Abstract
تحويل الضوء إلى نبضات كهربائية يحدث في شبكية العين الخارجي ويتم إنجاز إلى حد كبير قضيب ومخروط المستقبلات الضوئية في شبكية العين والظهارة الصبغية (RPE) الخلايا. RPE تقديم الدعم الحاسم لخلايا مستقبلة للضوء وفاة أو خلل في الخلايا RPE هو سمة من-الضمور البقعي المرتبط بالعمر (AMD)، والسبب الرئيسي لفقدان البصر الدائم في الناس سن 55 فما فوق. في حين لم يتم التعرف على علاج لAMD، زرع RPE صحي في عيون المريضة قد يثبت أنه علاج فعال، وأعداد كبيرة من الخلايا RPE يمكن أن تتولد بسهولة من الخلايا الجذعية المحفزة. عدة أسئلة مثيرة للاهتمام فيما يتعلق بسلامة وفعالية تسليم خلية RPE لا يزال من الممكن فحص في النماذج الحيوانية، ولقد تم تطوير بروتوكولات مقبولة تماما تستخدم لحقن RPE. وقد استخدمت هذه التقنية الموصوفة هنا من قبل جماعات متعددة في مختلف الدراسات وتتضمن إنشاء أول حفرة في العين مع إبرة حادة. ثم حقنة مع بلويتم إدخال إبرة الإقليم الشمالي محملة الخلايا من خلال ثقب ومرت من خلال الجسم الزجاجي حتى يلمس بلطف RPE. باستخدام هذه الطريقة حقن، التي هي بسيطة نسبيا وتتطلب الحد الأدنى من المعدات، ونحن تحقيق التكامل متسقة وفعالة من الخلايا الجذعية المشتقة من الخلايا RPE في فترة ما بين RPE المضيف الذي يمنع كمية كبيرة من انحطاط مستقبلة للضوء في النماذج الحيوانية. بينما لا تشكل جزءا من بروتوكول الفعلي، نحن تصف أيضا كيفية تحديد مدى الصدمة الناجمة عن الحقن، وكيفية التحقق من أن الخلايا تم حقن في الفضاء تحت الشبكية باستخدام طرائق التصوير في الجسم الحي. وأخيرا، فإن استخدام هذا البروتوكول لا يقتصر على الخلايا RPE. يمكن استخدامه لحقن أي مركب أو خلية في الفضاء تحت الشبكية.
Protocol
ملاحظة: تم علاج جميع الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية الأخلاقية التي وضعها معهد سكريبس للأبحاث.
1. إعداد مواد لحقن (~ 20 دقيقة)
- قبل دافئ الحل تفارق الخلية (ويفضل أن يكون واحد هو أن المعطل من خلال التخفيف، وليس مع المصل)، برنامج تلفزيوني العقيمة، وسائل الإعلام والثقافة (الجدول 1).
- تعقيم حقنة بإبرة حادة من قبل تفكيك ذلك والمغلي الأجزاء في الماء لمدة 15 دقيقة.
2. إعداد خلايا RPE للحقن (~ 30 دقيقة إلى 1 ساعة)
- فصل الخلايا RPE باستخدام قبل تحسنت الحل تفارق خلية لمدة 5-8 دقيقة عند 37 ° C.
- كشط الخلايا برفق لاطلاق سراح أي التي لا تزال تعلق.
- تمييع الخلايا مع حجم كبير من وسائل الإعلام ثقافة (ملء أنبوب 15 مل) لتعطيل الحل التفكك وعدها.
- أجهزة الطرد المركزي في 800 x ج لمدة 5 دقائق لخلايا بيليه.
- resuspend الخلايا في 200،000 خلية / ميكرولتر (لتقديم 100،000 الخلايا في حجم 0.5 ميكرولتر) في برنامج تلفزيوني قبل تحسنت معقم وتحويلها في أنبوب microcentrifuge 1.5 مل.
- اختياريا، إضافة خلية حية عابرة علامة فلوري واحتضان عند 37 درجة مئوية لمدة 30-45 دقيقة.
- تحميل المحاقن مع إبرة حادة مع 0.5 ميكرولتر من الخلايا. حقن الخلايا في أقرب وقت ممكن.
