Analyse des préférences gustatives : une méthode pour mesurer le comportement alimentaire à Drosophila

Overview

Cette vidéo décrit l’analyse de préférence gustative, une méthode comportementale utilisée pour mesurer l’attraction ou l’évitement vers des solutions colorées qui ont un goût différent en évaluant la coloration abdominale de la mouche après l’ingestion de la substance préférée. Le protocole présenté démontre la procédure utilisée pour mesurer la préférence des mouches pour des solutions de concentrations variables de saccharose.

Protocol

Ce protocole est un extrait de Bantel et Tessier, Taste Preference Assay for Adult Drosophila, J. Vis. Exp. (2016).

1. Famine

1. Préparez des flacons de famine de mouche en saturant une boule de coton avec 18,2 MΩ d’eau au fond d’un flacon de mouche standard. Alternativement, saturer de la même façon une petite bande de papier filtre avec 18,2 MΩ d’eau et placer à un angle dans le flacon.
2. Recueillir les mouches en ensembles d’environ 100 animaux sur un tampon de CO_2, puis ajouter les mouches à un flacon préparé.
   REMARQUE: Les meilleurs résultats sont obtenus auprès d’animaux de moins de 5 jours. Cependant, l’âge exact des animaux peut être contrôlé comme une variable expérimentale pour déterminer les changements dans la préférence gustative au fil du temps.
3. Utilisez une boule de coton ou un bouchon en mousse pour fixer les flacons fermés. Placez les flacons sur le côté dans un incubateur respectueux de l’environnement. Maintenir la température à 25 °C et l’humidité au-dessus de 70 %. Laisser les flacons intacts pendant 24 heures.

2. Analyse de préférence de goût

1. Préparez tous les tastants pour l’analyse le même jour que les tests.
   REMARQUE: Les tastants exacts à utiliser varieront en fonction de la question expérimentale posée. Ce qui suit sont des tastants d’exemple utilisés dans ce protocole. Voir la section 4 pour les optimisations.
   1. Préparer le tastant de commande (saccharose de 1 mM) en combinant 10 μl de solution de saccharose de 100 mM, 13 μl de colorant alimentaire rouge et 977 μl d’eau 18,2 MΩ.
   2. Préparez du tastant expérimental (saccharose de 5 mM) en combinant 50 μl de solution saccharose de 100 mM, 10 μl de colorant alimentaire bleu et 940 μl d’eau 18,2 MΩ.
2. Faire des chambres d’essai à l’aide d’une boîte de Pétri en plastique standard de 100 mm x 15 mm préparée de la manière suivante :
   1. Placez trois gouttes de 10 μl de tastant de commande le plus près du bord de la plaque à 12 heures et 3 autres gouttes à 6 heures. Assurez-vous que l’espacement entre les gouttes est similaire.
   2. Placez trois gouttes de 10 μl de tastant expérimental le plus près du bord de la plaque à 3 heures et 3 gouttes à 9 heures. Assurez-vous que l’espacement entre les gouttes est similaire.
   3. Répétez les étapes 2.2.1 et 2.2.2 pour autant de répétitions que vous le souhaitez.
3. Videz 1 flacon d’environ 100 mouches affamées sur un tampon de CO₂ juste assez longtemps pour anesthésier tous les animaux (environ 10 sec). Badigeonner les animaux au milieu d’une chambre d’essai préparée et couvrir du couvercle du plat.
   REMARQUE: Des périodes plus longues_{d’exposition au} CO 2 devraient être évitées afin d’améliorer le temps de récupération et de limiter les interférences avec le comportement alimentaire. L’exposition à la glace (~5 min) peut être utilisée pour anesthésier afin d’éviter les_{effets comportementaux du} CO 2 qui peuvent résulter d’une exposition même limitée.
4. Placer la chambre d’essai dans une boîte en carton opaque. Assurez-vous d’étiqueter l’extérieur de la boîte avec l’état et le génotype testés.
5. Placez l’ensemble de la configuration (chambre d’essai contenue dans la boîte en carton de l’étape 2.4) dans un incubateur de 25 °C avec au moins 70% d’humidité pendant 2 heures.
6. Répétez les étapes 2.3 à 2.5 pour toutes les répliques.
7. Après 2 heures, placer les chambres d’essai, toujours contenues dans des boîtes en carton, directement dans un congélateur de -20 °C jusqu’à ce qu’elles soient prêtes pour la quantitation.

3. Quantification d’essai de préférence de goût

1. Laisser une seule chambre d’essai se réchauffer à température ambiante (environ 5 min).
2. Au microscope à dissection, à l’aide d’une brosse ou d’une paire de forceps, regroupez les animaux en fonction de la couleur de leur abdomen : rouge, bleu, violet ou clair (figure 1).
3. Enregistrez le nombre d’animaux dans chaque groupement. Considérez que les animaux clairs n’ont pas participé à l’analyse et ne les incluent donc dans aucun calcul.
4. Calculez l’indice de préférence en fonction de l’une des équations suivantes :
   1. Si le tastant expérimental d’intérêt est ajouté au colorant rouge, puis utiliser (N_rouge + 0,5N_violet)/(N_rouge + N_bleu + N_violet).
   2. Si le tastant expérimental est ajouté au colorant bleu, puis ajuster l’équation à_(Bleu N + 0,5N_violet)/(N_bleu + N_rouge + N_violet).
5. Répétez les calculs pour toutes les conditions expérimentales et les répliques.

4. Optimisation de l’analyse des préférences gustatives

1. Déterminer empiriquement la concentration d’indicateurs de coloration des aliments à utiliser afin que la coloration des aliments n’affecte pas l’issue de l’analyse du goût, comme suit :
   1. Préparer 4 tastants à l’aide du même composé de base(p. ex. saccharose de 5 mM) tel qu’indiqué à l’étape 2.1, mais omettre la coloration des aliments.
   2. Ajouter 1,3% de colorant alimentaire rouge à l’un des tastants. Faire les 3 tastants restants avec coloration des aliments bleus de concentrations variables dans chaque tube(p. ex. 0,6 %, 1 % et 1,3 %).
   3. Étapes complètes du protocole 2,2 à 3,4 pour chaque paire de tastants : 1,3 % rouge contre 0,6 % bleu; 1,3% rouge contre 1% bleu et 1,3% rouge contre 1,3% bleu.
   4. Répétez l’étape 4.1.1-4.1.3 avec différents pourcentages de coloration des aliments bleus jusqu’à ce que l’indice de préférence soit en moyenne d’une valeur de 0 (figure 2).
      REMARQUE: Comme point de départ, 1,3% de coloration des aliments rouges couplée à 1% de coloration des aliments bleus donne généralement de bons résultats. Si aucune concentration satisfaisante de colorant alimentaire bleu ne peut être assortie à un colorant de 1,3 %, l’étape 4.1.1 à 4.1.3 peut être répétée avec des concentrations variables de coloration rouge et une concentration constante de colorant alimentaire bleu.
   5. Analyser toutes les conditions à tester avec les mêmes concentrations optimisées de coloration des aliments.

Representative Results

Figure 1 : Résultats de l’analyse des préférences gustatives. Quelques exemples dans la variation de coloration abdominale sont montrés. Rouge foncé ingéré (A). Rouge clair ingéré (B). Bleu foncé ingéré (C). Bleu clair ingéré (D). Abdomens violets sont considérés lorsque la coloration entière apparaît pourpre ( E ),oulorsque les régions distinctes de l’abdomen montrent des parties de rouge (pointe de flèche) et des parties séparées de bleu(flèche)( F ). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2 : Contrôle des effets de coloration des aliments. L’ajout de colorants alimentaires aux tastants ne devrait pas avoir d’effet sur la préférence gustative des animaux. La variation de la concentration de colorant bleu tout en maintenant une concentration constante de colorant rouge a révélé une combinaison optimale de 1,3% de rouge à 1,0% de bleu. Ceci est indiqué par une valeur de l’indice de préférence proche de 0,5. Les valeurs sont la moyenne ± écart type. *p < 0,05, ***p < 0,001 du t-test de l’étudiant à deux côtés. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Blue Food Coloring (Water, Propylene Glycol, FD&C Blue 1 and Red 40, Propylparaben)	McCormick	N/A
Cryo/Freezer Boxes w/o Dividers	Fisher	03-395-455
Dumont #5 Forceps	Fine Science Tools	11251-20
Leica S6 E Stereozoom 0.63X-4.0X microscope	W. Nuhsbaum, Inc.	10446294
Petri dish (100 mm x 15 mm)	BD Falcon	351029	Reuseable if thoroughly washed and dried
Quick-Snap Microtubes	Alkali Scientific Inc.	C3017
Red Food Coloring (Water, Propylene Glycol, FD&C Reds 40 and 3, Propylparaben)	McCormick	N/A
Sucrose	IBI Scientific	IB37160