Summary

Inducidas Odorante-respuestas registradas de neuronas olfativas del receptor utilizando la técnica de aspiración con una pipeta

Published: April 05, 2012
doi:

Summary

Neuronas olfativas del receptor (ORNs) convertir señales de olor primero en un receptor de corriente que a su vez desencadena los potenciales de acción que se transmiten a las neuronas de segundo orden en el bulbo olfatorio. Aquí se describe la técnica de pipeta de succión de grabar simultáneamente el receptor de odorizantes de la corriente inducida y los potenciales de acción de ORNs ratón.

Abstract

Animales muestras del medio ambiente oloroso alrededor a través de los sistemas quimiosensoriales situados en la cavidad nasal. Señales Quimiosensoriales afectar los comportamientos complejos, como la elección de alimentos, depredador, conespecíficos y reconocimiento mate y otras señales de relevancia social. Neuronas olfativas del receptor (ORNs) se encuentra en la parte dorsal de la cavidad nasal incrustado en el epitelio olfativo. Estas neuronas bipolares enviar un axón hasta el bulbo olfatorio (ver fig. 1, Reisert y Zhao 1, originalmente publicado en la revista Journal of General Physiology) y extender una sola dendrita epitelial de la frontera desde donde irradian los cilios en el moco que recubre el olfato epitelio. Los cilios contienen la maquinaria de transducción de señales que en última instancia conduce a excitatorios afluencia corriente a través de los canales de transducción ciliar, un nucleótido cíclico-gated canal (CNG) y un Ca 2 +-activado Cl canal (Fig. 1). El siguiente depolarización desencadena la generación del potencial de acción en el cuerpo de la célula 2-4.

En este video se describe el uso de la "técnica de succión pipeta" para grabar olor inducida por las respuestas de ORNs. Este método fue desarrollado originalmente para grabar desde fotorreceptores de los bastones 5 y una variante de este método se puede encontrar en jove.com modificado para grabar desde fotorreceptores de los conos de ratón 6. La técnica de la pipeta de aspiración fue adaptado más adelante para grabar también de ORNs 7,8. Brevemente, tras la disociación del epitelio olfatorio y aislamiento de células, el cuerpo de la célula entera de una ORN es aspirado en la punta de una pipeta de grabación. La dendrita y los cilios del permanecer expuesto a la solución del baño y por lo tanto accesibles a la solución cambia para permitir por ejemplo odorante o aplicación bloqueador farmacológico. En esta configuración, no hay acceso al medio intracelular se gana (sin fijación de voltaje de células enteras) y la tensión intracelular es libre de variar. Todo estoDebe A la grabación simultánea de la corriente del receptor lento que se origina en los cilios y los potenciales de acción rápida disparados por el cuerpo celular 9. La diferencia en la cinética entre estas dos señales que les permite ser separados utilizando diferentes configuraciones de filtro. Esta técnica se puede utilizar en cualquier tipo salvaje o el ratón knockout o de grabación selectiva de ORNs que también expresan GFP para etiquetar subconjuntos específicos de ORNs, por ejemplo, que expresa un receptor determinado olor o canal de iones.

Protocol

1. La configuración de grabación La cámara de registro está montado en un microscopio Nikon Eclipse TE2000U invertida con óptica de contraste de fase que está montado sobre una mesa neumática y eléctricamente blindado usando una jaula de Faraday. La cámara de grabación de Plexiglás consta de dos secciones separadas parcialmente por una barrera y pegado sobre un portaobjetos de vidrio silanizado. Una sección de la cámara se utiliza para liquidar las células, mientras que el otro s…

Discussion

<p class="jove_content"> La técnica de pipeta de succión es un método electrofisiológico que se utiliza para registrar la corriente inducida por el receptor de olor lento y los potenciales de acción rápida bifásicos de un ORN simultáneamente. Puesto que la membrana plasmática de la célula no se rompe, este método deja el medio intracelular no perturbado asegurar que las respuestas de olor no se alteren debido a los cambios de las concentraciones iónicas citoplasmáticas o dilución de factores intracelulares. Las células se pued…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por el NIH DC009613, el Programa de Fronteras Humanas Ciencias y Morley Care Fellowship (JR).

