Summary
Her beskriver vi isolering, kultur og adipogen induktion af stromale vaskulære fraktionsafledte preadipocytter fra museperiaortisk fedtvæv, hvilket muliggør undersøgelse af perivaskulær fedtvævsfunktion og dets forhold til vaskulære celler.
Abstract
Perivaskulært fedtvæv (PVAT) er et fedtvævsdepot, der omgiver blodkar og udviser fænotyperne af hvide, beige og brune adipocytter. Nylige opdagelser har kastet lys over PVAT's centrale rolle i reguleringen af vaskulær homeostase og deltagelse i patogenesen af hjerte-kar-sygdomme. En omfattende forståelse af PVAT's egenskaber og regulering er af stor betydning for udviklingen af fremtidige behandlinger. Primære kulturer af periaorta-adipocytter er værdifulde til at studere PVAT-funktion og krydstale mellem periaorta-adipocytter og vaskulære celler. Dette papir præsenterer en økonomisk og gennemførlig protokol til isolering, dyrkning og adipogen induktion af stromale vaskulære fraktionafledte preadipocytter fra museperiaortafedtvæv, hvilket kan være nyttigt til modellering af adipogenese eller lipogenese in vitro. Protokollen skitserer vævsbehandling og celledifferentiering til dyrkning af periaorta-adipocytter fra unge mus. Denne protokol vil udgøre den teknologiske hjørnesten på bænksiden til undersøgelse af PVAT-funktionen.
Introduction
Perivaskulært fedtvæv (PVAT), en perivaskulær struktur sammensat af en blanding af modne adipocytter og en stromal vaskulær fraktion (SVF), menes at interagere med den tilstødende karvæg via dens sekretom parakrinalt1. Som en kritisk regulator af vaskulær homeostase er PVAT-dysfunktion impliceret i patogenesen af hjerte-kar-sygdomme 2,3,4. SVF for adipocytvæv består af flere forventede cellepopulationer, herunder endotelceller, immunceller, mesothelceller, neuronale celler og fedtstamceller og stamceller (ASPC'er)5,6. Det er velkendt, at ASPC'er, der er bosiddende i fedtvævets SVF, kan give anledning til modne adipocytter5. SVF antages at være en kritisk kilde til modne adipocytter i PVAT. Flere undersøgelser har vist, at PVAT-SVF kan differentiere sig til modne adipocytter under specifikke induktionsbetingelser 6,7,8.
I øjeblikket er der to isolationssystemer til isolering af SVF fra fedtvæv, den ene er enzymatisk fordøjelse og den anden er ikke-enzymatisk9. Enzymatiske metoder resulterer typisk i et højere udbytte af nukleerede stamceller10. Til dato er fordelene ved SVF til fremme af vaskulær regenerering og neovaskularisering i sårheling, urogenitale og hjerte-kar-sygdomme blevet bredt demonstreret11, især inden for dermatologi og plastikkirurgi12,13. Imidlertid er de kliniske anvendelsesmuligheder for PVAT-afledt SVF ikke blevet undersøgt godt, hvilket kan tilskrives manglen på en standardiseret metode til isolering af SVF fra PVAT. Formålet med denne protokol er at etablere en standardiseret tilgang til isolering, dyrkning og adipogen induktion af SVF-afledte preadipocytter fra muse-PVAT, der omgiver thorax aorta, hvilket muliggør yderligere undersøgelse af PVAT-funktionen. Denne protokol optimerer vævsbehandling og celledifferentieringsteknikker til dyrkning af periaorta-adipocytter opnået fra unge mus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dyreprotokollerne blev godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee på Shanghai Chest Hospital tilknyttet Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (godkendelsesnummer: KS23010) og var i overensstemmelse med relevante etiske regler. C57BL/6-han- og hunmus i alderen 4-8 uger er at foretrække til dette forsøg.
1. Forberedelse af kirurgiske værktøjer, buffere og kulturmedier
- Autoklave kirurgiske værktøjer (f.eks. kirurgisk saks og standard tang) ved 121 °C i 30 min. Desinficere mikrokirurgiske instrumenter med 75% alkohol.