3. الشبكية الفرعية حقن (~ 5 دقائق في حقن)
ملاحظة: إذا كان ذلك ممكنا، وتعلم هذه التقنية مع الجرذان الكبار منذ الأوعية حوف هي أسهل بكثير لتصور. حقن محلول الأخضر سريع عندما تعلم (قبل محاولة حقن الخلايا) لتسهيل التصور أكثر سهولة من موقع الحقن.
- تخدير القوارض. استخدام الحقن داخل الصفاق من 100 ملغ / مل الكيتامين و 10 ملغ / مل زيلازين (20 ميكرولتر / 10 ز الجسم ثثمانية) عبر استنشاق isofluorane لأنه من الصعب على المناورة والقوارض وحقن داخل العين مع خطم في الاستنشاق.
- التأكد من أن الحيوان هو تخدير عميق من معسر واحد من الكفوف. إذا كان flinches، انتظر عدة دقائق أكثر وحاول مرة أخرى قبل البدء في الحقن تحت الشبكية.
- ضع القوارض على جانبها حتى أن العين التي سيتم حقنها يواجه السقف.
- تحت المجهر تشريح تمتد برفق الجلد حتى العين للملوثات العضوية الثابتة قليلا للخروج من مقبس (جحوظ مؤقت) ويصبح أكثر سهولة من خلال عقد رأسه مع اثنين من أصابع فقط فوق الأذن والفك وتمتد بلطف بالتوازي الجلد على الجفون ذلك أن العين للملوثات العضوية الثابتة قليلا للخروج من مقبس (انظر الشكل 1C). لا فهم القوارض قريبة جدا من الحلق.
- مع 30 G حادة المتاح تعقيم قبل إبرة، وجعل ثقب مباشرة أسفل حوف (إذا ضرب السفن، ونزيف بالبريد كبيرة ويكون من الصعب العثور على ثقب في وقت لاحق) وفي زاوية لتجنب لمس العدسة مع الإبرة (الشكل 1D). تجنب لمس العدسة مع حادة (أو حادة) إبرة أو تشكيل الساد فوري سيحدث.
ملاحظة: الحقن تعمل على نحو أفضل مع شخصين. وبهذه الطريقة يمكن لشخص واحد تمر الحقنة مع إبرة حادة إلى الشخص أداء الحقن بعد أن يكونوا قد أنشأ أول حفرة مع إبرة حادة القابل للتصرف للحفاظ على التركيز على حيث الثقب. - التراجع عن إبرة حادة المتاح من العين مع الحفاظ على قبضة على رأسه. أتذكر بالضبط حيث كان الثقب.
- بعد إما تركيب حقنة محملة مسبقا مع إبرة حادة على micromanipulator أو إمساكه باليد، إدراج غيض من المحاقن مع إبرة حادة من خلال ثقب، مع الحرص مرة أخرى على عدم لمس العدسة وبلطف يدفع به عن طريق العين بلطف شديد حتى الشعور المقاومة (1D الشكل).
- Keeping جميع الحركات إلى أدنى حد ممكن، وضخ بعناية الخلايا RPE ببطء في الفضاء تحت الشبكية.
سوف يكون ذلك حافزا RPE / شبكية العين مفرزة. ملاحظة: هذا أمر لا مفر منه. ومع ذلك، فإن حقن أنظف يقلل من مفرزة ويحسن كثيرا من فرص إعادة المرتكز (الشكل 1E). أي حركات مبالغ فيها قد تتحرك الإبرة مرة أخرى في شبكية العين، ويمكن أن حركات جانبية تضر شبكية العين. استخدام مضخة الحقن هو اختياري ولكن يسمح لتسليم دقيق جدا. - التراجع المحقنة ببطء. تطبيق ترطيب قطرات العين للحفاظ على العين رطبة.
