Summary
Här beskriver vi isolering, odling och adipogen induktion av stromala vaskulära fraktionshärledda preadipocyter från musperiaortafettvävnad, vilket möjliggör studier av perivaskulär fettvävnadsfunktion och dess förhållande till vaskulära celler.
Abstract
Perivaskulär fettvävnad (PVAT) är en fettvävnadsdepå som omger blodkärlen och uppvisar fenotyperna av vita, beige och bruna adipocyter. Nya upptäckter har belyst den centrala roll som PVAT spelar för att reglera vaskulär homeostas och delta i patogenesen av hjärt-kärlsjukdomar. En omfattande förståelse för PFAT:s egenskaper och reglering är av stor betydelse för utvecklingen av framtida terapier. Primära kulturer av periaortafettocyter är värdefulla för att studera PFAT-funktion och överhörning mellan periaortafettocyter och kärlceller. Denna artikel presenterar ett ekonomiskt och genomförbart protokoll för isolering, odling och adipogen induktion av stromala vaskulära fraktionshärledda preadipocyter från musperiaorta fettvävnad, vilket kan vara användbart för modellering av adipogenes eller lipogenes in vitro. Protokollet beskriver vävnadsbearbetning och celldifferentiering för odling av periaortaadipocyter från unga möss. Detta protokoll kommer att utgöra den tekniska hörnstenen på bänksidan för undersökning av PFAT-funktionen.
Introduction
Perivaskulär fettvävnad (PVAT), en perivaskulär struktur som består av en blandning av mogna adipocyter och en stromal vaskulär fraktion (SVF), tros interagera med den intilliggande kärlväggen via dess sekretomer parakrinalt1. Som en kritisk regulator av vaskulär homeostas är PFAT-dysfunktion inblandad i patogenesen av kardiovaskulära sjukdomar 2,3,4. SVF för fettcellsvävnad består av flera förväntade cellpopulationer, inklusive endotelceller, immunceller, mesotelceller, neuronala celler och fettstam- och progenitorceller (ASPC)5,6. Det är välkänt att ASPC som finns i SVF i fettvävnad kan ge upphov till mogna fettceller5. SVF antas vara en kritisk källa till mogna adipocyter i PVAT. Flera studier har visat att PVAT-SVF kan differentiera till mogna adipocyter under specifika induktionsbetingelser 6,7,8.
För närvarande finns det två isoleringssystem för att isolera SVF från fettvävnad, det ena är enzymatisk nedbrytning och det andra är icke-enzymatiskt9. Enzymatiska metoder resulterar vanligtvis i ett högre utbyte av kärnförsedda stamceller10. Hittills har fördelarna med SVF för att främja vaskulär regenerering och neovaskularisering vid sårläkning, urogenitala och kardiovaskulära sjukdomar i stor utsträckning visats11, särskilt inom dermatologi och plastikkirurgi12,13. De kliniska tillämpningsutsikterna för PVAT-härledd SVF har dock inte utforskats väl, vilket kan tillskrivas avsaknaden av en standardiserad metod för isolering av SVF från PVAT. Syftet med detta protokoll är att etablera ett standardiserat tillvägagångssätt för isolering, odling och adipogen induktion av SVF-härledda preadipocyter från mus-PVAT som omger bröstaortan, vilket möjliggör ytterligare undersökning av PFAT-funktionen. Detta protokoll optimerar vävnadsbearbetning och celldifferentieringstekniker för odling av periaortafettceller erhållna från unga möss.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Djurprotokollen godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee vid Shanghai Chest Hospital som är anslutet till Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (godkännandenummer: KS23010) och var i överensstämmelse med relevanta etiska bestämmelser. Han- och honmöss av typen C57BL/6 i åldern 4-8 veckor är att föredra för detta experiment.
1. Beredning av kirurgiska verktyg, buffertar och odlingsmedier
- Autoklavkirurgiska verktyg (t.ex. kirurgisk sax och standardpincett) vid 121 °C i 30 min. Desinficera mikrokirurgiska instrument med 75 % alkohol.