- Der fremstilles sterilt fosfatbufret saltvand (PBS) suppleret med 1% v/v penicillin-streptomycin og yderligere 10 ml PBS suppleret med 10% v/v penicillin-streptomycin.
BEMÆRK: I de følgende afsnit, hvis ikke specifikt nævnt, henviser PBS til regelmæssig steril PBS. - Forbered Krebs Ringer HEPES BSA-buffer: 1% bovin serumalbumin (BSA), 20 mM HEPES opløst i Krebs Ringer-opløsning.
- Forbered frisk fordøjelsesopløsning: type 1 collagenase (1 mg / ml) og dispase II (4 mg / ml) opløst i Krebs Ringer HEPES BSA-buffer. Steriliser opløsningen ved hjælp af et 0,2 μm filter.
- Forbered en kollagenbelagt plade med 12 brønde.
- Kollagenopløsningen (1 mg/ml) fortyndes med sterilt deioniseret vand til en koncentration på 40 μg/ml. Der tilsættes 1 ml af den fortyndede kollagenopløsning på overfladen af hvert hul for at opnå en koncentration på 6-10 μg/cm2. Inkuber belægningen i 1 time ved stuetemperatur.
- Fjern den resterende opløsning og skyl hvert hul 2x med 1 ml PBS. Brug pladen med det samme, eller lufttør pladen i en klasse II laminar strømningshætte, og opbevar den coatede plade ved 2-8 °C. Ved opbevaring forsegles de belagte plader med parafilm.
- Forbered dyrkningsmedium: Dulbecco's-modificerede ørnemedium (DMEM) med høj glukose, 10% føtalt bovint serum (FBS), 1% v / v penicillin-streptomycin. Opbevares ved 4 °C i op til 2 uger.
- Forbered lipogent induktionsmedium: DMEM med højt glukoseindhold, 10% FBS, 1% v/v penicillin-streptomycin, 1 nM triiodothyronin, 1 μM rosiglitazon 1 μM insulin, 0,5 mM 3-isobutyl-1-methylxanthin (IBMX) og 1 μM dexamethason. Opbevares ved 4 °C i op til 2 uger.
- Forbered vedligeholdelsesmedium: DMEM med højt glukoseindhold, 10% FBS, 1% v/v penicillin-streptomycin, 1 nM triiodothyronin, 1 μM rosiglitazon og 1 μM insulin. Opbevares ved 4 °C i op til 2 uger.
2. Dissektion og isolering af perivaskulært fedtvæv (PVAT)
- Aflive musen ved cervikal dislokation under 2% isofluranbedøvelse eller med kuldioxid overdosis. Spray med 75% alkohol til desinfektion af huden.
- Placer musen i liggende stilling (vender opad).
- Løft huden, lav et lille snit, og adskil huden og mavemusklerne med kirurgisk saks langs den ventrale midterlinje fra bækkenet til nakken. Udsæt hjertet og lungerne ved at skære membran og ribben langs begge sider af midterlinjen.
- Fjern forsigtigt leveren, milten, tarmene og nyrerne. Undgå at skære tarmvæggen.
- Fjern lungerne og spiserøret.
- Løft forsigtigt hjertet med tang i den ene hånd og adskil aorta fra rygsøjlen med kirurgisk saks i den anden hånd. Derefter anbringes hjertet og aorta i en 60 mm petriskål med PBS indeholdende 1% v/v penicillin-streptomycin.
- Fjern mikrokirurgisk tang og mikrokirurgisk saks fra alkohol og skyl i 25 ml PBS for at fjerne overskydende alkohol. Under et stereomikroskop skal du fjerne thymus og andet væv fra hjertet og aorta, derefter fjerne hjertet og efterlade aorta med PVAT'erne.
- Aorta overføres med PVAT'erne til en ren 60 mm petriskål med PBS indeholdende 1% v/v penicillin-streptomycin.
- Brug mikrokirurgiske tang til at strippe PVAT'er, hvor det ene par tang fastgør aorta og det andet trækker fedtvævet af. Fjern vaskulaturvævet så meget som muligt, samtidig med at skader på det perivaskulære fedtvæv minimeres.
