşturur. (C) A kymogram endophilin iskele büyüme Şef Boncukla overlaid lipid ve protein kanalları için. Arsa tüp Kuvvetleri, F, zaman, tbir fonksiyonu gösterir. Zaman ölçeği kymogram ve arsa aynıdır (x-ekseni paylaşılan). B ve C, ölçek çubuk 2 µm. Reprinted başvuru37, telif hakkı (2016) National Academy of Sciences izniyle =. Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Tüpler GUVs çekme yöntemi yalnızca membran temel mekanik özelliği ölçmenin anlamına gelir değil ama protein ve membran arasında bağlantı ışık tutacak yardımcı olur gibi membran protein sistemi hakkında zengin bilgi verir eğriliği. Giriş bölümünde açıklandığı gibi alt mikron lipozomlar yüzey düzgünleştirilecek18,19 ' a hayvan zinciri ile proteinler kuluçka veya gözlemleyerek proteinler membran eğme, etkilerini ölçmek için başka teknikler var micropipette-Aspire GUVs bir protein20,21enjeksiyon üzerine tübüllerin kendiliğinden oluşumu. Burada açıklanan yöntemi endositoz doğrudan geometrik bağlantı sağlar ve aynı zamanda protein yoğunluğu, membran gerginlik ve membran kuvvet gibi önemli fiziksel ölçüm sisteminin sağlanmasında benzersizdir.

Bir önemli yöntem oluşturmak ve kalibre tahlil dahil tüm bileşenleri için önemsiz olduğunu kısıtlamasıdır. Ancak, bir arada confocal mikroskobu sırasında optik cımbız ve Embriyolardan maksimal bilgisi sağlar, bazı bileşenler hakkında öğrenilmesi gereken bilgiler bağlı olarak giriş anlatıldığı gibi yerine sistem. Micropipette aspiratör ve confocal mikroskop, gereksiz olan optik cımbız başarıyla eğriliği kaplin bir protein veya herhangi bir diğer potansiyel eğriliği birleştiğinde molekül, soruşturma için gerekli en az bileşenleridir. Önemlisi, birçok kalibrasyonlar (örneğin kalibrasyon için membran tüp RADIUS ve protein yüzey yoğunluğu belirlemek için) genellikle yalnızca bir kez yapılması için ihtiyaç vardır. Başka bir yöntem bu iki saat (uygulama) ile; üç GUVs tutarında bir anda yalnızca bir şef ölçebilirsiniz kısıtlamadır Ancak her ölçüm verileri sağlar.

Daha yüksek performans ölçümleri veya protein etkileşim küresel ve değil borulu geometrileri ile çalışma için gerekli olup olmadığını, diğer deneyleri araştırdı veya geliştirilen gerekecek. Gelecekteki çabalar için ayrılmış: (1) içinde birden çok tüpler (üzerinden birden çok GUVs) olabilir çekti ve aynı anda ölçülen bir akışı sağlayarak daha yüksek sistem tasarımı ve (2) entegre çok protein iskele ayrıntılarını incelemek için süper çözünürlük mikroskobu nanotüpler üzerinde oluşturur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Yazarlar ifşa gerek yok.