- Bered steril fosfatbuffrad koksaltlösning (PBS) kompletterad med 1 % v/v penicillin-streptomycin och ytterligare 10 ml PBS kompletterad med 10 % v/v penicillin-streptomycin.
OBS: I följande avsnitt, om det inte specifikt nämns, hänvisar PBS till vanlig steril PBS. - Bered Krebs Ringer HEPES BSA-buffert: 1 % bovint serumalbumin (BSA), 20 mM HEPES upplöst i Krebs Ringer-lösning.
- Bered färsk digestionslösning: kollagenas typ 1 (1 mg/ml) och dispase II (4 mg/ml) upplöst i Krebs Ringer HEPES BSA-buffert. Sterilisera lösningen med ett 0,2 μm filter.
- Förbered en kollagenbelagd 12-hålsplatta.
- Späd kollagenlösningen (1 mg/ml) med sterilt avjoniserat vatten till en koncentration av 40 μg/ml. Tillsätt 1 ml av den utspädda kollagenlösningen på ytan av varje brunn för att uppnå en koncentration på 6-10 μg/cm2. Inkubera beläggningen i 1 timme vid rumstemperatur.
- Ta bort den återstående lösningen och skölj varje brunn 2x med 1 ml PBS. Använd plattan omedelbart, eller lufttorka plattan i en klass II laminär flödeshuv och förvara den belagda plattan vid 2-8 °C. Vid förvaring, försegla de belagda plåtarna med parafilm.
- Förbered odlingsmedium: Dulbeccos modifierade Eagles Medium med hög glukoshalt (DMEM), 10 % fetalt bovint serum (FBS), 1 % v/v penicillin-streptomycin. Förvaras vid 4 °C i upp till 2 veckor.
- Förbered lipogent induktionsmedium: DMEM med hög glukoshalt, 10 % FBS, 1 % v/v penicillin-streptomycin, 1 nM trijodtyronin, 1 μM rosiglitazon, 1 μM insulin, 0,5 mM 3-isobutyl-1-metylxantin (IBMX) och 1 μM dexametason. Förvaras vid 4 °C i upp till 2 veckor.
- Förbered underhållsmedium: DMEM med högt glukosvärde, 10 % FBS, 1 % v/v penicillin-streptomycin, 1 nM trijodtyronin, 1 μM rosiglitazon och 1 μM insulin. Förvaras vid 4 °C i upp till 2 veckor.
2. Dissektion och isolering av perivaskulär fettvävnad (PVAT)
- Avliva musen genom cervikal luxation under 2 % isofluranbedövning eller med överdosering av koldioxid. Spraya med 75% alkohol för huddesinfektion.
- Placera musen på rygg (vänd uppåt).
- Lyft huden, gör ett litet snitt och separera huden och magmusklerna med en kirurgisk sax längs den ventrala mittlinjen från bäckenet till nacken. Exponera hjärta och lungor genom att skära diafragman och revbenen längs båda sidor av mittlinjen.
- Ta försiktigt bort lever, mjälte, tarmar och njurar. Undvik att skära i tarmväggen.
- Ta bort lungorna och matstrupen.
- Lyft försiktigt hjärtat med en pincett i ena handen och separera aortan från ryggraden med en kirurgisk sax i den andra handen. Placera sedan hjärta och aorta i en 60 mm petriskål med PBS innehållande 1% v/v penicillin-streptomycin.
- Ta bort mikrokirurgisk pincett och mikrokirurgisk sax från alkohol och skölj i 25 ml PBS för att ta bort överflödig alkohol. Under ett stereomikroskop, ta bort thymus och annan vävnad från hjärtat och aortan, ta sedan bort hjärtat och lämna aortan med PVAT.
- Överför aortan med PVAT till en ren 60 mm petriskål med PBS innehållande 1 % v/v penicillin-streptomycin.