- PVAT'en omkring thorax aorta samles i 2 ml mikrocentrifugerøret indeholdende DMEM med højt glukoseindhold suppleret med 1% v/v penicillin-streptomycin anbragt på is.
3. Isolering af stromal vaskulær fraktion (SVF)
- Det opsamlede væv skylles sekventielt med PBS indeholdende 10% v/v penicillin-streptomycin og PBS indeholdende 1% v/v penicillin-streptomycin.
BEMÆRK: Fra dette trin og fremefter skal alle forsøg udføres under sterile forhold i en klasse II laminar strømningshætte. - Overfør vævene til en steril 60 mm petriskål, tilsæt 200 μL fordøjelsesopløsning, og hak dem i 1 mm3 stykker ved hjælp af steril saks.
- Overfør blandingen til et 15 ml centrifugerør ved hjælp af en plastikpipettespids, enden udvidet med et sterilt saksesnit, og tilsæt 6 ml fordøjelsesopløsning for at starte fordøjelsesreaktionen.
BEMÆRK: En fordøjelsesreaktion (3 ml fordøjelsesopløsning) er tilstrækkelig til PVAT-depoter fra seks mus. - Vævene inkuberes ved 37 °C i en inkubator med orbitalryster (frekvens 150 rpm for effektiv blanding) i 30-45 min. Bind rørene fladt på et stativ for at få rørene til at ryste vandret. Ryst kraftigt op og ned i hånden i 10 sek. hvert 5.-10. minut.
BEMÆRK: Fordøjelsen kan afbrydes, når der ses en homogen, gullig fordøjelsesvæske uden vævsfragmenter tilbage. - Sil det fordøjede væv gennem en 70 μm cellesi i et 50 ml centrifugerør. Skyl cellefilteret med et lige så stort volumen dyrkningsmedium for at maksimere celleudbyttet og stoppe fordøjelsen.
- Filtratet overføres til et nyt 15 ml centrifugeglas og centrifugeres ved 1.800 × g i 10 minutter. Vend glasset på hovedet, så supernatanten kasseres, og pellets resuspenderes i 5 ml PBS. Der centrifugeres ved 1.800 × g i 5 min.
- Supernatanten kasseres ved at vende glasset på hovedet, og pellets resuspenderes i en passende mængde dyrkningsmedium.
BEMÆRK: Cellepillerne indsamlet fra hver seks mus resuspenderes i 1 ml dyrkningsmedium og podes i en brønd i en 12-brøndplade. - Frø cellerne i en kollagenbelagt 12-brønds plade og inkuber ved 37 ° C i en fugtig atmosfære med 5% CO2 natten over.
- Den næste dag aspireres dyrkningsmediet, cellerne vaskes med forvarmet (37 °C) PBS indeholdende 1% v/v penicillin-streptomycin for at fjerne cellerester og røde blodlegemer, og der tilsættes 1 ml frisk dyrkningsmedium hver hul.
4. Adipogen induktion af SVF-afledte preadipocytter fra periaortafedtvæv
- Skift kulturmediet hver anden dag, indtil cellerne når ~ 60-70% sammenløb.
BEMÆRK: Det tager normalt 3-4 dage for cellerne at nå 60-70% sammenløb. - Når cellerne når 60-70% sammenløb, aspireres kulturmediet og erstattes med brunt adipogent induktionsmedium. Overvej dagen for induktion af adipogen differentiering som dag 0 af differentiering.
- Efter 72 timer (dag 3 med differentiering) opdateres mediet med vedligeholdelsesmediet. Skift vedligeholdelsesmediet hver 2. dag, indtil cellerne bruges til eksperimenter.