Acknowledgements

Yazarlar Benoit Sorre, Damien Cuvelier, Pierre Nassoy, François Quemeneur ve Gil Toombes önemli katkılarından dolayı nanotüp yöntemi grupta kurmak için teşekkür ederiz. P.B. grup CNRS Konsorsiyumu CellTiss, Labex CelTisPhyBio (ANR-11-LABX0038) ve Paris Bilimler ait et Lettres (ANR-10-IDEX-0001-02). F. C. Tsai EMBO uzun süreli arkadaş grubu (ALTF 1527-2014) ve Marie Curie eylemleri (H2020-MSCA-Eğer-2014, proje membran-ezrin-aktin) tarafından finanse edildi. M.S. Simons arkadaşlarının toplum Junior biri.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1,2-Dioleoyl-sn-glycero-3-phosphatidylcholine (DOPC) Avanti 850375 Example lipid used in data for Figure 3
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000] [DSPE-PEG(2000)-biotin] Avanti 880129 biotinylated lipid
BODIPY-TR-C5-ceramide Molecular Probes (ThermoFisher) D7540 fluorescent lipid
BODIPY- FLC5-hexadecanoyl phosphatidylcholine (HPC*) Molecular Probes (ThermoFisher) fluorescent lipid for protein density calibration
egg L-α-phosphatidylcholine (eggPC) Avanti 840051 used for calibrating the tube radius constant
β-casein from bovine milk (>99%) Sigma Aldrich C6905 used for passivating the micropipette and the experimental chamber
Sucrose Sigma Aldrich S7903
D(+) glucose Sigma Aldrich G7021
NaCl Sigma Aldrich S7653
Tris Sigma Aldrich 10708976001
osmometer Loser n/a
Pt-wires, 0.5 mm diameter, 99.99% pure Goodfellow USA PT005139 used for GUV electroformation
function generator n/a used to create current for GUV electroformation
putty sealant Vitrex (from CML France) CRIT 140013 used to seal the electroformation chamber
bath sonicator n/a useful to clean the electroformation chamber, but not crucial
Nikon TE2000 inverted microscope, eC1 confocal system (Nikon), with two laser lines (λ = 488 nm and 543 nm); optical tweezers induced by a 5 W ytterbium fiber continuous wave laser (λ > 1070 nm; IPG GmBH Germany) an example of a confocal microscopy system equipped with optical tweezers
micromanipulators n/a
borosilicate capillaries (with internal and external radii of 0.78 mm and 1 mm, respectively) Harvard apparatus 30-0036
micropipette puller Sutter Instrument P-2100
microforge Narishige MF-800
piezoelectric actuator Physik Instrumente n/a
polystyrene streptavidin coated beads (diameter 3.2 µm) Spherotech SVP-30-5

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. McMahon, H. T., Gallop, J. L. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling. Nature. 438, (7068), 590-596 (2005).
  2. Johannes, L., Wunder, C., Bassereau, P. Bending "on the rocks"--a cocktail of biophysical modules to build endocytic pathways. Cold Spring Harb Perspect Biol. 6, (1), (2014).
  3. Dawson, J. C., Legg, J. A., Machesky, L. M. Bar domain proteins: a role in tubulation, scission and actin assembly in clathrin-mediated endocytosis. Trends Cell Biol. 16, (10), 493-498 (2006).
  4. Mim, C., Unger, V. M. Membrane curvature and its generation by BAR proteins. Trends Biochem Sci. 37, (12), 526-533 (2012).
  5. Qualmann, B., Koch, D., Kessels, M. M. Let's go bananas: revisiting the endocytic BAR code. EMBO J. 30, (17), 3501-3515 (2011).
  6. Rao, Y., Haucke, V. Membrane shaping by the Bin/amphiphysin/Rvs (BAR) domain protein superfamily. Cell Mol Life Sci. 68, (24), 3983-3993 (2011).
  7. Simunovic, M., Voth, G. A., Callan-Jones, A., Bassereau, P. When Physics Takes Over: BAR Proteins and Membrane Curvature. Trends Cell Biol. 25, (12), 780-792 (2015).
  8. Safari, F., Suetsugu, S. The BAR Domain Superfamily Proteins from Subcellular Structures to Human Diseases. Membranes (Basel). 2, (1), 91-117 (2012).
  9. Angelova, M. I., Soléau, S., Méléard, P., Faucon, F., Bothorel, P. Progress in Colloid and Polymer Science Vol. 89: Trends in Colloid and Interface Science VI. Helm, C., Lösche, M., Möhwald, H. 89, Steinkopff. Ch. 29 127-131 (1992).
  10. Meleard, P., Bagatolli, L. A., Pott, T. Giant unilamellar vesicle electroformation from lipid mixtures to native membranes under physiological conditions. Methods Enzymol. 465, 161-176 (2009).