- Använd mikrokirurgisk pincett för att ta bort PVAT, med en pincett som fixerar aortan och den andra som drar av fettvävnaden. Ta bort kärlvävnaden så mycket som möjligt samtidigt som du minimerar skadorna på den perivaskulära fettvävnaden.
- Samla PVAT som omger bröstaortan i det 2 ml mikrocentrifugrör som innehåller DMEM med högt glukos kompletterat med 1 % v/v penicillin-streptomycin som placerats på is.
3. Isolering av stromal vaskulär fraktion (SVF)
- Skölj de insamlade vävnaderna sekventiellt med PBS innehållande 10 % v/v penicillin-streptomycin och PBS innehållande 1 % v/v penicillin-streptomycin.
OBS: Från och med detta steg måste alla experiment utföras under sterila förhållanden i en klass II-huv med laminärt flöde. - Överför vävnaderna till en steril 60 mm petriskål, tillsätt 200 μL digestionslösning och finhacka dem i 1 mm3 bitar med en steril sax.
- Överför blandningen till ett 15 ml centrifugrör med hjälp av en pipettspets av plast, änden breddad med ett sterilt saxsnitt, och tillsätt 6 ml digestionslösning för att starta digestionsreaktionen.
OBS: En uppslutningsreaktion (3 ml digestionslösning) är tillräcklig för PMAT-depåer från sex möss. - Inkubera vävnaderna vid 37 °C i en inkubator med orbitalskakapparat (150 varv/min frekvens för effektiv blandning) i 30–45 min. Knyt rören platt på ett galler för att få rören att skaka horisontellt. Skaka upp och ner kraftigt för hand i 10 s var 5-10:e minut.
OBS: Matsmältningen kan avbrytas när en homogen, gulaktig matsmältningsvätska ses utan några vävnadsfragment kvar. - Sila de upplösta vävnaderna genom en 70 μm cellsil i ett 50 ml centrifugrör. Skölj cellsilen med en lika stor volym odlingsmedium för att maximera cellutbytet och stoppa matsmältningen.
- Överför filtratet till ett nytt 15 ml centrifugrör och centrifugera vid 1 800 × g i 10 minuter. Vänd upp och ner på röret för att kassera supernatanten och återsuspendera pelletsen i 5 ml PBS. Centrifugera vid 1 800 × g i 5 minuter.
- Kassera supernatanten genom att vända upp och ner på röret och återsuspendera pelletsen i en lämplig mängd odlingsmedium.
OBS: Cellpelletsen som samlas in från var sjätte mus återsuspenderas i 1 ml odlingsmedium och sås i en brunn på en 12-hålsplatta. - Frö cellerna i en kollagenbelagd 12-hålsplatta och inkubera vid 37 °C i en fuktig atmosfär med 5 % CO2 över natten.
- Nästa dag aspirerar odlingsmediet, tvättar cellerna med förvärmd (37 °C) PBS innehållande 1 % v/v penicillin-streptomycin för att avlägsna cellrester och röda blodkroppar, och tillsätt 1 ml färskt odlingsmedium varje brunn.
4. Adipogen induktion av SVF-härledda preadipocyter från periaortafettvävnad
- Byt odlingsmedium varannan dag tills cellerna når ~60-70% sammanflöde.
OBS: Det tar vanligtvis 3-4 dagar för cellerna att nå 60-70% sammanflöde. - När cellerna når 60-70% sammanflöde, aspirera odlingsmediet och ersätt det med brunt adipogent induktionsmedium. Betrakta dagen för induktion av adipogen differentiering som dag 0 av differentiering.
- Efter 72 timmar (dag 3 av differentiering) ska mediet uppdateras med underhållsmedium. Byt underhållsmedium varannan dag tills cellerna används för experiment.
- Analysera de adipogena cellerna på lämpligt sätt, såsom Oil Red O färgning14 och western blotting15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Med hjälp av detta protokoll som beskrivs ovan isolerade vi noggrant PVAT:er som omger bröstaortor hos möss (Figur 1A-D). Efter att PVAT tvättats och malts i små bitar med hjälp av en steril sax (figur 1 E, F) rötades vävnadsfragmenten i en digestionslösning innehållande kollagenas typ 1 (1 mg/ml) och dispase II (4 mg/ml) och inkuberades vid 37 °C i en shaker i 30–45 minuter (figur 1G). De upplösta vävnaderna silades genom en 70 μm cellsil till ett 50 ml centrifugrör (figur 1H). Cellpellets samlades in efter centrifugering (Figur 1I).
För att bekräfta den adipogena potentialen hos de SVF-härledda preadipocyterna inducerade vi cellerna med brunt adipogent induktionsmedium innehållande 1 nM trijodtyronin, 1 μM rosiglitazon, 1 μM insulin, 0,5 mM IBMX och 1 μM dexametason. Mogna adipocyter observerades efter 7-10 dagars brun adipogeninduktion, kännetecknad av bildandet av Oil Red O-färgade lipidrika vakuoler (Figur 2A). Western blotting-analys visade vidare de ökade uttrycksnivåerna av adipocytspecifika proteiner, inklusive adiponektin, Fabp4, Pgc1α, Pparγ, Ucp1 och mitokondrieprotein Cox IV (Figur 2B,C). Dessa data tyder på att de SVF-härledda preadipocyterna från periaortafettvävnad hos möss uppvisar en stark adipogen potential.
Figur 1: Isolering av stromal vaskulär fraktion från periaortafettvävnad hos möss . (A) Hjärtat och aortan dissekeras noggrant med kirurgisk pincett och sax. Vita och gula pilspetsar indikerar hjärtat respektive aortan. (B) PVAT som omger bröstaortan avlägsnas försiktigt med hjälp av en pincett. (C) Den aorta som finns kvar efter avlägsnandet av PVAT som omger bröstaortan. (D) PVAT samlas upp i ett 2 ml mikrocentrifugrör som innehåller DMEM med hög glukoshalt med 1 % v/v penicillin-streptomycin. E) PVAT sköljs sekventiellt med PBS innehållande 10 % v/v penicillin-streptomycin och PBS innehållande 1 % v/v penicillin-streptomycin. F) Skärning av PVAT i 1 mm3 delar med hjälp av en steril sax. G) Överföring av malda PVAT till ett 15 ml centrifugrör som innehåller 6 ml uppslutningslösning och inkubera vävnader vid 37 °C i 30–45 minuter med skakning vid 150 varv per minut. H) Avbryt uppslutningen och filtrera suspensionen genom en 70 μm cellsil till ett 50 ml centrifugrör. I) Centrifugera filtratet vid 1 800 × g i 10 minuter. SVF har isolerats. Förkortningar: PVAT = perivaskulär fettvävnad; SVF = stromal vaskulär fraktion. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Adipogen differentiering av stromal vaskulär fraktion från periaortafettvävnad hos möss . (A) Representativa bilder av ljusmikroskop och Oil Red O-färgning av primära adipocyter differentierade från periaortapreadipocyter på dag 8. Skalstreck = 200 μm. (B,C) Western blotting-analys av proteinnivåer av adiponektin, Fabp4, Pgc1α, Pparγ, Cox IV och Ucp1 för primära adipocyter differentierade från periaorta preadipocyter vid dag 8. Oparade tvåsidiga Students t-test användes för att beräkna signifikanta skillnader mellan de två grupperna. Värdena är medelvärdet ± SEM. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi föreslår ett praktiskt och genomförbart tillvägagångssätt för isolering och adipogen induktion av SVF-härledda preadipocyter från periaortafettvävnad från möss. Fördelarna med detta protokoll är att det är enkelt och ekonomiskt. Ett tillräckligt antal möss är avgörande för en lyckad isolering, eftersom otillräcklig vävnad kan resultera i låg SVF-densitet och dåligt tillväxttillstånd, vilket i slutändan påverkar den lipogena effektiviteten. Dessutom är musens ålder en viktig faktor att ta hänsyn till eftersom den aditogena potentialen hos SVF minskar med åldern. Snabb och noggrann separering av PVAT samtidigt som kontaminering av kärl minimeras är avgörande. Matsmältningslösningen är också en nyckelkomponent eftersom tillsatsen av dispase II till typ 1-kollagenas kan förbättra matsmältningshastigheten och utbytet av celler. Det är viktigt att vara uppmärksam på matsmältningsprocessen för att undvika översmältning eftersom det potentiellt kan påverka cellviabiliteten. Det är viktigt att följa sterila tekniker och upprätthålla lämpliga odlingsförhållanden under hela protokollet.
Primära kulturer av periaorta adipocyter är värdefulla för att studera PFAT-egenskaper och funktioner. Isolering och adipogenisk induktion av SVF-härledda preadipocyter från periaortafettvävnad från genetiskt modifierade möss ger en plattform för att utforska den viktiga regulatorn för PFAT-differentiering och adipogenes in vitro. PVAT är en modulator av vasokonstriktion och vaskulär remodellering på ett utåt-till-inåt-sätt, genom att generera vasoaktiva molekyler såsom väteperoxid, adiponektin, angiotensin 1-7, metylpalmitat, vätesulfid, kväveoxid och leptin3. Denna presenterade metod möjliggör vidare studier av överhörningen mellan periaorta adipocyter och endotelceller16, vaskulära glatta muskelceller (VSMC)17, adventiella fibroblaster 18 eller makrofager 19, vilket ger insikter i de centrala rollerna för PVAT i patogenesen av kardiovaskulära sjukdomar som högt blodtryck, ateroskleros, stenos och aneurysm20,21,22.
Dessutom är isolering och adipogen induktion av preadipocyter basen för att studera PFAT-linjer och PVAT-heterogenitet. PVAT är heterogena inter- och intravaskulära bäddar, som manifesterar sig som distinkta transkriptionsprofiler, vilket kan bidra till distinkta fysiologiska och patologiska funktionella egenskaper20,23. Chang et al. rapporterade att möss med VSMC-specifik PPARγ-deletion saknade PVAT i aorta- och tarmkäxregionerna, vilket tyder på att PVAT kan dela samma embryonala ursprung med den lokala kärlväggen24. Det finns belägg för att PVAT från olika embryonala ursprung kan ha olika fenotyper25,26. PVAT som omger den uppåtgående aortan och aortabågen (AA-PVAT), som härrör från neurala kamceller av ektodermalt ursprung, är morfologiskt och transkriptomiskt mer lik brun fettvävnad (BAT)27. På motsvarande sätt tenderar SVF av PVAT som härrör från neurala toppceller att differentiera till bruna adipocyter lättare än vita adipocyter in vitro28. Bukaortan PVAT uppvisar dock i första hand en vit fettvävnadsliknande fenotyp29. En BAT-liknande fenotyp av PVAT eller beiging av PVAT är förknippad med antiinflammatoriska och antipatologiska remodelleringseffekter, vilket belyser behandlingen av kardiovaskulär sjukdom genom PVAT-fenotypmodulering19,30. Detta protokoll kommer att utgöra den tekniska hörnstenen på bänksidan.
Det finns dock vissa begränsningar i detta protokoll. På grund av den begränsade tillgången på PVAT krävs ett större antal möss för att extrahera PVAT-SVF. I situationer där det finns en stor efterfrågan på SVF kan det vara nödvändigt att engagera mer än en person för att påskynda försöksutvecklingen. Jämfört med odödliga preadipocyter kräver SVF-härledda preadipocyter ytterligare mänskliga och materiella resurser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter, ekonomiska eller andra, att redovisa.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av National Natural Science Foundation of China (82130012 och 81830010) och Nurture-projekten för grundforskning vid Shanghai Chest Hospital (anslagsnummer: 2022YNJCQ03).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.2 μm syringe filters | PALL | 4612 | |
| 12-well plate | Labselect | 11210 | |
| 15 mL centrifuge tube | Labserv | 310109003 | |
| 3,3',5-triiodo-L-thyronine (T3) | Sigma-Aldrich | T-2877 | 1 nM |
| 50 mL centrifuge tube | Labselect | CT-002-50A | |
| anti-adiponectin | Abcam | ab22554 | 1:1,000 working concentration |
| anti-COX IV | CST | 4850 | 1:1,000 working concentration |
| anti-FABP4 | CST | 2120 | 1:1,000 working concentration |
| anti-PGC1α | Abcam | ab191838 | 1:1,000 working concentration |
| anti-PPARγ | Invitrogen | MA5-14889 | 1:1,000 working concentration |
| anti-UCP1 | Abcam | ab10983 | 1:1,000 working concentration |
| anti-α-Actinin | CST | 6487 | 1:1,000 working concentration |
| BSA | Beyotime | ST023-200g | 1% |
| C57BL/6 mice aged 4-8 weeks of both sexes | Shanghai Model Organisms Center, Inc. | ||
| Cell Strainer 70 µm, nylon | Falcon | 352350 | |
| Collagen from calf skin | Sigma-Aldrich | C8919 | |
| Collagenase, Type 1 | Worthington | LS004196 | 1 mg/mL |
| Dexamethasone | Sigma-Aldrich | D1756 | 1 μM |
| Dispase II | Sigma-Aldrich | D4693-1G | 4 mg/mL |
| Fetal bovine serum | Gibco | 16000-044 | 10% |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H4034-25G | 20 mM |
| High glucose DMEM | Hyclone | SH30022.01 | |
| IBMX | Sigma-Aldrich | I7018 | 0.5 mM |
| Incubator with orbital shaker | Shanghai longyue Instrument Eruipment Co.,Ltd. | LYZ-103B | |
| Insulin (cattle) | Sigma-Aldrich | 11070-73-8 | 1 μM |
| Isoflurane | RWD | R510-22-10 | |
| Krebs-Ringer's Solution | Pricella | PB180347 | protect from light |
| Microsurgical forceps | Beyotime | FS233 | |
| Microsurgical scissor | Beyotime | FS217 | |
| Oil Red O | Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd | A600395-0050 | |
| PBS (Phosphate-buffered saline) | Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd | B548117-0500 | |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
| Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch | 115-035-146 | 1:5,000 working concentration |
| Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch | 111-035-144 | 1:5,000 working concentration |
| Rosiglitazone | Sigma-Aldrich | R2408 | 1 μM |
| Standard forceps | Beyotime | FS225 | |
| Surgical scissor | Beyotime | FS001 |
References
- Akoumianakis, I., Antoniades, C. The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad. Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).
- Huang, C. L., et al. Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).
- Xia, N., Li, H. The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction. British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).
- Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
- Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity. Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).
- Angueira, A. R., et al. Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue. Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).
- Boucher, J. M., et al. Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation. Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).
- Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).
- Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells. Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).
- Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88 (2019).
- Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).
- Suh, A., et al. Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation. Ageing Research Reviews. 54, 100933 (2019).
- Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology. Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).
- Kraus, N. A., et al. Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture. Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).
- Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cortés, V. Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).
- Ma, Y., et al. Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway. Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).
- Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling. FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).
- Ruan, C. C., et al. Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).
- Adachi, Y., et al. Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling. Nature Communications. 13 (1), 5117 (2022).
- Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
- Stanek, A., Brożyna-Tkaczyk, K., Myśliński, W. The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis. Nutrients. 13 (11), 3843 (2021).
- Queiroz, M., Sena, C. M. Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease. Ageing Research Reviews. 59, 101040 (2020).
- Fitzgibbons, T. P., et al. Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).
- Chang, L., et al. Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-γ deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis. Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).
- Piacentini, L., et al. Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).
- Wang, Z., et al. RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II. Pharmacological Research. 178, 106183 (2022).
- Shi, K., et al. Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease. Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).
- Fu, M., et al. Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).
- Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fernández-Alfonso, M. S. Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis. Trends in Endocrinology & Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).
- Bar, A., et al. In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice. Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929 (2020).
