Summary
Her beskriver vi isolasjon, kultur og adipogen induksjon av stromale vaskulære fraksjonsavledede preadipocytter fra periaorta-fettvev fra mus, noe som muliggjør studier av perivaskulær fettvevsfunksjon og dens forhold til vaskulære celler.
Abstract
Perivaskulært fettvev (PVAT) er et fettvevsdepot som omgir blodkar og viser fenotypene til hvite, beige og brune adipocytter. Nylige funn har kastet lys over den sentrale rollen som PVAT i regulering av vaskulær homeostase og deltakelse i patogenesen av kardiovaskulære sykdommer. En helhetlig forståelse av PVAT egenskaper og regulering er av stor betydning for utviklingen av fremtidige terapier. Primærkulturer av periaortaadipocytter er verdifulle for å studere PVAT-funksjonen og krysstalen mellom periaortaadipocytter og karceller. Denne artikkelen presenterer en økonomisk og gjennomførbar protokoll for isolering, kultur og adipogen induksjon av stromale vaskulære fraksjonsavledede preadipocytter fra periaortafettvev fra mus, som kan være nyttig for modellering av adipogenese eller lipogenese in vitro. Protokollen skisserer vevsbehandling og celledifferensiering for dyrking av periaortaadipocytter fra unge mus. Denne protokollen vil gi den teknologiske hjørnesteinen på benksiden for undersøkelsen av PVAT-funksjonen.
Introduction
Perivaskulært fettvev (PVAT), en perivaskulær struktur sammensatt av en blanding av modne adipocytter og en stromal vaskulær fraksjon (SVF), antas å interagere med den tilstøtende karveggen via sitt sekretami parakrensk1. Som en kritisk regulator av vaskulær homeostase er PVAT-dysfunksjon involvert i patogenesen av kardiovaskulære sykdommer 2,3,4. SVF for adipocyttvev består av flere forventede cellepopulasjoner, inkludert endotelceller, immunceller, mesotheliumceller, nevronceller og fettstam- og stamceller (ASPCer)5,6. Det er velkjent at ASPC-er bosatt i SVF av fettvev kan gi opphav til modne adipocytter5. SVF antas å være en kritisk kilde til modne adipocytter i PVAT. Flere studier har vist at PVAT-SVF kan differensiere til modne adipocytter under spesifikke induksjonsbetingelser 6,7,8.
For tiden er det to isolasjonssystemer for å isolere SVF fra fettvev, det ene er enzymatisk fordøyelse og det andre er ikke-enzymatisk9. Enzymatiske metoder resulterer vanligvis i et høyere utbytte av kjernefysiske stamceller10. Hittil har fordelene med SVF for å fremme vaskulær regenerering og neovaskularisering i sårheling, urogenitale og kardiovaskulære sykdommer blitt mye demonstrert11, spesielt i dermatologi og plastikkirurgi12,13. Imidlertid har de kliniske anvendelsesutsiktene for PVAT-avledet SVF ikke blitt godt utforsket, noe som kan tilskrives mangelen på en standardisert metode for isolering av SVF fra PVAT. Målet med denne protokollen er å etablere en standardisert tilnærming for isolering, kultur og adipogen induksjon av SVF-avledede preadipocytter fra muse-PVAT som omgir thorax aorta, noe som muliggjør videre undersøkelse av PVAT-funksjon. Denne protokollen optimaliserer vevsbehandling og celledifferensieringsteknikker for dyrking av periaortaadipocytter oppnådd fra unge mus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dyreprotokollene ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee ved Shanghai Chest Hospital tilknyttet Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (godkjenningsnummer: KS23010) og var i samsvar med relevante etiske forskrifter. Hann og hunn C57BL/6 mus i alderen 4-8 uker er å foretrekke for dette eksperimentet.
1. Klargjøring av kirurgiske verktøy, buffere og kulturmedier
- Autoklavkirurgiske verktøy (f.eks. kirurgisk saks og standard tang) ved 121 °C i 30 minutter. Desinfiser mikrokirurgiske instrumenter med 75% alkohol.
