Abstract
Il mouse è ora l'animale principale utilizzato per modellare una varietà di malattie polmonari. Per studiare i meccanismi che sono alla base di tali patologie, sono necessari metodi fenotipici in grado di quantificare i cambiamenti patologici. Inoltre, per fornire rilevanza traslazionale ai modelli murini, tali misure devono essere prove che possono essere facilmente fatto in entrambi gli esseri umani e topi. Sfortunatamente, nella presente letteratura alcune misurazioni fenotipiche della funzione polmonare hanno applicazione diretta agli esseri umani. Un'eccezione è la capacità di diffusione del monossido di carbonio, che è una misura che viene normalmente fatto in esseri umani. Nella presente relazione, descriviamo un mezzo per misurare rapidamente e semplicemente questo capacità di diffusione nei topi. La procedura implica breve gonfiaggio polmonare con gas traccianti in un mouse anestetizzato, seguito da un tempo di analisi gas 1 min. Abbiamo testato la capacità di questo metodo per individuare varie patologie polmonari, tra cui l'enfisema, la fibrosi, danno polmonare acuto, e l'influenza einfezioni polmonari fungine, così come il monitoraggio la maturazione polmonare in giovani cuccioli. I risultati mostrano una significativa diminuzione di tutte le patologie polmonari, nonché un aumento della capacità di diffusione con la maturazione polmonare. Questa misura di capacità di diffusione polmonare fornisce quindi un test di funzionalità polmonare, che ha una vasta applicazione con la sua capacità di rilevare i cambiamenti strutturali fenotipiche con la maggior parte dei modelli di polmone patologiche esistenti.
Introduction
Il mouse è ora l'animale principale utilizzato per modellare una varietà di malattie polmonari. Per studiare i meccanismi che sottostanno tali patologie, sono necessari metodi fenotipici in grado di quantificare il che le alterazioni patologiche. Anche se ci sono molti studi sui topi in cui sono misurati meccanici di ventilazione, queste misure sono generalmente estranei a valutazioni standard di funzionalità polmonare di solito fatto in esseri umani. Questo è un peccato, in quanto la capacità di eseguire misure equivalenti nei topi e soggetti umani possono facilitare la traduzione dei risultati in modelli murini di patologie umane.
Una delle misure più comuni e facilmente realizzati in soggetti umani è la capacità di diffusione del monossido di carbonio (DLCO) 1,2, ma questa misura è stato raramente fatto solo in modelli murini. In questi studi in cui è stato segnalato 3-7, non ci sono stati studi di follow-up, in parte perché le procedure sono spesso ingombranti o possono REQuire attrezzature complesse. Un altro approccio è quello di utilizzare un metodo di CO rirespirazione in un sistema di stato stazionario, che ha il vantaggio di essere in grado di misurare CO diffusione in topi coscienti. Tuttavia questo metodo è molto ingombrante, e risultati può variare con il livello di ventilazione del topo e O 2 e CO 2 concentrazioni 8,9. Queste difficoltà sembrano essere precluso l'uso di routine di capacità di individuare patologie polmonari nei topi diffusione, nonostante i suoi numerosi vantaggi.
Per aggirare i problemi con la misurazione della capacità nei topi diffusione, dettagli di un semplice mezzo per misurare in topi sono stati recentemente segnalati 10. La procedura elimina il difficile problema di campionamento incontaminata gas alveolare campionando rapidamente un volume pari a tutto il gas ispirato. Questa procedura comporta una misurazione molto riproducibili, definito il fattore di diffusione per il monossido di carbonio (DFCO), che è sensibile a un host di pacambiamenti thologic del fenotipo polmonare. Il DFCO è quindi calcolato come 1 - (CO 9 / CO c) / (Ne 9 / Ne c), dove c e 9 pedici riferiscono alle concentrazioni dei gas di taratura iniettati e gas rimossi dopo un tempo 9 sec apnea, rispettivamente. DFCO è una variabile adimensionale, che varia tra 0 e 1, con 1 riflettendo completo assorbimento di tutti CO, e 0 riflettendo nessun assorbimento di CO.
In questa presentazione vi mostriamo come fare questa misura la capacità di diffusione, e in che modo può essere utilizzato per documentare i cambiamenti in quasi tutti i modelli di malattia del mouse polmone esistenti, tra cui l'enfisema, la fibrosi, danno polmonare acuto, e le infezioni virali e fungine.
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Protocol
NOTA: Tutti i protocolli su animali sono stati approvati dall'Università Animal Care and Use Committee Johns Hopkins.