- تواصل رصد الحيوان حتى يستعيد الاستلقاء القصية. لا تترك الحيوان غير المراقب أو العودة إلى قفص مع الحيوانات الأخرى في حالة تأهب حتى يستعيد الاستلقاء القصية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
يمكننا تقديم تعليق الخلايا RPE في الفضاء تحت الشبكية من القوارض بسرعة وباستمرار باستخدام تقنية الموضحة في هذه المخطوطة. في حين ليس مطلوبا، صدمات يمكن التقليل إلى حد كبير باستخدام الإعداد يظهر مع مياداة مجهرية في الشكل 1A & B. عقد القوارض كما هو مبين في الشكل 1C لجحوظ مؤقت. الخطوات هي نفسها إذا أجريت مع مياداة مجهرية أو باليد. وصفت هذه في الرسوم المتحركة في الشكل 1D. عندما يقوم نظيفة مضان من الخلايا المسمى RPE يمكن الكشف عنها باستخدام cSLO ويمكن رؤيته باستخدام نظام أكتوبر (الشكل 2) انفصال الشبكية الناجم. في الشكل (3) تم استخدام cSLO لالتقاط صور متعددة حول موقع الحقن بأكمله (الصور من الشكل 2 والشكل 3 تم القبض فورا بعد الحقن تحت الشبكية). لاحظ أن مفرزة ممعاهدة الفضاء الخارجي العميق (ولكن ليس شديد) في الصور المركز (3-5).
الشكل 1. منصة حقن تحت الشبكية وتصوير الكرتون للتقنية الحقن. تم حفر (A) ثقوب في لوحة معدنية لتركيب المجهر تشريح. (B) يمكن نقل مياداة مجهرية على الوقوف المغناطيسي الدخول والخروج من موقف خلال الحقن. (C) امسك القوارض كما هو مبين لجحوظ مؤقت. ( D) تصوير للهياكل الأساسية للعين (D؛ الخطوة 3.4) يتم إجراء ثقب في العين مع إبرة حادة المتاح فقط تحت حوف وعدسة (D؛ الخطوة 3.6) يتم إدخال إبرة حادة في حفرة وذلك من خلال شبكية العين على طرفي نقيض حتى لمس بلطف RPE (D؛ الخطوة 3.8). حقن الخلايا يؤدي الى المتقاعد مؤقتإينال مفرزة. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2. الصور قاع العين مأخوذة مباشرة بعد الحقن تحت الشبكية. (A) ومضان أخضر لوحظ في اللوحة اليمنى (تراكب من الأشعة تحت الحمراء وFAF صور) ينبعث من IPS-RPE الخلايا المسمى مع علامة فلوري عابرة. (B) انفصال الشبكية الشبكية العصبية ويلاحظ RPE بالقرب من الحقن الموقع بعد الحقن تحت الشبكية (ملحوظ مع السهم). النجمة في (A) تسميات العصب البصري. (يتم نشرها هذا الرقم في شكلها الأصلي من KROHNE وآخرون. 21) شريط مقياس = 200 ميكرون يرجى النقر حيحرث لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3. في الجسم الحي التصوير باستخدام أكتوبر حول موقع الحقن مباشرة بعد الحقن. استخدام جهاز أكتوبر يمكننا التقاط صور متعددة حول موقع الحقن لتحديد كل من فعالية الحقن ومدى انفصال. في هذا المثال الحد الأدنى من مفرزة (ينظر إليها على أنها تورم وخاصة في الصور 3-5) ويلاحظ. الحانات النطاق = 200 ميكرومتر
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
في هذه المقالة وصفنا طريقة بسيطة نسبيا لأداء الحقن تحت الشبكية من خلايا RPE معلق في الجرذان والفئران. بروتوكول من السهل تعلم والمزيد من الخبرة مع هذه التقنية سوف تترجم في أقل الصدمات (الشكل 3، وهذا يمثل واحدا من أفضل الحقن)، وخاصة إذا تم استخدام مياداة مجهرية (الشكل 1A). يمكن رصد أي صدمة في الجسم الحي مع نظام cSLO وأكتوبر (الشكل 2) إذا كانت متوفرة. وإذا رغبت دقة أعلى وأقل صاخبة الصور، حالة من منصات فن التصوير متوفرة، جنبا إلى جنب مع بروتوكولات ممتازة لأداء أكتوبر في نماذج الفئران مرض 39-41.