  11. Montes, L. R., Alonso, A., Goni, F. M., Bagatolli, L. A. Giant unilamellar vesicles electroformed from native membranes and organic lipid mixtures under physiological conditions. Biophys J. 93, (10), 3548-3554 (2007).
  12. Mathivet, L., Cribier, S., Devaux, P. F. Shape change and physical properties of giant phospholipid vesicles prepared in the presence of an AC electric field. Biophys J. 70, (3), 1112-1121 (1996).
  13. Collins, M. D., Gordon, S. E. Giant liposome preparation for imaging and patch-clamp electrophysiology. J Vis Exp. (76), (2013).
  14. Garten, M., Aimon, S., Bassereau, P., Toombes, G. E. Reconstitution of a transmembrane protein, the voltage-gated ion channel, KvAP, into giant unilamellar vesicles for microscopy and patch clamp studies. J Vis Exp. (95), e52281 (2015).
  15. Hochmuth, R. M., Evans, E. A. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. I. Analysis. Biophys J. 39, (1), 71-81 (1982).
  16. Hochmuth, R. M., Wiles, H. C., Evans, E. A., McCown, J. T. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. II. Experiment. Biophys J. 39, (1), 83-89 (1982).
  17. Bassereau, P., Sorre, B., Levy, A. Bending lipid membranes: experiments after W. Helfrich's model. Adv Colloid Interface Sci. 208, 47-57 (2014).
  18. Hatzakis, N. S., et al. How curved membranes recruit amphipathic helices and protein anchoring motifs. Nature chemical biology. 5, (11), 835-841 (2009).
  19. Bhatia, V. K., et al. Amphipathic motifs in BAR domains are essential for membrane curvature sensing. EMBO J. 28, (21), 3303-3314 (2009).
  20. Shi, Z., Baumgart, T. Membrane tension and peripheral protein density mediate membrane shape transitions. Nat Commun. 6, 5974 (2015).
  21. Chen, Z., Shi, Z., Baumgart, T. Regulation of membrane-shape transitions induced by I-BAR domains. Biophys J. 109, (2), 298-307 (2015).
  22. Cuvelier, D., Derenyi, I., Bassereau, P., Nassoy, P. Coalescence of membrane tethers: experiments, theory, and applications. Biophys J. 88, (4), 2714-2726 (2005).
  23. Derenyi, I., Julicher, F., Prost, J. Formation and interaction of membrane tubes. Phys Rev Lett. 88, (23), 238101 (2002).
  24. Dimova, R. Recent developments in the field of bending rigidity measurements on membranes. Adv Colloid Interface Sci. 208, 225-234 (2014).
  25. Sorre, B., et al. Nature of curvature coupling of amphiphysin with membranes depends on its bound density. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, (1), 173-178 (2012).
  26. Evans, E., Rawicz, W. Entropy-driven tension and bending elasticity in condensed-fluid membranes. Phys Rev Lett. 64, (17), 2094-2097 (1990).
  27. Neuman, K. C., Nagy, A. Single-molecule force spectroscopy: optical tweezers, magnetic tweezers and atomic force microscopy. Nat Methods. 5, (6), 491-505 (2008).
  28. Capraro, B. R., Yoon, Y., Cho, W., Baumgart, T. Curvature sensing by the epsin N-terminal homology domain measured on cylindrical lipid membrane tethers. J Am Chem Soc. 132, (4), 1200-1201 (2010).
  29. Bo, L., Waugh, R. E. Determination of bilayer membrane bending stiffness by tether formation from giant, thin-walled vesicles. Biophys J. 55, (3), 509-517 (1989).
  30. Rossier, O., et al. Giant Vesicles under Flows: Extrusion and Retraction of Tubes. Langmuir. 19, (3), 575-584 (2003).
  31. Borghi, N., Rossier, O., Brochard-Wyart, F. Hydrodynamic extrusion of tubes from giant vesicles. EPL (Europhysics Letters). 64, (6), 837 (2003).