1. Preparazione degli animali
- Preparare topi 6 C57BL / 6 di controllo per la misurazione DFCO, da loro anestetizzare con ketamina e xilazina come indicato al punto 2.3.
- Preparare tutti gli altri topi con diverse patologie polmonari mostrati nella Tabella 1 usando la stessa procedura per i controlli. I dettagli specifici necessari per stabilire ciascuno di questi modelli si trovano nei riferimenti pertinenti. Topi di controllo e quelle delle altre coorti patologiche sono tutti 6-12 settimane di età.
2. Misura di Diffusion Factor per monossido di carbonio (DFCO)
- Impostare il modulo gascromatografo fornito con la macchina per misurare picchi di azoto, ossigeno, neon, e il monossido di carbonio. Per questo uso applicazione solo i dati al neon e CO.
NOTA: Questo strumento utilizza un s molecolareIEVE colonna con l'elio come gas di trasporto, con un 12,00 micron film, 320.00 ID micron e 10 m di lunghezza. La colonna cromatografo ha un volume di 0,8 ml, ma abbiamo usato 2 ml per garantire un'adeguata compensazione del tubo di collegamento con il campione. - All'inizio di ogni giornata sperimentale, prima di effettuare le misurazioni dei campioni dai topi, prendere un campione di 2 ml direttamente da un sacchetto di miscela di gas contenente circa lo 0,5% Ne, 0,5% di CO, e bilanciare l'aria, e utilizzare questo esempio per calibrare il gascromatografo.
- Anestetizzare topi con ketamina (90 mg / kg) e xilazina (15 mg / kg), e confermare l'anestesia dall'assenza di movimento riflesso. Applicare pomata veterinaria sugli occhi per evitare la secchezza. Tracheostomize i topi con una cannula stub ago (18 G in adulti o 20 G in molto giovani topi).
NOTA: Il DFCO si completa in meno di 10 minuti dopo l'anestesia e prima di ogni ventilazione meccanica o altre procedure. - Nei topi superiori a 6 settimane di età, usare una siringa da 3 ml to prelevare 0,8 ml di gas dalla sacca miscela di gas. Collegare la siringa cannula tracheale e gonfiare rapidamente il polmone. Utilizzando un metronomo, conta 9 sec, e poi rapidamente ritirare i 0,8 ml (aria espirata).
- Diluire questa ritirati 0,8 ml aria espirata a 2 ml con aria ambiente, lasciarlo riposare per almeno 15 sec. Poi iniettare l'intero campione nel gascromatografo per l'analisi.
- Analizzando questo primo campione DFCO, gonfiare il polmone mouse con una seconda 0,8 ml dal sacchetto miscela di gas, e quindi elaborare questo campione identico al primo campione. La media dei due misurazioni DFCO.
NOTA: Per misure in topi giovani come 2 settimane di vita, utilizzare un volume di 0,4 ml, in quanto 0,8 ml è un volume eccessivo di fare misure in polmoni dei giovanissimi topi. E 'meglio usare il volume di 0,8 ml per i topi più anziani di 6 settimane, e che se è necessario il volume 0,4 ml per alcuni topi, che dovrebbe essere utilizzato in modo coerente per tutti i mouse nella coorte in fase di studio. - Calcola DFCOcome 1 - (CO 9 / CO c) / (Ne 9 / Ne c), dove C e 9 pedici riferiscono alle concentrazioni dei gas di taratura iniettati e gas rimossi dopo un tempo 9 sec apnea, rispettivamente.
- Analizzare e confrontare le differenze con un one-way ANOVA e valutare il livello di significatività con correzione di Tukey per confronti multipli in tutti i topi di coorte. Considerare p <0,05 valore significativo.
NOTA: Tutti i topi utilizzati qui facevano parte di studi sperimentali che coinvolgono diverse misurazioni successive di ventilazione polmonare, la meccanica, lavaggio polmonare, o istologia, che non sono riportati qui. Inoltre, dato che il metodo è la stessa in tutti i modelli sperimentali come è stato fatto in precedenza nei topi di controllo, solo i risultati dei vari modelli patologiche sono presentati. Per ulteriori informazioni su questi modelli è presentato nella tabella supplementare. - Eutanasia degli animali da profondi anestheoverdose tic seguita da dislocazione cervicale o decapitazione. Dove necessario, rimuovere le cellule e / o tessuti polmonari da topi morti per ulteriori biologica o trasformazione istologica e analisi.