المضاعفات الأكثر شيوعا المرتبطة مع هذه التقنية تنشأ من المواقع غير لائق من الحيوان أثناء الجراحة، الأمر الذي أدى انفصال الشبكية المفرطة، مما تسبب في نزيف المشيمية، والجزر من الخلايا RPE من الإبرة. اذا وضعتبشكل غير لائق، وسوف يكون من الصعب لإنشاء أول حفرة، وأكثر صعوبة للعثور عليه بعد. يمكن أن تحول العين تحجب حفرة، مما يجعل الاختراق مع إبرة حادة مستحيلة. في حين أنه من الممكن لجعل ثقب آخر مع إبرة حادة، وهذا يخلق المزيد من الصدمة. يمكن أن مفارز شبكية العين وضوحا يؤدي إلى فقدان البصر الشديد. مفارز تحفز التغيرات المورفولوجية المميزة في الخلايا العصبية للشبكية والدبقية. ويمكن لهذه المجموعات من دباق رد الفعل وإعادة الشبكية تعزيز موت الخلايا المستقبلة للضوء 42. وأخيرا، إذا تم تطبيق الكثير من الضغوط مع الحقنة مع طرف غير حادة، يمكن أن يتسبب النزيف المشيمية. إذا تم تطبيق الكثير جدا من الضغط، اختراق من RPE ويمكن أن يحدث غشاء بروك وبعض IPS-RPE يمكن ملاحظة في المشيمية، على الرغم من أن هذه الحالات نادرة. الجزر الخلايا RPE حقنها في شبكية العين والجسم الزجاجي يحدث بشكل متكرر أكثر، ويصعب تجنبه. هذا يمكن التقليل من التراجع في syrinجنرال الكتريك مع إبرة حادة ببطء شديد بعد حقن (في هذا الصدد مياداة مجهرية مفيدة بشكل لا يصدق).
غيرها من التقنيات المستخدمة في مجال هي أكثر تعقيدا ولكن هي أيضا بشكل ملحوظ أكثر تحديا (للمراجعة نرى رامسدن وآخرون 30). فمن الممكن لحقن الخلايا في تعليق في الفضاء تحت الشبكية عن طريق إدخال إبرة حادة في الاتجاه المعاكس من خلال الصلبة، المشيمية، وRPE. تتطلب هذه التقنية أكثر بكثير الممارسات والخبرات؛ حتى يتقن، سيتم حقن معظم الخلايا RPE في المشيمية أو شبكية العين وأبدا الاندماج في الفضاء تحت الشبكية. (أيضا، بسبب صعوبة الوصول للعين، وهذا النهج غير مناسب للاستخدام في المرضى من البشر). ومن الممكن أيضا أن زرع الطبقات الوحيدة سليمة من RPE الاستقطاب 43. ويتم ذلك إما عن طريق الفتح ورقة من الخلايا RPE تحت شبكية العين من خلال شق، أو من خلال زراعة الخلايا على الركيزة التي يسهل اختراقها الاصطناعية وinsertinز كلا من الخلايا والاصطناعية في الفضاء تحت الشبكية. مزايا هذه التقنيات واضحة كما الخلايا RPE لا تحتاج إلى "repolarize" على الزرع، وتشكيل محتمل من المجالات المصطبغة الخلايا RPE التي تفلت في شبكية العين يمكن تجنبها إلى حد كبير 16،44. ومع ذلك، هذه التقنيات الجراحية هي بطبيعتها أكثر تعقيدا. وعلاوة على ذلك، في البشر، فإن RPE والاصطناعية يحتاج إلى إدراجها تحت البقعة من خلال شق التي يجب أن أكتوي مع ليزر. وهذا يؤدي إلى تنكس الشبكية في جميع أنحاء المنطقة أكتوي.
وميزة استخدام بروتوكول المذكورة هنا هي أنه لا يمكن أن يؤديها الموثوقية، هو أسهل للتعلم، ويمكن استخدامها لتوصيل المركبات أو خلايا أخرى إلى جانب RPE. وعلاوة على ذلك، مع تعديلات طفيفة (باستخدام إبرة حادة بدلا من إبرة حادة لتقديم الخلايا)، هذه التقنية نفسها يمكن أن تستخدم لتوصيل الخلايا أو المخدرات intravitreally. لديناchieve نتائج متسقة مع هذه التقنية، وتعلمنا لتقليل الصدمة المرتبطة تقنية من خلال التجربة ومن خلال الرصد في الجسم الحي التصوير.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-Mercaptoethanol (55 mM) | Gibco | 21985-023 | 50 ml x 1 |
| Cell Scapers | VWR | 89260-222 | Case x 1 |
| CellTracker Green CMFDA | Molecular Probes | C34552 | 50 µg x 20 |
| DPBS, no calcium, no magnesium | Gibco | 14190-144 | 500 ml x 1 |
| Fast Green | Sigma-Aldrich | F7258 | 25 g x 1 |
| Genteal Geldrops Moderate to Severe Lubricant Eye Drops | Walmart | 4060941 | 25 ml x 1 |
| Hamilton Model 62 RN SYR | Hamilton | 87942 | Syringe x 1 |
| Hamilton Needle 33 G, 0.5", point 3 (304 stainless steel) | Hamilton | 7803-05 | Needles x 6 |
| Knockout DMEM | Gibco | 10829-018 | 500 ml x 1 |
| KnockOut Serum Replacement | Gibco | 10828-028 | 500 ml x 1 |
| L-Glutamine 200 mM | Gibco | 25030-081 | 100 ml x 1 |
| Magnetic Stand | Leica Biosystems | 39430216 | Stand x 1 |
| MEM Non-Essential Amino Acids Solution 100X | Gibco | 11140-050 | 100 ml x 1 |
| Micromanipulator | Leica Biosystems | 3943001 | Manipulator x 1 |
| Penicillin-Streptomycin (10,000 U/ml) | Gibco | 15140-122 | 100 ml x 1 |
| Slip Tip Syringes without Needles BD (3 ml) | VWR | BD309656 | Pack x 1 |
| Specialty-Use Needles BD (30 G, 1") | VWR | BD305128 | Box x 1 |
| TrypLE Express Enzyme (1X), no phenol red | Gibco | 12604013 | 100 ml x 1 |
References
- Bird, A. C. Therapeutic targets in age-related macular disease. The Journal of Clinical Investigation. 120 (9), 3033-3041 (2010).
- Jong, P. T. Age-related macular degeneration. Med, N. . E. ngl. J. . 355 (14), 1474-1485 (2006).
- Abe, T. Auto iris pigment epithelial cell transplantation in patients with age-related macular degeneration: short-term results. The Tohoku Journal Of Experimental Medicine. 191 (1), 7-20 (2000).
- Algvere, P. V., Berglin, L., Gouras, P., Sheng, Y. Transplantation of fetal retinal pigment epithelium in age-related macular degeneration with subfoveal neovascularization. Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 232, 707-716 (1994).
- Binder, S. Outcome of transplantation of autologous retinal pigment epithelium in age-related macular degeneration: a prospective trial. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 45 (11), 4151-4160 (2004).
- Binder, S. Transplantation of autologous retinal pigment epithelium in eyes with foveal neovascularization resulting from age-related macular degeneration: a pilot study. Am. J. Ophthalmol. 133 (2), 215-225 (2002).
- Juan, E., Loewenstein, A., Bressler, N. M., Alexander, J. Translocation of the retina for management of subfoveal choroidal neovascularization II: a preliminary report in humans. Am. J. Ophthalmol. 125 (5), 635-646 (1998).
- Falkner-Radler, C. I. Human retinal pigment epithelium (RPE) transplantation: outcome after autologous RPE-choroid sheet and RPE cell-suspension in a randomised clinical study. British Journal of Ophthalmology. 95 (3), 370-375 (2011).
- Joussen, A. M. How complete is successful 'Autologous retinal pigment epithelium and choriod translocation in patients with exsudative age-related macular degeneration: a short-term follow-up' by Jan van Meurs and P.R. van Biesen. Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 241 (12), 966-967 (2003).
- Lai, J. C. Visual outcomes following macular translocation with 360-degree peripheral retinectomy. Arch. Ophthalmol. 120 (10), 1317-1324 (2002).
- Machemer, R., Steinhorst, U. H. Retinal separation, retinotomy, and macular relocation: II. A surgical approach for age-related macular degeneration? Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 231 (11), 635-641 (1993).
- MacLaren, R. E. Autologous transplantation of the retinal pigment epithelium and choroid in the treatment of neovascular age-related macular degeneration. Ophthalmology. 114 (3), 561-570 (2007).
- Peyman, G. A. A technique for retinal pigment epithelium transplantation for age-related macular degeneration secondary to extensive subfoveal scarring. Ophthalmic Surgery. 22 (2), 102-108 (1991).
- Buchholz, D. E. Derivation of functional retinal pigmented epithelium from induced pluripotent stem cells. Stem Cells. 27 (10), 2427-2434 (2009).
- Carr, A. J. Molecular characterization and functional analysis of phagocytosis by human embryonic stem cell-derived RPE cells using a novel human retinal assay. Mol. Vis. 15 (4), 283-295 (2009).