  32. Zhu, C., Das, S. L., Baumgart, T. Nonlinear sorting, curvature generation, and crowding of endophilin N-BAR on tubular membranes. Biophys J. 102, (8), 1837-1845 (2012).
  33. Ramesh, P., et al. FBAR syndapin 1 recognizes and stabilizes highly curved tubular membranes in a concentration dependent manner. Sci Rep. 3, 1565 (2013).
  34. Knorr, R. L., et al. Membrane morphology is actively transformed by covalent binding of the protein Atg8 to PE-lipids. PLoS One. 9, (12), e115357 (2014).
  35. Aimon, S., et al. Membrane shape modulates transmembrane protein distribution. Dev Cell. 28, (2), 212-218 (2014).
  36. Prévost, C., et al. IRSp53 senses negative membrane curvature and phase separates along membrane tubules. Nat Commun. (2015).
  37. Simunovic, M., et al. How curvature-generating proteins build scaffolds on membrane nanotubes. Proc Natl Acad Sci U S A. 113, (40), 11226-11231 (2016).
  38. Allain, J. M., Storm, C., Roux, A., Ben Amar, M., Joanny, J. F. Fission of a multiphase membrane tube. Phys Rev Lett. 93, (15), 158104 (2004).
  39. Morlot, S., et al. Membrane shape at the edge of the dynamin helix sets location and duration of the fission reaction. Cell. 151, (3), 619-629 (2012).
  40. Renard, H. F., et al. Endophilin-A2 functions in membrane scission in clathrin-independent endocytosis. Nature. 517, (7535), 493-496 (2015).
  41. Simunovic, M., et al. Friction Mediates Scission of Tubular Membranes Scaffolded by BAR Proteins. Cell. 170, (1), 172-184 (2017).
  42. Simunovic, M., Lee, K. Y., Bassereau, P. Celebrating Soft Matter's 10th anniversary: screening of the calcium-induced spontaneous curvature of lipid membranes. Soft Matter. 11, (25), 5030-5036 (2015).
  43. Sorre, B., et al. Curvature-driven lipid sorting needs proximity to a demixing point and is aided by proteins. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, (14), 5622-5626 (2009).
  44. Heinrich, M., Tian, A., Esposito, C., Baumgart, T. Dynamic sorting of lipids and proteins in membrane tubes with a moving phase boundary. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, (16), 7208-7213 (2010).
  45. Dasgupta, R., Dimova, R. Inward and outward membrane tubes pulled from giant vesicles. Journal of Physics D: Applied Physics. 47, (28), 282001 (2014).
  46. Vitkova, V., Genova, J., Mitov, M. D., Bivas, I. Sugars in the aqueous phase change the mechanical properties of lipid mono- and bilayers. Molecular Crystals and Liquid Crystals. 449, 95-106 (2006).
  47. Bouvrais, H. Mechanical properties of giant vesicle membranes investigated by flickering technique. University of Southern Denmark. (2011).
  48. Koster, G., Cacciuto, A., Derenyi, I., Frenkel, D., Dogterom, M. Force barriers for membrane tube formation. Phys Rev Lett. 94, (6), 068101 (2005).
  49. Kwok, R., Evans, E. Thermoelasticity of large lecithin bilayer vesicles. Biophys J. 35, (3), 637-652 (1981).
  50. Helfrich, W. Elastic properties of lipid bilayers: theory and possible experiments. Z Naturforsch C. 28, (11), 693-703 (1973).
  51. Canham, P. B. The minimum energy of bending as a possible explanation of the biconcave shape of the human red blood cell. J Theor Biol. 26, (1), 61-81 (1970).
  52. Marcerou, J. P., Prost, J., Gruler, H. Elastic Model of Protein-Protein Interaction. Nuovo Cimento Della Societa Italiana Di Fisica D-Condensed Matter Atomic Molecular and Chemical Physics Fluids Plasmas Biophysics. 3, (1), 204-210 (1984).
  53. Leibler, S. Curvature Instability in Membranes. J Phys-Paris. 47, (3), 507-516 (1986).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics