Summary
Här rapporterar vi en experimentell teknik för fluorescens intravital mikroskopi för att visualisera heterotypiska trombocyt-neutrofila interaktioner på aktiverat endotel vid vaskulär inflammation och blodproppsbildning i levande möss. Denna mikroskopiska tekniken kommer att vara värdefullt att studera den molekylära mekanismen för kärlsjukdom och testa farmakologiska medel enligt patofysiologiska förhållanden.
Abstract
Interaktion av aktiverade blodplättar och leukocyter (huvudsakligen neutrofiler) på den aktiverade endotelet förmedlar trombos och vaskulär inflammation. 1,2 Under trombbildning vid stället för arteriolära skada, trombocyter vidhäftande till aktiverat endotel och subendoteliala matrisproteiner stöder neutrofil rullning och vidhäftning. 3 Omvänt, under venular inflammatoriska tillstånd, kan neutrofiler vidhäftande till aktiverat endotel stödja vidhäftning och ansamling av cirkulerande trombocyter. Heterotypisk trombocyt-neutrofil aggregering kräver sekventiella processer av de specifika receptor-motreceptor interaktioner mellan celler. 4 Det är känt att aktiverade endotelceller frigör adhesionsmolekyler såsom von Willebrand faktor, vilket initierar trombocytadhesion och ackumulering under höga skjuvningsbetingelser. 5 Dessutom, aktiverade endotelceller stödjer neutrofil rullning och vidhäftning genom att uttrycka selektiner end. intercellulär adhesionsmolekyl-1 (ICAM-1), respektive, under låga skjuvningsförhållanden. trombocyter 4 P-selektin interagerar med neutrofiler till P-selektin-ligand glykoprotein-1 (PSGL-1), och därigenom inducera aktivering av neutrofila β2 integriner och fasta vidhäftning mellan två celltyper. Trots framsteg inom in vitro experiment där heterotypiska trombocyt-neutrofila interaktioner bestäms i helblod eller isolerade celler, 6,7 Dessa studier kan inte manipulera villkor oxidant stress under kärlsjukdom. I denna rapport använder fluorescensmärkta, specifika antikroppar mot en mus trombocyter och neutrofiler markör, beskriver vi en detaljerad intravital mikroskopisk protokoll för att övervaka heterotypiska interaktioner mellan trombocyter och neutrofiler på det aktiverade endotelet under TNF-α-inducerad inflammation eller efter laserinducerad skada i cremaster muskel mikrokärl av levande möss.
Protocol
1. Framställning av intravital mikroskop (Figur 1A)
- Förbered superfusion buffert (125 mM NaCl, 4,5 mM KCl, 2,5 mM CaCla 2, 1 mM MgClj 2, och 17 mM NaHCOs 3, pH 7,4).
- Slå på en cirkulatorisk vattenbad för att bibehålla temperaturen hos buffert och en termo-styrd filt vid 37 ° C. Lufta buffert med kvävgas (5% CO 2 balanseras med kväve).
- Slå på mikroskopet systemet (Sutter Lambda GD-4 hög hastighet våglängd växlare, arbetsstation dator, Olympus BX61W mikroskop, MPC-200 med flera manipulator, ROE-200 steg controller, höghastighetskamera, och förstärkningskolven).
- För vaskulär inflammation modell, använd en 100% dikroisk spegel. För att inducera trombbildning med laser skada, ersätta en 100% spegel med en 50/50% spegel och slå på en micropoint laserablation systemet.
2. Beredning av Cremaster Muscle för intravital Mikroskopi (Figur 1B)
- Söva enhanmus (6-8 veckor gammal, C57BL / 6) genom ip-injektion av ketamin (125 mg / kg kroppsvikt (BW)) och xylazin (12,5 mg / kg kroppsvikt). University of Illinois Institutional Animal Care och användning kommittén godkände alla djuromsorg och experimentella förfaranden. För en vaskulär inflammationsmodell, injicera murin TNF-α (0,5 pg i 250 pl saltlösning) intrascrotally i en mus 3 h före avbildning (2-2.5 timmar före kirurgi).
- Placera musen på en termo-styrd filt vid 37 ° C på en intravital mikroskop fack.
- Dra upp huden på ytan av halsen med pincett och incise horisontellt mittlinjen av nacken huden upp till 1 cm med sax.
- Öppna försiktigt livmoderhalscancer muskler med trubbiga saxar och ta bort muskeln som omger luftstrupen.
- Kanylera en PE90 rör i luftstrupen för att eliminera andningssvårigheter.
- Ta försiktigt bort den vänstra sidan av cervikal muskler och isolera halsvenen från omgivande vävnader.
- C Annusent en PE10 rör in i vänstra jugularvenen för infusion av antikroppar och ytterligare bedövningsmedel.
- Dra försiktigt ut och incise den skrotumhud horisontellt. För att bibehålla vävnadsintegritet hela experimentet, var förvärmd buffert superfused över det kirurgiska området.
- Tryck på den nedre delen av magen med en tång och dra försiktigt ut en testikel med den andra tång.
- Ta bort omgivande bindväv runt testiklarna.
- Incise den cremaster muskeln vertikalt och platta muskeln under ett täckglas på en intravital mikroskop fack genom att fästa periferin.
- Låt 10-20 min för muskeln att stabilisera innan datainsamling. Cremaster muskler arterioler (för trombbildning) och venoler (för vaskulär inflammation) med en diameter på 30-45 nm valdes för vår studie.
- För att bibehålla anestetiska betingelser, ingjuta 30-50 ml av samma bedövningsmedel ungefär var 30 min genom jugular cannulus.
- Efter placering av musen på intravital mikroskop, öppen SlideBook 5,0 programvara och klicka på "Fokus Fönster" på menyraden för att ställa in lämpliga optik och objektiv (60X).
- Infundera Dylight 488-konjugerad rått-anti-mus-CD42c (0,1 pg / g kroppsvikt i 100 ul saltlösning) och Alexa Fluor 647-konjugerad rått-anti-mus-Gr-1-antikroppar (0,05 pg / g kroppsvikt i 100 pl saltlösning) genom en jugular cannulus .
- Gå till menyraden och klicka på "Bildinsamling" i verktygsfältet.
- En ny meny kommer att dyka upp, I "Bild", välj "Bin Factor" som 1x1 och välj "640" på bredden och "460" på höjden.
- I "Filter Set", markera kryssrutan för de kanaler som du vill exponera och ställa in exponeringstiden för varje. Till exempel öppen kanal: 10 msek, FITC kanal: 50 msek, och Cy5 kanal: 50 ms.
- Välj "Time-Lapse Capture" för att justera antalet tidpunkter och intervall. For inflammationsmodell, är antalet tidpunkter satt till 1000-1500 med ett intervall av 200 msek (Total förfluten tid: 5 minuter).
- Klicka "Testa" för att se en enda plan bild på den angivna exponeringstiden för den kanalen. Justera exponeringen tid och / eller mikroskop ljus tills histogrammet visar en lämplig intensitetsfördelning (För flerkanaligt fånga, upprepa processen för varje kanal).
- När alla parametrar är inställda (kanaler, exponeringstider, och så vidare) i "Image Capture", välj "Start" för att börja fånga.
- Övervaka rullande och vidhäftande blodplättar och neutrofiler för 5 min i den övre halvan av en inflammerad cremaster venule i det vaskulära inflammationsmodell. Åtta till tio olika venoler spelas in en mus.
- Bilder togs med en total förstoring av 60X (1,0 NA nedsänkning i vatten mål) ger en fönsterstorlek på 157 nm x 118 nm.
- Vid fullbordande av försöket, mössen avlivades genom cervikal dislocation..
4. Dataanalys för Venular inflammationsmodell
- Öppna SlideBook 5,0 programvara och klicka på "mapp" på menyraden för att öppna en fil.
- Klicka på den nedrullningsbara kanal menyn och välj "Öppna, FITC, Cy5, etc."
- Klicka "renormera (röda och gröna staplar)" och välj kanal. Dra den röda och gröna staplar till vänster eller höger för att grovt optimera fluorescenssignalen.
- Klicka på "Apply" och "OK" för att uppdatera bilden.
- Klicka "Thumbnail knappen" för att välja aktuell visning som standard.
- Spela fångas Timelapse bild, och räkna rullande och vidhäftande neutrofiler under 5 minutersperiod.
- För att analysera blodplättar trombbildning, gå till "Mask" och välj "Skapa".
- Namnge en mask och markera "I den aktuella bilden".
- Klicka "Stor pennikonen" i "Marquee Tool" i huvudvyn.
- Färg en region utanför fartyget i huvudvyn för att ställa in en bakgrundsbild mask.
- Go to "Mask", klicka på "Kopiera Detta plan", klicka på "Kopiera mask i aktuell tidpunkt" och välj "Alla tidpunkter", och klicka på "OK".
- För att beräkna bakgrundssignal, gå till "Statistik" och klicka på "Mask Statistics".
- Klicka "Aktuell 2D Tidsinställd eller 4D bild (er)" i Bild Omfattning och välj "Hela mask" i mask Scope. I funktioner, välj "Förfluten tid (hh: mm: ms)" under tagningsdatum, välj "Area (pixlar)" under morfometri, välj "maximal intensitet" i intensitet och klicka på "Exportera" (Denna statistik metod tillåter oss att beräkna automatisk fluorescensintensitet (bakgrundssignal)).
- Öppna textfilen i MS Office Excel och beräkna det genomsnittliga värdet av bakgrundssignal fram under inspelningstiden. Detta är bakgrunden fluorescensintensiteten.
- För att bestämma trombos intensitet, klicka på "Stor pennikonen" igen i "Marquee Tool" i huvudvyn.
- Färg inuti kärlet i huvudvyn för att ställa blodplättar signal.
- Gå till "Mask", klicka på "Kopiera Detta plan", klicka på "Kopiera mask i nuvarande tidpunkt", välj "Alla tidpunkter", och klicka på "OK".
- Gå till "Statistik" och klicka på "Mask Statistics".
- Klicka "Aktuell 2D Tidsinställd eller 4D bild (er)" i Bild Omfattning och välj "Hela mask" i mask Scope. I funktioner, välj "Förfluten tid (hh: mm: ms)" under tagningsdatum, välj "Area (pixlar)" under morfometri, välj "Sum Intensity" under intensitet och klicka på "Exportera" (Denna statistik metod ger oss möjlighet att beräkna fluorescensintensiteten inuti kärlet).
- Öppna textfilen i MS Office Excel. Fluorescenssignal av blodplättar beräknas genom att subtrahera medelvärdet av bakgrunden intensitet x arean (pixel) från summan intensiteten av insidan av kärlet. Detta är fluorescensintensiteten hos de blodplättar tromben.
- Upprepa detta i 30 olika venoler i 3-5 olika möss. Därefter, beräkna medianvärdet fluorescensintensiteten hos blodplättar.
- Tillanalysera neutrofila rullning och vidhäftning var rullande inflödet av neutrofiler bestäms över 5 minuter i varje venule och presenteras som cellantal per minut. Antalet vidhäftande neutrofiler som var stilla> 30 sekunder och långsamt kröp (<10 ^ m under 30 sekunder) men inte rulla över, räknades och presenterades som cellantal per 5 minuter.
5. Intravital Mikroskopi för Laser-inducerad arteriolär Trombos
5-1 Kalibrering av ablation laser
- Placera en speglad bild på mikroskop scenen, applicera en liten droppe destillerat vatten till toppen av bilden, och justera intensiteten och fokusera med okularet.
- Öppna "Fokus Window" och välj "FRAP" fliken i SlideBook 5,0 programvara.
- Ställ lasern effekt vid 40-50, och ställa in både "Dubbelklicka på upprepningar" och "Dubbelklicka på storlek" till 8. Markera på "Guide" rutan för att få upp ett antal hårkors.
- Välj "pil"-ikonen i aktivitetsfältet on upp på skärmen.
- Under "FRAP Alignment"-fliken, klicka på "Fire nästa". En liten fläck ska visas nära det nedre vänstra hörnet på skärmen. När platsen visas, dubbelklicka på mitten av den. När klickade bör en annan plats visas ovanför och till höger om den första plats, dubbelklicka på den. Upprepa detta för 16 poäng (den 16: e plats kommer att visas i det nedre högra hörnet.) Klicka på "Spara" när du är klar att uppdatera kalibreringsparametrarna.
- För att testa noggrannheten i kalibreringen, klicka på "center"-knappen, en liten fläck ska visas i mitten av skärmen. Om inte, upprepa kalibreringen tills önskad noggrannhet uppnåtts.
5-2 laserinducerad arteriolär trombbildning
- Placera en sövd mus (se förfarandet för 2-2 till 2-12) på mikroskopets objektbord.
- Under "Capture" fönstret väljer du ett protokoll eller skapa ett nytt. Inställningarna är som följer: CY5 (70 ms exponering), Öppen (10 MSEc exponering), och FITC (50 ms exponering). Bilden fångas under 20 min (ca 2.400 tidpunkter med ett intervall på 500 msek).
- Infundera Dylight 488-konjugerade anti-mus CD42c och Alexa Fluor 647-konjugerad anti-mus-Gr-1-antikroppar såsom beskrivits ovan.
- Optimera mikroskop parametrar inklusive fluorescensintensitet och ljusa fält bild som beskrivs i 3-3 till 3-7.
- Klicka på "Testa" för att säkerställa korrekt brightfield intensitet eller antikropp signal arteriole placering och fokus.
- Klicka på "Start" för att starta processen ta bilder.
- Innan avfyras ablation laser, se till att muspekaren ikonen har valts och att kärlväggen i tydligt fokus.
- Att avfyra lasern, dubbelklicka på en plats 2-3 um internt från kärlväggen. Skada av arteriolära endotelceller orsakar en visuell form förändring som borde vara uppenbara i brightfield bilden, följt av blodplättar ackumulering. Övervaka trombosformation för 5 minuter efter laser skada.
- Fem minuter efter laser skada (det trombstorleken ska nu vara stabilt) paus och avbryta fånga. Därefter startar en fångst med 2400 tidpunkter med 500 msek intervall för att spela fastsittande trombocyter och rullande / vidhäftande neutrofiler i 20 min. Tre till fem arterioler registreras i en mus.
- Vid fullbordande av försöket, mössen avlivades genom cervikal dislokation.
6. Dataanalys för arteriolär trombosmodell
- Gå över steg 4,1 till 4,5.
- För att få intensiteten bakgrundsfluorescens vid blodplättar trombbildning, gå över stegen 4,7 till 4,14.
- Gå till "Mask", klicka på "Segment", välj FITC i kanal och sätt det genomsnittliga värdet av bakgrundssignal på Låg. Klicka på "Apply" och "OK".
- För att analysera fluorescensintensiteten hos blodplättar trombos (Dylight 488-konjugerad anti-CD42c antikropp),
- För att kvantifiera den rullande och vidhäftande neutrofiler, spela timelapse och räkna antalet celler som tydligt rulla över blodplättar tromben över 20 minuter. Rullande definieras som en minskning av neutrofila hastighet medan interaktion med blodplättar tromben i minst 2 sekunder. Vidhäftande neutrofiler definieras som neutrofiler som sitter kvar på blodplättar tromben i minst 2 minuter. Antalet rullande och vidhäftande neutrofiler presenterades som cellantal per 20 min. Rullande hastighet beräknades med ett partikel spårning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Med hjälp av en detaljerad intravital mikroskopi analys var heterotypiska trombocyt-neutrofila interaktioner på den aktiverade endotelet visualiseras genom infusion av fluorescensmärkta antikroppar mot en plätt (CD42c) eller neutrofil markör (Gr-1) till levande möss.