- Klargjør sterilt fosfatbufret saltvann (PBS) tilsatt 1% v/v penicillin-streptomycin og ytterligere 10 ml PBS supplert med 10% v/v penicillin-streptomycin.
MERK: I de følgende avsnittene, hvis ikke spesifikt nevnt, refererer PBS til vanlig steril PBS. - Forbered Krebs Ringer HEPES BSA-buffer: 1% bovint serumalbumin (BSA), 20 mM HEPES oppløst i Krebs Ringer-løsning.
- Forbered fersk fordøyelsesløsning: type 1 kollagenase (1 mg / ml) og dispase II (4 mg / ml) oppløst i Krebs Ringer HEPES BSA-buffer. Steriliser løsningen med et 0,2 μm filter.
- Forbered en kollagenbelagt 12-brønnsplate.
- Fortynn kollagenoppløsningen (1 mg/ml) med sterilt avionisert vann til en konsentrasjon på 40 μg/ml. Tilsett 1 ml av den fortynnede kollagenoppløsningen på overflaten av hver brønn for å oppnå en konsentrasjon på 6-10 μg/cm2. Inkuber belegget i 1 time ved romtemperatur.
- Fjern den gjenværende løsningen og skyll hver brønn 2x med 1 ml PBS. Bruk platen umiddelbart, eller lufttørk platen i en avtrekkshette i klasse II og oppbevar den belagte platen ved 2-8 °C. Ved oppbevaring, forsegl de belagte platene med parafilm.
- Forbered kultur medium: høy glukose Dulbecco's-Modified Eagles Medium (DMEM), 10% føtal bovine serum (FBS), 1% v / v penicillin-streptomycin. Oppbevares ved 4 °C i opptil 2 uker.
- Forbered lipogent induksjonsmedium: DMEM med høy glukose, 10 % FBS, 1 % v/v penicillin-streptomycin, 1 nM trijodtyronin, 1 μM rosiglitazon, 1 μM insulin, 0,5 mM 3-isobutyl-1-metylxanthin (IBMX) og 1 μM deksametason. Oppbevares ved 4 °C i opptil 2 uker.
- Forbered vedlikeholdsmedium: DMEM med høy glukose, 10% FBS, 1% v / v penicillin-streptomycin, 1 nM trijodtyronin, 1 μM rosiglitazon og 1 μM insulin. Oppbevares ved 4 °C i opptil 2 uker.
2. Disseksjon og isolering av perivaskulært fettvev (PVAT)
- Avlive musen ved cervikal dislokasjon under 2% isoflurananestesi eller med overdosering av karbondioksid. Spray med 75% alkohol for desinfeksjon av huden.
- Plasser musen i liggende stilling (vendt oppover).
- Løft huden, gjør et lite snitt, og skille huden og magemusklene med kirurgisk saks langs ventral midtlinje fra bekkenet til nakken. Utsett hjertet og lungene ved å kutte mellomgulvet og ribbeina langs begge sider av midtlinjen.
- Fjern forsiktig leveren, milten, tarmene og nyrene. Unngå å kutte tarmveggen.
- Fjern lungene og spiserøret.
- Løft hjertet forsiktig med tang i den ene hånden og skill aorta fra ryggraden med kirurgisk saks i den andre hånden. Legg deretter hjertet og aorta i en 60 mm petriskål med PBS som inneholder 1% v/v penicillin-streptomycin.
- Fjern mikrokirurgisk tang og mikrokirurgisk saks fra alkohol og skyll i 25 ml PBS for å fjerne overflødig alkohol. Under et stereomikroskop, fjern thymus og annet vev fra hjertet og aorta, fjern deretter hjertet, forlater aorta med PVATs.
- Overfør aorta med PVATs til en ren 60 mm petriskål med PBS inneholdende 1% v / v penicillin-streptomycin.
- Bruk mikrokirurgisk tang for å strippe PVATs, med ett par tang som fester aorta og den andre trekker av fettvevet. Fjern vaskulaturvevet så mye som mulig, samtidig som du minimerer skade på perivaskulært fettvev.
- Samle PVAT som omgir thorax aorta i 2 ml mikrosentrifugerøret som inneholder høyglukose DMEM supplert med 1% v / v penicillin-streptomycin plassert på is.
3. Isolering av stromal vaskulær fraksjon (SVF)
- Skyll det oppsamlede vevet sekvensielt med PBS som inneholder 10% v / v penicillin-streptomycin og PBS som inneholder 1% v / v penicillin-streptomycin.
MERK: Fra dette trinnet må alle eksperimenter utføres under sterile forhold i en klasse II laminær avtrekkshette. - Overfør vevet til en steril 60 mm petriskål, tilsett 200 μL fordøyelsesløsning, og hakk dem i 1 mm3 stykker ved hjelp av steril saks.
- Overfør blandingen til et 15 ml sentrifugerør ved hjelp av en plastpipettespiss, enden utvidet med et sterilt saksesnitt, og tilsett 6 ml fordøyelsesløsning for å starte fordøyelsesreaksjonen.
MERK: En fordøyelsesreaksjon (3 ml fordøyelsesløsning) er tilstrekkelig for PVAT-depoter fra seks mus. - Inkuber vevet ved 37 °C i en inkubator med en orbital shaker (150 rpm frekvens for effektiv blanding) i 30-45 minutter. Bind rørene flatt på et stativ for å få rørene til å riste horisontalt. Rist kraftig opp og ned for hånd i 10 s hver 5-10 min.
MERK: Fordøyelsen kan avbrytes når en homogen, gulaktig fordøyelsesvæske ses uten vevsfragmenter igjen. - Sil det fordøyde vevet gjennom en 70 μm cellesil inn i et 50 ml sentrifugerør. Skyll cellesilen med et like stort volum kulturmedium for å maksimere celleutbyttet og stoppe fordøyelsen.
- Overfør filtratet til et nytt 15 ml sentrifugerør og sentrifuge ved 1 800 × g i 10 minutter. Snu slangen for å kaste supernatanten og resuspendere pelletsene i 5 ml PBS. Sentrifuge ved 1 800 × g i 5 min.
- Kast supernatanten ved å snu slangen og resuspendere pelletsene i et passende volum dyrkningsmedium.
MERK: Cellepellets samlet fra hver sjette mus blir resuspendert i 1 ml kulturmedium og frøet i en brønn på en 12-brønnsplate. - Frø cellene til en kollagenbelagt 12-brønnsplate og inkuber ved 37 ° C i en fuktig atmosfære med 5% CO2 over natten.
- Neste dag aspirerer du dyrkningsmediet, vasker cellene med forvarmet (37 °C) PBS inneholdende 1% v/v penicillin-streptomycin for å fjerne cellerester og røde blodlegemer, og tilsett 1 ml friskt kulturmedium hver brønn.
4. Adipogen induksjon av SVF-avledede preadipocytter fra periaortafettvev
- Endre kulturmediet annenhver dag til cellene når ~ 60-70% samløp.
MERK: Det tar vanligvis 3-4 dager for cellene å nå 60-70% samløp. - Når cellene når 60-70% samløp, aspirerer kulturmediet og erstatter det med brunt adipogent induksjonsmedium. Betrakt dagen for induksjon av adipogen differensiering som dag 0 av differensiering.
- Etter 72 timer (dag 3 av differensiering), oppdater mediet med vedlikeholdsmedium. Bytt vedlikeholdsmedium hver 2. dag til cellene brukes til eksperimenter.
- Analyser de adipogene cellene på en hensiktsmessig måte, for eksempel Oil Red O-farging14 og Western blotting15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ved hjelp av denne protokollen beskrevet ovenfor isolerte vi nøye PVATer rundt thorax aortaer fra mus (figur 1A-D). Etter vask og hakking av PVATene i små biter med steril saks (figur 1E,F), ble vevsfragmenter fordøyd i en fordøyelsesløsning inneholdende type 1 kollagenase (1 mg/ml) og dispase II (4 mg/ml) og inkubert ved 37 °C på en shaker i 30-45 minutter (figur 1G). Det fordøyde vevet ble silt gjennom en 70 μm cellesil til et 50 ml sentrifugerør (figur 1H). Cellepellets ble samlet opp etter sentrifugering (figur 1I).
For å bekrefte det adipogene potensialet til de SVF-deriverte preadipocytter, induserte vi cellene med brunt adipogent induksjonsmedium inneholdende 1 nM trijodtyronin, 1 μM rosiglitazon, 1 μM insulin, 0,5 mM IBMX og 1 μM deksametason. Modne adipocytter ble observert etter 7-10 dager med brun adipogen induksjon, karakterisert ved dannelsen av oljerøde O-fargede lipidrike vakuoler (figur 2A). Vestlig blottingsanalyse viste videre økte ekspresjonsnivåer av adipocyttspesifikke proteiner, inkludert adiponektin, Fabp4, Pgc1α, Pparγ, Ucp1 og mitokondrieprotein Cox IV (figur 2B,C). Disse dataene tyder på at SVF-avledede preadipocytter fra periaortafettvev fra mus utviser sterkt adipogent potensial.
Figur 1 Isolering av stromal vaskulær fraksjon fra periaortafettvev fra mus. (A) Hjertet og aorta dissekeres nøye ved hjelp av kirurgisk tang og saks. Hvite og gule pilspisser indikerer henholdsvis hjerte og aorta. (B) PVATs rundt thorax aorta er forsiktig strippet av ved hjelp av tang. (C) Aorta igjen etter fjerning av PVAT rundt thorax aorta. (D) PVATs samles i et 2 ml mikrosentrifugerør inneholdende høyglukose DMEM med 1% v / v penicillin-streptomycin. (E) PVATs skylles sekvensielt med PBS inneholdende 10% v / v penicillin-streptomycin og PBS inneholdende 1% v / v penicillin-streptomycin. (F) Hakking av PVATene i 1 mm3 stykker ved hjelp av steril saks. (G) Overføring av hakket PVAT til et 15 ml sentrifugerør inneholdende 6 ml fordøyelsesoppløsning, og inkuber vev ved 37 °C i 30-45 minutter med risting ved 150 o / min. (H) Stopp fordøyelsen og filtrer suspensjonen gjennom en 70 μm cellesil til et 50 ml sentrifugerør. (I) Sentrifuger filtratet ved 1,800 × g i 10 minutter; SVF har vært isolert. Forkortelser: PVAT = perivaskulært fettvev; SVF = stromal vaskulær fraksjon. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2 Adipogen differensiering av stromalvaskulær fraksjon fra periaortafettvev fra mus. (A) Representative bilder av lysmikroskop og oljerød O-farging av primære adipocytter differensiert fra periaortiske preadipocytter ved dag 8. Skalastenger = 200 μm. (B,C) Vestlig blottingsanalyse av proteinnivåer av adiponektin, Fabp4, Pgc1α, Pparγ, Cox IV og Ucp1 for primære adipocytter differensiert fra periaortiske preadipocytter ved dag 8. Uparet tosidig Student t-test ble brukt til å beregne signifikante forskjeller mellom de to gruppene. Verdier er gjennomsnittlige ± SEM. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi foreslår en praktisk og gjennomførbar tilnærming for isolering og adipogen induksjon av SVF-avledede preadipocytter fra periaortafettvev fra mus. Fordelene med denne protokollen er at den er enkel og økonomisk. Tilstrekkelig antall mus er avgjørende for vellykket isolasjon, da utilstrekkelig vev kan resultere i lav SVF-tetthet og dårlig veksttilstand, noe som til slutt påvirker lipogen effektivitet. I tillegg er musealder en viktig faktor å vurdere da det adipogene potensialet til SVF avtar med alderen. Rask og forsiktig separasjon av PVAT samtidig som forurensning av vaskulatur minimeres er avgjørende. Fordøyelsesløsningen er også en nøkkelkomponent, da tilsetning av dispase II til type 1 kollagenase kan forbedre fordøyelseshastigheten og utbyttet av celler. Det er viktig å følge nøye med på fordøyelsesprosessen for å unngå overfordøyelse, da det potensielt kan påvirke cellens levedyktighet. Å følge sterile teknikker og opprettholde passende kulturforhold gjennom hele protokollen er viktig.
Primærkulturer av periaortaadipocytter er verdifulle for å studere PVATs egenskaper og funksjoner. Isolering og adipogen induksjon av SVF-avledede preadipocytter fra periaortisk fettvev av genetisk modifiserte mus gir en plattform for å utforske den viktige regulatoren for PVAT-differensiering og adipogenese in vitro. PVAT er en modulator av vasokonstriksjon og vaskulær remodellering på en utadvendt til innadgående måte, gjennom å generere vasoaktive molekyler som hydrogenperoksid, adiponektin, angiotensin 1-7, metylpalmitat, hydrogensulfid, nitrogenoksid og leptin3. Denne presenterte metoden muliggjør videre studier av crosstalk mellom periaortaadipocytter og endotelceller16, vaskulære glatte muskelceller (VSMCs)17, adventitialfibroblaster 18 eller makrofager 19, og gir innsikt i de sentrale rollene til PVAT i patogenesen av kardiovaskulære sykdommer som hypertensjon, aterosklerose, stenose og aneurismer20,21,22.
I tillegg er isolasjon og adipogen induksjon av preadipocytter grunnlaget for å studere PVAT-linjer og PVAT-heterogenitet. PVATs er heterogene inter- og intravaskulære senger, manifestert som distinkte transkripsjonsprofiler, noe som kan bidra til distinkte fysiologiske og patologiske funksjonelle trekk20,23. Chang et al. rapporterte at mus med VSMC-spesifikk PPARγ-delesjon manglet PVAT i aorta- og mesenteriske regioner, noe som indikerer at PVAT kan dele samme embryonale opprinnelse med den lokale vaskulære veggen24. Det er holdepunkter for at PVAT fra ulik embryonal opprinnelse kan ha forskjellige fenotyper25,26. PVAT-en som omgir den stigende aorta og aortabuen (AA-PVAT), avledet fra nevrale kamceller av ektodermal opprinnelse, ligner morfologisk og transkriptomisk mer på brunt fettvev (BAT)27. Tilsvarende har SVF av PVAT avledet fra nevrale kamceller en tendens til å differensiere til brune adipocytter lettere enn hvite adipocytter in vitro28. PVAT i abdominal aorta har den imidlertid primært en hvit fettvevslignende fenotype29. En BAT-lignende fenotype av PVAT eller beiging av PVAT er assosiert med antiinflammatoriske og antipatologiske remodelleringseffekter, og kaster lys over behandlingen av kardiovaskulær sykdom ved hjelp av PVAT-fenotypemodulasjon19,30. Denne protokollen vil gi den teknologiske hjørnesteinen på benksiden.
Likevel er det noen begrensninger i denne protokollen. På grunn av den begrensede tilgjengeligheten av PVAT, krever ekstrahering av PVAT-SVF et større antall mus. I situasjoner der det er stor etterspørsel etter SVF, kan det være nødvendig å engasjere mer enn én person for å akselerere den eksperimentelle fremgangen. Sammenlignet med udødeliggjorte preadipocytter krever SVF-avledede preadipocytter ytterligere menneskelige og materielle ressurser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter, økonomiske eller på annen måte, å oppgi.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av National Natural Science Foundation of China (82130012 og 81830010) og Nurture-prosjektene for grunnforskning ved Shanghai Chest Hospital (tilskuddsnummer: 2022YNJCQ03).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.2 μm syringe filters | PALL | 4612 | |
| 12-well plate | Labselect | 11210 | |
| 15 mL centrifuge tube | Labserv | 310109003 | |
| 3,3',5-triiodo-L-thyronine (T3) | Sigma-Aldrich | T-2877 | 1 nM |
| 50 mL centrifuge tube | Labselect | CT-002-50A | |
| anti-adiponectin | Abcam | ab22554 | 1:1,000 working concentration |
| anti-COX IV | CST | 4850 | 1:1,000 working concentration |
| anti-FABP4 | CST | 2120 | 1:1,000 working concentration |
| anti-PGC1α | Abcam | ab191838 | 1:1,000 working concentration |
| anti-PPARγ | Invitrogen | MA5-14889 | 1:1,000 working concentration |
| anti-UCP1 | Abcam | ab10983 | 1:1,000 working concentration |
| anti-α-Actinin | CST | 6487 | 1:1,000 working concentration |
| BSA | Beyotime | ST023-200g | 1% |
| C57BL/6 mice aged 4-8 weeks of both sexes | Shanghai Model Organisms Center, Inc. | ||
| Cell Strainer 70 µm, nylon | Falcon | 352350 | |
| Collagen from calf skin | Sigma-Aldrich | C8919 | |
| Collagenase, Type 1 | Worthington | LS004196 | 1 mg/mL |
| Dexamethasone | Sigma-Aldrich | D1756 | 1 μM |
| Dispase II | Sigma-Aldrich | D4693-1G | 4 mg/mL |
| Fetal bovine serum | Gibco | 16000-044 | 10% |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H4034-25G | 20 mM |
| High glucose DMEM | Hyclone | SH30022.01 | |
| IBMX | Sigma-Aldrich | I7018 | 0.5 mM |
| Incubator with orbital shaker | Shanghai longyue Instrument Eruipment Co.,Ltd. | LYZ-103B | |
| Insulin (cattle) | Sigma-Aldrich | 11070-73-8 | 1 μM |
| Isoflurane | RWD | R510-22-10 | |
| Krebs-Ringer's Solution | Pricella | PB180347 | protect from light |
| Microsurgical forceps | Beyotime | FS233 | |
| Microsurgical scissor | Beyotime | FS217 | |
| Oil Red O | Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd | A600395-0050 | |
| PBS (Phosphate-buffered saline) | Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd | B548117-0500 | |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
| Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch | 115-035-146 | 1:5,000 working concentration |
| Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch | 111-035-144 | 1:5,000 working concentration |
| Rosiglitazone | Sigma-Aldrich | R2408 | 1 μM |
| Standard forceps | Beyotime | FS225 | |
| Surgical scissor | Beyotime | FS001 |
References
- Akoumianakis, I., Antoniades, C. The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad. Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).
- Huang, C. L., et al. Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).
- Xia, N., Li, H. The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction. British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).
- Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
- Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity. Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).
- Angueira, A. R., et al. Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue. Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).
- Boucher, J. M., et al. Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation. Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).
- Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).
- Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells. Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).
- Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88 (2019).
- Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).
- Suh, A., et al. Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation. Ageing Research Reviews. 54, 100933 (2019).
- Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology. Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).
- Kraus, N. A., et al. Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture. Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).
- Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cortés, V. Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).
- Ma, Y., et al. Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway. Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).
- Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling. FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).
- Ruan, C. C., et al. Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).
- Adachi, Y., et al. Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling. Nature Communications. 13 (1), 5117 (2022).
- Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
- Stanek, A., Brożyna-Tkaczyk, K., Myśliński, W. The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis. Nutrients. 13 (11), 3843 (2021).
- Queiroz, M., Sena, C. M. Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease. Ageing Research Reviews. 59, 101040 (2020).
- Fitzgibbons, T. P., et al. Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).
- Chang, L., et al. Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-γ deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis. Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).
- Piacentini, L., et al. Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).
- Wang, Z., et al. RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II. Pharmacological Research. 178, 106183 (2022).
- Shi, K., et al. Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease. Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).
- Fu, M., et al. Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).
- Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fernández-Alfonso, M. S. Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis. Trends in Endocrinology & Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).
- Bar, A., et al. In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice. Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929 (2020).