- Analyser de adipogene celler på en passende måde, såsom Oil Red O-farvning14 og western blotting15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ved hjælp af denne protokol beskrevet ovenfor isolerede vi omhyggeligt PVAT'er omkring thoraxaortas hos mus (figur 1A-D). Efter vask og hakning af PVAT'erne i små stykker med en steril saks (figur 1E, F) blev vævsfragmenter fordøjet i en fordøjelsesopløsning indeholdende type 1-collagenase (1 mg/ml) og dispase II (4 mg/ml) og inkuberet ved 37 °C på en ryster i 30-45 minutter (figur 1G). Det fordøjede væv blev silet gennem en 70 μm cellesi ind i et 50 ml centrifugerør (figur 1H). Cellepiller blev opsamlet efter centrifugering (figur 1I).
For at bekræfte det adipogene potentiale af de SVF-afledte preadipocytter inducerede vi cellerne med brunt adipogent induktionsmedium indeholdende 1 nM triiodothyronin, 1 μM rosiglitazon 1 μM insulin, 0,5 mM IBMX og 1 μM dexamethason. Modne adipocytter blev observeret efter 7-10 dages brun adipogen induktion, karakteriseret ved dannelsen af olierøde O-farvede lipidrige vakuoler (figur 2A). Western blotting-analyse viste yderligere de øgede ekspressionsniveauer af adipocytspecifikke proteiner, herunder adiponectin, Fabp4, Pgc1α, Pparγ, Ucp1 og mitokondrieprotein Cox IV (figur 2B, C). Disse data tyder på, at de SVF-afledte preadipocytter fra museperiaortafedtvæv udviser stærkt adipogent potentiale.
Figur 1: Isolering af stromal vaskulær fraktion fra periaortisk fedtvæv fra mus . (A) Hjertet og aorta dissekeres omhyggeligt ved hjælp af kirurgisk tang og saks. Hvide og gule pilespidser angiver henholdsvis hjertet og aorta. (B) PVAT'er, der omgiver thorax aorta, fjernes omhyggeligt ved hjælp af tang. (C) Aorta tilbage efter fjernelse af PVAT omkring thorax aorta. D) PVAT'er opsamles i et 2 ml mikrocentrifugerør indeholdende DMEM med højt glukoseindhold med 1 % v/v penicillinstreptomycin. E) PVAT'er skylles sekventielt med PBS indeholdende 10% v/v penicillin-streptomycin og PBS indeholdende 1% v/v penicillin-streptomycin. F) Hakning af PVAT'erne i 1 mm3 stykker med en steril saks. G) Overførsel af hakkede PVAT'er til et 15 ml centrifugeglas indeholdende 6 ml fordøjelsesopløsning og inkubation af væv ved 37 °C i 30-45 minutter med omrystning ved 150 omdr./min. (H) Stop fordøjelsen, og filtrer suspensionen gennem en 70 μm cellesi til et 50 ml centrifugeglas. I) Filtratet centrifugeres ved 1 800 × g i 10 minutter. SVF er blevet isoleret. Forkortelser: PVAT = perivaskulært fedtvæv; SVF = stromal vaskulær fraktion. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Adipogen differentiering af stromal vaskulær fraktion fra periaortisk fedtvæv fra mus . (A) Repræsentative billeder af lysmikroskop og Oil Red O-farvning af primære adipocytter differentieret fra periaortiske preadipocytter på dag 8. Skalastænger = 200 μm. (B,C) Western blotting-analyse af proteinniveauer af adiponectin, Fabp4, Pgc1α, Pparγ, Cox IV og Ucp1 for primære adipocytter differentieret fra periaortiske preadipocytter på dag 8. Uparrede tohalede studerendes t-tests blev brugt til at beregne signifikante forskelle mellem de to grupper. Værdier er gennemsnitlige ± SEM. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi foreslår en praktisk og gennemførlig tilgang til isolering og adipogen induktion af SVF-afledte preadipocytter fra museperiaortafedtvæv. Fordelene ved denne protokol er, at den er enkel og økonomisk. Et tilstrækkeligt antal mus er afgørende for en vellykket isolering, da utilstrækkeligt væv kan resultere i lav SVF-tæthed og dårlig væksttilstand, hvilket i sidste ende påvirker lipogen effektivitet. Derudover er musenes alder en vigtig faktor at overveje, da SVF's adipogene potentiale falder med alderen. Hurtig og omhyggelig adskillelse af PVAT, samtidig med at kontaminering af vaskulaturen minimeres, er afgørende. Fordøjelsesopløsningen er også en nøglekomponent, da tilsætning af dispase II til type 1 kollagenase kan forbedre fordøjelseshastigheden og udbyttet af celler. Det er vigtigt at være meget opmærksom på fordøjelsesprocessen for at undgå overfordøjelse, da det potentielt kan påvirke cellelevedygtigheden. Det er vigtigt at følge sterile teknikker og opretholde passende dyrkningsbetingelser i hele protokollen.
Primære kulturer af periaorta-adipocytter er værdifulde til at studere PVAT-egenskaber og funktioner. Isolering og adipogenin induktion af SVF-afledte preadipocytter fra periaortafedtvæv hos genetisk modificerede mus giver en platform for at udforske den vigtige regulator af PVAT-differentiering og adipogenese in vitro. PVAT er en modulator af vasokonstriktion og vaskulær remodellering på en udad-til-indad måde ved at generere vasoaktive molekyler såsom hydrogenperoxid, adiponectin, angiotensin 1-7, methylpalmitat, hydrogensulfid, nitrogenoxid og leptin3. Denne præsenterede metode muliggør yderligere undersøgelse af krydstalen mellem periaorta-adipocytter og endotelceller 16, vaskulære glatte muskelceller (VSMC'er)17, utilsigtede fibroblaster 18 eller makrofager 19, hvilket giver indsigt i PVAT's centrale roller i patogenesen af hjerte-kar-sygdomme såsom hypertension, aterosklerose, stenose og aneurismer20,21,22.
Derudover er isolering og adipogen induktion af preadipocytter grundlaget for at studere PVAT-slægter og PVAT-heterogenitet. PVAT'er er heterogene inter- og intravaskulære senge, der manifesterer sig som forskellige transkriptionsprofiler, som kan bidrage til forskellige fysiologiske og patologiske funktionelle træk20,23. Chang et al. rapporterede, at mus med VSMC-specifik PPARγ-deletion manglede PVAT i aorta- og mesenterialområderne, hvilket indikerer, at PVAT muligvis deler den samme embryonale oprindelse med den lokale vaskulære væg24. Der er tegn på, at PVAT fra forskellige embryonale oprindelser kan have forskellige fænotyper25,26. PVAT, der omgiver den stigende aorta og aortabuen (AA-PVAT), afledt af neurale kamceller af ektodermal oprindelse, ligner morfologisk og transkriptomisk mere brunt fedtvæv (BAT)27. Tilsvarende har SVF for PVAT afledt af neurale kamceller tendens til lettere at differentiere sig til brune adipocytter end hvide adipocytter in vitro28. Den abdominale aorta PVAT udviser imidlertid primært en hvid fedtvævslignende fænotype29. En BAT-lignende fænotype af PVAT eller beiging af PVAT er forbundet med antiinflammatoriske og antipatologiske remodelleringseffekter, der kaster lys over behandlingen af hjerte-kar-sygdomme ved hjælp af PVAT-fænotypemodulation 19,30. Denne protokol vil udgøre den teknologiske hjørnesten på bænken.