Materials

Name of the material Type Company Catalogue /
Model number
Comments
Air table equipment Newport
Air Pump equipment Newport ACGP
Pipette Puller equipment Sutter P-97
Borosilicate glass equipment WPI 1B150-4
Nikon Eclipse Inverted microscope equipment Nikon TE2000U Equipped with Hg lamp, GFP filter and objectives 20X and 5X at least
Amplifier PC-501A equipment Warner 64-0008 Headstage 1 GΩ
Diamond knife Equipment Custom-made
Digitizer Mikro1401 A/D equipment Cambridge Electronic Design
Filter unit 3382 equipment Krohn Hite corporation
Signal software Cambridge Electronic Design
Molded Ag/AgCl Pellet equipment WPI 64-1297
Pipette holder equipment Warner 64-0997 Custom modified to fit
headstage
Recording chamber Equipment Custom-made
Micromanipulator
MP85-1028
equipment Sutter Instrument Micromanipulator
MP85-1028
Mineral oil Solution Sigma 330779-1L
Oscilloscope TDS 1001 equipment Tektronix
Three-barreled square glass tube Equipment Warner 64-0119 0.6 mm ID , 5 cm long
Valve equipment The Lee Company
Valvelink 8.2 equipment Automate Scientific
SF-77B Perfusion fast step equipment Warner

References

  1. Reisert, J., Zhao, H. Perspectives on: Information and coding in mammalian sensory physiology: Response kinetics of olfactory receptor neurons and the implications in olfactory coding. J. Gen. Physiol. 138, 303-310 (2011).
  2. Kaupp, U. B. Olfactory signalling in vertebrates and insects: differences and commonalities. Nat. Rev. Neurosci. 11, 188-200 (2010).
  3. Tirindelli, R., Dibattista, M., Pifferi, S., Menini, A. From pheromones to behavior. Physiol. Rev. 89, 921-956 (2009).
  4. Kleene, S. J. The electrochemical basis of odor transduction in vertebrate olfactory cilia. Chem. Senses. 33, 839-859 (2008).
  5. Baylor, D. A., Lamb, T. D., Yau, K. W. Responses of retinal rods to single photons. J. Physiol. 288, 613-634 (1979).
  6. Wang, J., Kefalov, V. J. Single-cell Suction Recordings from Mouse Cone Photoreceptors. J. Vis. Exp. (35), e1681 (2010).
  7. Lowe, G., Gold, G. H. The spatial distributions of odorant sensitivity and odorant-induced currents in salamander olfactory receptor cells. J. Physiol. 442, 147-168 (1991).
  8. Reisert, J., Matthews, H. R. Na+-dependent Ca2+ extrusion governs response recovery in frog olfactory receptor cells. J. Gen. Physiol. 112, 529-535 (1998).
  9. Reisert, J., Matthews, H. R. Adaptation of the odour-induced response in frog olfactory receptor cells. J. Physiol. 519, 801-813 (1999).
  10. Matthews, H. R. A compact modular flow heater for the superfusion of mammalian cells. J. Physiol. 518P, 13 (1999).
  11. Reisert, J., Matthews, H. R. Simultaneous recording of receptor current and intraciliary Ca2+ concentration in salamander olfactory receptor cells. J. Physiol. 535, 637-645 (2001).

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Cite This Article
Ponissery Saidu, S., Dibattista, M., Matthews, H. R., Reisert, J. Odorant-induced Responses Recorded from Olfactory Receptor Neurons using the Suction Pipette Technique. J. Vis. Exp. (62), e3862, doi:10.3791/3862 (2012).

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