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Representative Results
La figura 1 mostra le misurazioni DFCO dai topi adulti in gruppi A, B, C, D, E e F. c'erano diminuzioni significative con entrambe le infezioni da Aspergillus e influenza, nonché riduzioni significative del fibrotico, enfisematosa, e acuta modelli danno polmonare. La figura 2 mostra il gruppo G alterazioni dello sviluppo DFCO nel tempo come l'età topi 2-6 settimane. C'è stato un lieve ma significativo aumento con lo sviluppo polmonare nel corso del tempo. L'effetto di utilizzare un volume più piccolo di gonfiaggio è anche abbastanza evidente al punto di tempo di 6 settimane. C'era una tendenza per le donne avere un DFCO leggermente superiore, ma questo era solo significativo al punto di tempo cinque settimane.
| Gruppo | Patologia o Condition | Commenti |
| La | C57BL / 6 controlli (8-10 settimane), n = 6 | Topi sani </ Td> |
| B | C57BL / 6 topi data 25 TCID50 di virus influenzale A (PR8) intranasale, n = 10 | Modello Influenza, studiato 6 e 8 giorni dopo l'infezione |
| C | C57BL / 6 topi dato 5.4 U elastasi pancreatica tracheale, n = 6 | Modello di enfisema 10,13 studiato 21 giorni dopo sfida elastasi |
| D | C57BL / 6 topi dato 0,05 U bleomicina tracheale, n = 6 | Modello Fibrosi 14 studiato 14 giorni dopo la sfida bleomicina |
| E | CFTR controlli nulli e quelli infettati con aerosol inalazione di Aspergillus fumigatus (ceppo AF293), n = 6 | Modello di infezione fungina 11,17 studiato 12 giorni dopo l'infezione fungina |
| F | C57BL / 6 topi data 3 mcg LPS / g BW (Escherichia coli) tracheale, n = 6 | Acute Lung Injury (ALI) del modello 15 ha studiatonei giorni 1 e 4, dopo l'insulto LPS |
| Sol | C57BL / 6 topi maschi a 2 a 6 settimane di età, n = 5 a ogni età | Modello di sviluppo del polmone |
Tabella 1: Elenco dei diversi modelli murini in cui è stata misurata la DFCO.
Figura 1:. Misurazione della DFCO nel controllo C57BL / 6 topi (gruppo A) e in ciascuno dei 5 diversi modelli patologici sono riportati risultati 6 e 8 giorni dopo l'influenza PR8 (Gruppo B), 21 giorni dopo elastasi intratracheale (Group C), 14 giorni dopo la bleomicina endotracheale (Gruppo D), 12 giorni dopo l'infezione Aspergillus nei topi CFTR nulli (Gruppo E), e 1 e 4 giorni dopo l'instillazione LPS (Gruppo F). Il simbolo * indica P <0,01 vs. controllo, il # indica P <0.01 tra il 6 e8 topi influenzali giorno e topi 1 e 4 giorni LPS, e il + indica P <0.05 vs controllo.
Figura 2: Misura della DFCO in maschi C57BL / 6 topi da 2 a 6 settimane di età (gruppo G) Le misurazioni sono state effettuate in tutti i topi con un volume di 0,4 ml di gonfiaggio, e in 6 settimane di età topi una seconda misura era. realizzato con 0,8 ml. Con il volume 0,4 ml, c'erano aumenti significativi DFCO tra il maschio di 2 settimane e quelli a 4, 5, e 6 settimane (P <0.05).
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Discussion
Nel presente lavoro, abbiamo definito una nuova metrica di quantificare la capacità gas scambio del polmone mouse. Questo parametro è analogo alla capacità di diffusione, una misura comune clinica che misura la funzione primaria del polmone, cioè la capacità di scambiare gas. La capacità di diffusione è l'unica misurazione funzionale polmonare che può essere fatto facilmente e rapidamente sia nei topi e nell'uomo. Per la rilevazione di malattie polmonari nei topi, un obiettivo importante è quello di quantificare i cambiamenti nella funzione polmonare tra controllo e coorti sperimentali. Per raggiungere questo obiettivo, abbiamo definito e utilizzato la DFCO per dimostrare la sua capacità di quanitfying variazioni fenotipiche nella maggior parte dei modelli più comuni di malattia polmonare nei topi, inclusi i cambiamenti funzionali con lo sviluppo del polmone.
Un'ipotesi inerente l'approccio che semplifica la misurazione DFCO nei topi è che l'effetto di non miscelato gas inspirato nello spazio morto anatomico e apparecchiature è ignORed. Tuttavia, come precedentemente descritto 10, l'utilizzo del volume di gonfiaggio 0,8 ml introduce un piccolo ma consistente di errore in tutte le misure. L'entità di questo errore è una funzione delle dimensioni relative del gonfiaggio e volumi di spazio morto. Nel presente metodo, questo errore è minimizzata eliminando lo spazio morto in rubinetti o connettori a T, e come mostrato nel video, semplicemente utilizza un dito per sigillare la siringa e facilitare il trasferimento di gas. Questa procedura comporta una elevata ripetibilità tra le misurazioni. L'effetto del volume più piccolo di gonfiaggio richiesta nei giovani topi è chiarito nelle 6 settimane topi mostrati nella Figura 2, dove il primo 0,4 ml prova è stata immediatamente seguita con 0,8 ml di prova in ciascun topo. Con 0,8 ml valore DFCO in era nell'intervallo di C57BL / 6 topi degli altri gruppi, ma la misura con 0,4 ml è sempre più piccolo. Questa è una manifestazione diretta del fatto che con il volume più piccolo, il recovered 9 sec campione ha una maggiore frazione dell'aria spazio morto, che consiste solo delle concentrazioni di gas di controllo. Questo fatto si manifesta come una variazione frazionaria più piccola della concentrazione di CO, che l'avvicina il cambiamento nella concentrazione Ne. Con un aumento del rapporto CO / Ne, la calcolata DFCO (1 - questo rapporto) è quindi più piccola.
In molti modelli di patologia polmonare mostrati in Figura 1, c'erano significative diminuzioni osservate in DFCO. Tuttavia, ci sono diversi motivi per cui il DFCO diminuisce in questi diversi modelli. In fibrosi causata dalla singola dose di bleomicina, c'è infiammazione e un ispessimento della barriera di diffusione che porta ad una riduzione della capacità 16 diffondente. In enfisema, vi è una perdita di area superficiale agisce direttamente per diminuire sia la superficie di diffusione e il volume di sangue nei capillari che era stato in pareti distrutte. Nessun relazioni dose-risposta con i elastase sono presentati qui, ma i dati non pubblicati mostra una buona correlazione della DFCO con il livello di danno enfisematosa. Con l'infezione influenzale, vi è riduzione della capacità probabilmente come risultato sia un ispessimento della barriera di diffusione e un aumento nelle regioni non ventilati consolidati di diffusione polmonare. Nel modello dell'influenza PR8 usato qui, questa peggiora nel tempo (come risulta in ulteriore significativa riduzione DFCO al giorno 8), ei topi generalmente muoiono intorno giorno 10. Nei topi nulli CFTR, c'è stato un DFCO più piccolo al basale , ma questi topi sono fatte su un background genetico misto 17, così ci possono essere differenze strutturali con i controlli C57BL6. Tuttavia, l'infezione Aspergillus causato una più consistente diminuzione significativa DFCO, e le ragioni di questo declino con l'infezione fungina è probabile simili a quelli con l'influenza. I risultati LPS di infiammazione acuta che provoca una diminuzione significativamente DFCO, probabilmente da ispessimento edematosa della dibarriera la La fusione e le regioni non ventilati del polmone pieni di liquido. Con la dose di LPS utilizzata, la diminuzione DFCO è maggiore al giorno 4 o 5 e poi recupera torna al controllo di giorno 10 (dati non mostrati).
Per l'analisi delle variazioni DFCO con una crescita del polmone nei topi giovani, il volume di inflazione 0,4 ml permesso chiaramente misurazioni riproducibili, ed è stato in grado di mostrare un lento aumento della capacità come il polmone raggiunto la maturità per adulti (figura 2) diffusione. L'effetto di utilizzare un volume di 0,4 ml di gonfiaggio minore discendente l'calcolato DFCO è anche quello che ci si aspettava, ma maggiore di 0,8 ml di volume non può essere utilizzato nei topi piccoli. Ma i cambiamenti con lo sviluppo o patologie devono ancora essere riproducibile rilevabile anche con il volume di 0,4 ml.
In conclusione, questo video e manoscritto allegati mostra come ottenere una misurazione funzionale in topi che è simile a quello che può essere misurata in esseri umani. La metrica riflette l'unabilità del polmone di scambio di gas con una varietà di cambiamenti strutturali polmonari causati dalle patologie più comunemente studiati. Questo fattore di diffusione per il monossido di carbonio (DFCO) è altamente riproducibile, e abbastanza sensibile per rilevare i cambiamenti funzionali e strutturali con patologie più sperimentalmente indotti in giovani o vecchi topi. Il fatto che è direttamente analogo a misurazioni simili eseguite nell'uomo per valutare malattia polmonare, rende un modo semplice per ottenere una metrica molto rilevante per phenytype patologie polmonari mouse.
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Disclosures
Nessun conflitto di interesse, e nulla da rivelare.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Gas Chromatograph | Inficon | Micro GC Model 3000A | Agilent makes a comparable model |
| 18 G Luer stub needle | Becton Dickenson | Several other possible vendors | |
| 3 ml plastic syringe | Becton Dickenson | Several other possible vendors | |
| Polypropylene gas sample bags | SKC | 1 or 2 L capacity works well | Other gas tight bags will work well |
| Gas tank, 0.3% Ne, 0.3% CO, balance air; (size ME) | Airgas, Inc | Z04 NI785ME3012 | This is the standard mixture used for DLCO in humans |
| 25 TCID50/mouse of influenza virus A/PR8 diluted in phosphate buffered saline. | |||
| Porcine pancreatic elastase | Elastin Products, Owensville, MO | 5.4 U | |
| Bleomycin | APP Pharmaceuticals, Schaumburg, IL | 0.25 U | |
| Escherichia coli LPS | Sigma L2880 | 3 μg/g body weight; O55:B5 | |
| Aspergillus fumigatus (isolate Af293) conidia were collected from mature colonies grown on potato dextrose agar. |
References
- Ogilvie, C. M., Forster, R. E., Blakemore, W. S., Morton, J. W. A standardized breath holding technique for the clinical measurement of the diffusing capacity of the lung for carbon monoxide. J Clin Invest. 36 (1 Pt 1), 1-17 (1957).
- Miller, A., Warshaw, R., Nezamis, J. Diffusing capacity and forced vital capacity in 5,003 asbestos-exposed workers: Relationships to interstitial fibrosis (ILO profusion score) and pleural thickening. Am J Ind Med. 56 (12), 1383-1393 (2013).
- Enelow, R. I., et al. Structural and functional consequences of alveolar cell recognition by CD8(+) T lymphocytes in experimental lung disease. J Clin Invest. 102 (9), 1653-1661 (1998).
- Hartsfield, C. L., Lipke, D., Lai, Y. L., Cohen, D. A., Gillespie, M. N. Pulmonary mechanical and immunologic dysfunction in a murine model of AIDS. Am J Physiol. 272 (4 Pt 1), 699-706 (1997).
- Wegner, C. D., et al. Intercellular adhesion molecule-1 contributes to pulmonary oxygen toxicity in mice: role of leukocytes revised. Lung. 170 (5), 267-279 (1992).
- Reinhard, C., et al. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome. 13 (8), 429-437 (2002).
- Sabo, J. P., Kimmel, E. C., Diamond, L. Effects of the Clara cell toxin, 4-ipomeanol, on pulmonary function in rats. J Appl Physiol. 54 (2), 337-344 (1983).
- Depledge, M. H. Respiration and lung function in the mouse, Mus musculus (with a note on mass exponents and respiratory variables). Respir Physiol. 60 (1), 83-94 (1985).
- Depledge, M. H., Collis, C. H., Barrett, A. A technique for measuring carbon monoxide uptake in mice. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 7 (4), 485-489 (1981).
- Fallica, J., Das, S., Horton, M. R., Mitzner, W. Application of Carbon Monoxide Diffusing Capacity in the Mouse Lung. J Appl Physiol. 110 (5), 1455-1459 (2011).
- Chaudhary, N., Datta, K., Askin, F. B., Staab, J. F., Marr, K. A. Cystic fibrosis transmembrane conductance regulator regulates epithelial cell response to Aspergillus and resultant pulmonary inflammation. Am J Respir Crit Care Med. 185 (3), 301-310 (2012).
- Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. J Appl Physiol. 90 (3), 1111-1117 (2001).
- Yildirim, A. O., et al. Palifermin induces alveolar maintenance programs in emphysematous mice. Am J Respir Crit Care Med. 181 (7), 705-717 (2010).
- Collins, S. L., Chan-Li, Y., Hallowell, R. W., Powell, J. D., Horton, M. R. Pulmonary vaccination as a novel treatment for lung fibrosis. PLoS One. 7 (2), e31299 (2012).
- Alessio, F. R., et al. CD4+CD25+Foxp3+ Tregs resolve experimental lung injury in mice and are present in humans with acute lung injury. J Clin Invest. 119 (10), 2898-2913 (2009).
- Martinez, F. J., et al. The clinical course of patients with idiopathic pulmonary fibrosis. Ann Intern Med. 142 (12 Pt 1), 963-967 (2005).
- Zhou, L., et al. Correction of lethal intestinal defect in a mouse model of cystic fibrosis by human CFTR. Science. 266 (5191), 1705-1708 (1994).