Ikke desto mindre er der nogle begrænsninger for denne protokol. På grund af den begrænsede tilgængelighed af PVAT kræver ekstraktion af PVAT-SVF et større antal mus. I situationer, hvor der er stor efterspørgsel efter SVF, kan det være nødvendigt at engagere mere end én person for at fremskynde de eksperimentelle fremskridt. Sammenlignet med udødeliggjorte preadipocytter kræver SVF-afledte preadipocytter yderligere menneskelige og materielle ressourcer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter, økonomiske eller på anden måde, at erklære.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af National Natural Science Foundation of China (82130012 og 81830010) og Nurture-projekterne for grundforskning på Shanghai Chest Hospital (bevillingsnummer: 2022YNJCQ03).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.2 μm syringe filters | PALL | 4612 | |
| 12-well plate | Labselect | 11210 | |
| 15 mL centrifuge tube | Labserv | 310109003 | |
| 3,3',5-triiodo-L-thyronine (T3) | Sigma-Aldrich | T-2877 | 1 nM |
| 50 mL centrifuge tube | Labselect | CT-002-50A | |
| anti-adiponectin | Abcam | ab22554 | 1:1,000 working concentration |
| anti-COX IV | CST | 4850 | 1:1,000 working concentration |
| anti-FABP4 | CST | 2120 | 1:1,000 working concentration |
| anti-PGC1α | Abcam | ab191838 | 1:1,000 working concentration |
| anti-PPARγ | Invitrogen | MA5-14889 | 1:1,000 working concentration |
| anti-UCP1 | Abcam | ab10983 | 1:1,000 working concentration |
| anti-α-Actinin | CST | 6487 | 1:1,000 working concentration |
| BSA | Beyotime | ST023-200g | 1% |
| C57BL/6 mice aged 4-8 weeks of both sexes | Shanghai Model Organisms Center, Inc. | ||
| Cell Strainer 70 µm, nylon | Falcon | 352350 | |
| Collagen from calf skin | Sigma-Aldrich | C8919 | |
| Collagenase, Type 1 | Worthington | LS004196 | 1 mg/mL |
| Dexamethasone | Sigma-Aldrich | D1756 | 1 μM |
| Dispase II | Sigma-Aldrich | D4693-1G | 4 mg/mL |
| Fetal bovine serum | Gibco | 16000-044 | 10% |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H4034-25G | 20 mM |
| High glucose DMEM | Hyclone | SH30022.01 | |
| IBMX | Sigma-Aldrich | I7018 | 0.5 mM |
| Incubator with orbital shaker | Shanghai longyue Instrument Eruipment Co.,Ltd. | LYZ-103B | |
| Insulin (cattle) | Sigma-Aldrich | 11070-73-8 | 1 μM |
| Isoflurane | RWD | R510-22-10 | |
| Krebs-Ringer's Solution | Pricella | PB180347 | protect from light |
| Microsurgical forceps | Beyotime | FS233 | |
| Microsurgical scissor | Beyotime | FS217 | |
| Oil Red O | Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd | A600395-0050 | |
| PBS (Phosphate-buffered saline) | Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd | B548117-0500 | |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
| Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch | 115-035-146 | 1:5,000 working concentration |
| Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch | 111-035-144 | 1:5,000 working concentration |
| Rosiglitazone | Sigma-Aldrich | R2408 | 1 μM |
| Standard forceps | Beyotime | FS225 | |
| Surgical scissor | Beyotime | FS001 |
References
- Akoumianakis, I., Antoniades, C. The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad. Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).
- Huang, C. L., et al. Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).
- Xia, N., Li, H. The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction. British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).
- Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
- Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity. Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).
- Angueira, A. R., et al. Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue. Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).
- Boucher, J. M., et al. Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation. Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).
- Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).
- Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells. Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).
- Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88 (2019).
- Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).
- Suh, A., et al. Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation. Ageing Research Reviews. 54, 100933 (2019).
- Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology. Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).
- Kraus, N. A., et al. Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture. Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).
- Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cortés, V. Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).
- Ma, Y., et al. Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway. Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).
- Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling. FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).
- Ruan, C. C., et al. Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).
- Adachi, Y., et al. Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling. Nature Communications. 13 (1), 5117 (2022).
- Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
- Stanek, A., Brożyna-Tkaczyk, K., Myśliński, W. The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis. Nutrients. 13 (11), 3843 (2021).
- Queiroz, M., Sena, C. M. Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease. Ageing Research Reviews. 59, 101040 (2020).
- Fitzgibbons, T. P., et al. Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).
- Chang, L., et al. Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-γ deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis. Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).
- Piacentini, L., et al. Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).
- Wang, Z., et al. RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II. Pharmacological Research. 178, 106183 (2022).
- Shi, K., et al. Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease. Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).
- Fu, M., et al. Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).
- Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fernández-Alfonso, M. S. Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis. Trends in Endocrinology & Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).
- Bar, A., et al. In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice. Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929 (2020).