I en modell av TNF-α-inducerad venular inflammation, var de flesta rullande neutrofiler stabilt vidhäftad till endotelet förmodligen genom interaktion av aktiverade β2 integriner med ICAM-1 under registreringsperioden (3-4,5 h efter injektion av TNF-α, figur 2A ). 8 Rolling och tillhörande neutrofiler fanns redan innan videoinspelning började på grund av TNF-α-inducerad endotelcellaktivering. Antalet rullande och vidhäftande neutrofiler på inflammerade endotelceller var 0,25 ± 0,05 celler per minut och 18,5 ± 0,7 celler per 5 minuter respektive (figur 2B och 2C). De flesta neutrofiler följdes than aktiverat endotel under hela video capture (1-1,5 h), och det fanns endast en minimal minskning i vidhäftande celler tillsammans med en minimal ökning av rullande celler (data ej visade). Vi fann att de flesta blodplättar följer vidhäftande och krypa neutrofiler snarare än den inflammerade kärlväggen (Figur 2A, Video 1). Trombocyt tromber ackumuleras och emboliseras upprepade gånger för den tid videoinspelning. Den integrerade fluorescens signalen associerad med vidhäftande trombocyter visas i figur 2D.
Använda laserinducerad arteriolär trombos modell kunde vi undersöka och karakterisera heterotypisk växelverkan mellan trombocyter och neutrofiler vid platsen för arteriolär vägg skada. I denna modell, trombstorleken topp kring 100 sek efter laser skada, följt av en serie av snabb liten embolisering för nästa 2-3 min (data visas inte). 9,10 Fem minuter efter laser skada, storleken på blodplättar thrombus varit relativt konstant under avbildning (5-25 min efter laser skada, figurerna 3A-3C) och neutrofiler rullade på och anslutit sig till blodplättar tromben (Fig. 3A-3B, Video 2). Fluorescenssignalen från de cirkulerande blodplättarna var försumbar i jämförelse med den från blodplättar tromben. Antalet rullande och vidhäftande neutrofiler var 21,5 ± 3,0 och 1,6 ± 0,4 celler över 20 minuter, respektive (figur 3D-3E). Inledande snabb rullning av neutrofiler inträffade på endotelcellerna. När neutrofiler kontaktade blodplättar tromben, har det rullande hastigheten av neutrofiler på en trombocyt tromb förändrats med ett område av 8,2 ± 1,1 | im per sekund (figur 3F), som medieras genom interaktion av P-selektin och PSGL-1. 11
Figur 1.Schematisk av intravital mikroskop systemet (A) och beredning av cremaster muskeln microvessel (B).
Figur 2. Heterotypiska interaktioner mellan trombocyter och neutrofiler under TNF-α-inducerad venular inflammation i levande möss. Blodplättar och neutrofiler detekterades genom Dylight 488-konjugerad anti-mus-CD42c och Alexa Fluor 647-konjugerad anti-mus-Gr-1-antikroppar, respektive. ( A) Representativa binäriseras bilder av uppkomsten av fluorescenssignaler associerade med neutrofiler (röd) och blodplättar (grön) över 180 sek. Pilen visar riktningen av blodflödet. Bar = 10 pm. (BC) Antalet rullande (celler / minut) och adherenta neutrofiler (celler / 5 min) på inflammerade endotelceller visas. Data representerar medelvärde ± SEM av den 30 different venoler i 4 vildtypsmöss. (D) Median integrerade fluorescenssignal av blodplättar (F blodplättar) är avsatt som en funktion av tiden. Ingen signal detekterades med Dylight 488-konjugerad styrning rått-IgG (data ej visade).
Figur 3. Heterotypisk interaktion av neutrofiler med en blodplättar blodpropp på platsen för laserinducerad arteriolär skada i levande möss. Blodplättar och neutrofiler upptäcktes såsom beskrivs i figur 2. (A) ett enda neutrofil (röd, gul pil) rullar över blodplättar blodpropp (grön) medan en andra neutrofil (röd, en vit pil) snabbt rullar över arteriolära endotelceller, som visas över 5 sek. (B) En enda neutrofil (röd) rullar över och följa en blodplättar blodpropp (grön) visas över 15 sek . Pilspetsen visar rullande och vidhäftande neutrophils. Bar = 10 pm. Den tjocka, gråa pilen visar riktningen av blodflödet. (C) Median integrerad fluorescenssignal av blodplättar (F blodplättar) är avsatt som en funktion av tiden. (DE) Antalet rullande och vidhäftande neutrofiler på blodplättar tromben visas (cells/20 min). (F) Den rullande hastighet av neutrofiler över blodplättar tromben. Data representerar medelvärde ± SEM av den 14 tromber i 5 vildtypsmöss.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Här beskriver vi ett detaljerat protokoll i realtid fluorescens intravital mikroskopi för att visualisera heterotypiska trombocyt-neutrofila interaktioner på aktiverat endotel vid vaskulär inflammation och trombos. Tidigare har liknande fluorescens mikroskopiska metoder rapporterades att studera molekylära mekanismen för trombbildning och vaskulär inflammation. Sedan heterotypisk cell-cell interaktion kan vara viktigt för vaso-ocklusion vid skada plats 8,12, kommer denna teknik att vara ett värdefullt verktyg för studera de cellulära och molekylära mekanismer för kärlsjukdom. Fördelen med realtid bildteknik är att övervaka omedelbara och efterföljande interaktioner mellan intravaskulära celler på aktiverade / skadad endotel i inflammatoriska och trombotiska tillstånd. Vidare kan vårt mikroskopiska system som utnyttjas för att studera heterotypiska interaktioner mellan cirkulerande tumörceller och endotelceller eller blodceller med hjälp av fluorescently-märkta tumörceller eller antikroppar mot tumör cellmarkörer såsom humant epitelial celladhesionsmolekyl (EpCAM). 13,14 stället för att använda fluorescensmärkta antikroppar, kan denna mikroskopi också utföras med transgena möss som uttrycker fluorescerande proteiner i en specifik celltyp såsom CD41-EYFP + megakaryocyter. 15
Använda intensitet fluorescensmärkta antikroppar, kunde vi bestämma kinetiken för blodplättar trombbildning och molekylär uttryck på aktiverade intravaskulära celler efter kärlskada. Emellertid, de flesta antikroppar som används i detta syfte inhiberar antigen funktion som kan orsaka oväntade resultat. Därför Försöket bör utföras med särskild omsorg för att optimera den koncentration vid vilken antikroppen ger tillräcklig fluorescenssignalen genom dess bindning till antigenet utan att påverka antigen-funktionen. Dessutom, är antikroppen specificitet annan issue. Det är känt att underpopulationer av dendritceller och monocyter uttrycker låga nivåer av Gr-1. 16
Ändå, fann vi att monocyter är endast 3-5% av rullande leukocyter under akut inflammation och trombbildning, såsom bestäms av en fluorescensmärkt antikropp mot mus F4/80 som uttrycks exklusivt i monocyter och dendritiska celler (data ej visade). Därför är de flesta rullande och vidhäftande leukocyter under TNF-α-inducerad venular inflammation och laserinducerad arteriell trombos skulle vara neutrofiler.
I denna rapport har vi använt två musmodeller av kärlsjukdom. Även om vi förstår att ingen djurmodell kan rekapitulera mänskliga sjukdomstillstånd, det arbete som utförts i mikrokärl av levande möss med denna teknik kommer att ha en direkt betydelse för sjukdomar hos människan och kommer att vara svåra att överföra till bättre behandling av trombo-inflammatoriska sjukdomar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar något konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes delvis av anslag från National Institutes of Health (P30 HL101302 och RO1 HL109439 till JC) och American Heart Association (SDG 5.270.005 till JC). A. Barazia stöddes av en T32HL007829 NIH utbildningsstipendium.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| NaCl | Fisher Scientific | 7647-14-5 | |
| KCl | Sigma-Aldrich | 7447-40-7 | |
| CaCl2 2H2O | Sigma-Aldrich | 10035-04-8 | |
| MgCl2 6H2O | Fisher Scientific | 7791-18-6 | |
| NaHCO3 | Fisher Scientific | 144-55-8 | |
| 0.9% NaCl Saline | Hospira | 0409-4888-10 | |
| Ketamine | Hospira | 0409-2051-05 | |
| Xylazine | Lloyd | ||
| Intramedic Tubing (PE 90) | BD Diagnostics | 427421 | |
| Intramedic Tubing (PE 10) | BD Diagnostics | 427401 | |
| Murine TNF-α | R&D Systems | 410-MT | |
| Dylight 488- labeled rat anti-mouse CD42b antibody | Emfret Analytics | X488 | |
| Alexa Fluor 647-conjugated anti-mouse Ly-6G/Ly-6C (Gr-1) Antibody | BioLegend | 108418 | |
| NESLAB EX water bath/circulator | Thermo-Scientific | ||
| Olympus BX61W microscope | Olympus | ||
| TH4-100 Power | Olympus | ||
| Lambda DG-4 | Sutter | ||
| MPC-200 multi-manipulator | Sutter | ||
| R–-200 stage controller | Sutter | ||
| C9300 high-speed camera | Hamamatsu | ||
| Intensifier | Video Scope International | ||
| Ablation Laser | Photonic Instruments, Inc. | ||
| SlideBook 5.0 | Intelligent Imaging Innovations |
References
- Wagner, D. D., Frenette, P. S. The vessel wall and its interactions. Blood. 111, 5271-5281 (2008).
- Nieswandt, B., Kleinschnitz, C., Stoll, G. Ischaemic stroke: a thrombo-inflammatory disease. J. Physiol. 589, 4115-4123 (2011).
- Yang, J., Furie, B. C., Furie, B. The biology of P-selectin glycoprotein ligand-1: its role as a selectin counterreceptor in leukocyte-endothelial and leukocyte-platelet interaction. Thromb. Haemost. 81, 1-7 (1999).
- Zarbock, A., Polanowska-Grabowska, R. K., Ley, K. Platelet-neutrophil-interactions: linking hemostasis and inflammation. Blood Rev. 21, 99-111 (2007).
- Chen, J., Lopez, J. A. Interactions of platelets with subendothelium and endothelium. Microcirculation. 12, 235-246 (2005).
- Konstantopoulos, K., et al. Venous levels of shear support neutrophil-platelet adhesion and neutrophil aggregation in blood via P-selectin and beta2-integrin. Circulation. 98, 873-882 (1998).
- Maugeri, N., de Gaetano, G., Barbanti, M., Donati, M. B., Cerletti, C. Prevention of platelet-polymorphonuclear leukocyte interactions: new clues to the antithrombotic properties of parnaparin, a low molecular weight heparin. Haematologica. 90, 833-839 (2005).
- Hidalgo, A., et al. Heterotypic interactions enabled by polarized neutrophil microdomains mediate thromboinflammatory injury. Nat. Med. 15, 384-391 (2009).
- Cho, J., Furie, B. C., Coughlin, S. R., Furie, B. A critical role for extracellular protein disulfide isomerase during thrombus formation in mice. J. Clin. Invest. 118, 1123-1131 (2008).
- Cho, J., et al. Protein disulfide isomerase capture during thrombus formation in vivo depends on the presence of beta3 integrins. Blood. 120, 647-655 (2012).
- Gross, P. L., Furie, B. C., Merrill-Skoloff, G., Chou, J., Furie, B. Leukocyte-versus microparticle-mediated tissue factor transfer during arteriolar thrombus development. Journal of Leukocyte Biology. 78, 1318-1326 (2005).
- Falati, S., Gross, P., Merrill-Skoloff, G., Furie, B. C., Furie, B. Real-time in vivo imaging of platelets, tissue factor and fibrin during arterial thrombus formation in the mouse. Nat. Med. 8, 1175-1181 (2002).
- Barthel, S. R., et al. Alpha 1,3 fucosyltransferases are master regulators of prostate cancer cell trafficking. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 19491-19496 (2009).
- Trzpis, M., McLaughlin, P. M., de Leij, L. M., Harmsen, M. C. Epithelial cell adhesion molecule: more than a carcinoma marker and adhesion molecule. The American Journal of Pathology. 171, 386-395 (2007).
- Junt, T., et al. Dynamic visualization of thrombopoiesis within bone marrow. Science. 317, 1767-1770 (2007).
- Egan, C. E., Sukhumavasi, W., Bierly, A. L., Denkers, E. Y. Understanding the multiple functions of Gr-1(+) cell subpopulations during microbial infection. Immunologic Research. 40, 35-48 (2008).