- Carr, A. J. Protective effects of human iPS-derived retinal pigment epithelium cell transplantation in the retinal dystrophic rat. PLoS One. 4 (12), e8152 (2009).
- Hirami, Y. Generation of retinal cells from mouse and human induced pluripotent stem cells. Neurosci Lett. 458 (3), 126-131 (2009).
- Idelson, M. Directed differentiation of human embryonic stem cells into functional retinal pigment epithelium cells. Cell Stem Cell. 5 (4), 396-408 (2009).
- Klimanskaya, I. Derivation and comparative assessment of retinal pigment epithelium from human embryonic stem cells using transcriptomics. Cloning Stem Cells. 6 (3), 217-245 (2004).
- Kokkinaki, M., Sahibzada, N., Golestaneh, N. Human Induced Pluripotent Stem-Derived Retinal Pigment Epithelium (RPE) Cells Exhibit Ion Transport, Membrane Potential, Polarized Vascular Endothelial Growth Factor Secretion, and Gene Expression Pattern Similar to Native RPE. Stem Cells. 29 (5), 825-835 (2011).
- Krohne, T. Generation of retinal pigment epithelial cells from small molecules and OCT4-reprogrammed human induced pluripotent stem cells. Stem Cells Translational Medicine. 1 (2), 96-109 (2012).
- Lund, R. D. Human embryonic stem cell-derived cells rescue visual function in dystrophic RCS rats. Cloning Stem Cells. 8 (3), 189-199 (2006).
- Meyer, J. S. Modeling early retinal development with human embryonic and induced pluripotent stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (39), 16698-16703 (2009).
- Osakada, F. In vitro differentiation of retinal cells from human pluripotent stem cells by small-molecule induction. J. Cell Sci. 122 (17), 3169-3179 (2009).
- Vugler, A. Elucidating the phenomenon of HESC-derived RPE: anatomy of cell genesis, expansion and retinal transplantation. Exp. Neurol. 214 (2), 347-361 (2008).
- Westenskow, P. D. Using flow cytometry to compare the dynamics of photoreceptor outer segment phagocytosis in iPS-derived RPE cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53 (10), 6282-6290 (2012).
- Zarbin, M. A. Current concepts in the pathogenesis of age-related macular degeneration. Arch. Ophthalmol. 122 (10), 598-614 (2004).
- Li, Y., et al. Long-term safety and efficacy of human-induced pluripotent stem cell (iPS) grafts in a preclinical model of retinitis pigmentosa. Molecular Medicine. 18, 1312-1319 (2012).
- Wang, N. K. Transplantation of reprogrammed embryonic stem cells improves visual function in a mouse model for retinitis pigmentosa). Transplantation. 89 (8), 911-919 (2010).
- Ramsden, C. M. Stem cells in retinal regeneration: past, present and future. Development. 140 (12), 2576-2585 (2013).
- Schwartz, S. D. Embryonic stem cell trials for macular degeneration: a preliminary report. The Lancet. 379 (9817), 713-720 (2012).
- Carr, A. J. Development of human embryonic stem cell therapies for age-related macular degeneration. Trends in Neurosciences. 36 (7), 385-395 (2013).
- Westenskow, P., Friedlander, M. Ch. 111. The New Visual Neurosciences. Werne, J. S., Chalupa, L. M. , The MIT Press. Cambridge, MA. 1611-1626 (2013).
- Westenskow, P., Sedillo, Z., Friedlander, M. Efficient Derivation of Retinal Pigment Epithelium Cells from iPS. J. Vis. Exp. , Forthcoming Forthcoming.
- Furhmann, S., Levine, E. M., Friedlander, M. Extraocular mesenchyme patterns the optic vesicle during early eye development in the embryonic chick. Development. 127 (21), 4599-4609 (2000).
- Lu, B. Long-Term Safety and Function of RPE from Human Embryonic Stem Cells in Preclinical Models of Macular Degeneration). Stem Cells. 27 (9), 2126-2135 (2009).
- Zhao, T., Zhang, Z. -N., Rong, Z., Xu, Y. Immunogenicity of induced pluripotent stem cells. Nature. 474 (7350), 212-215 (2011).
- Eberle, D., Santos-Ferreira, T., Grahl, S., Ader, M. Subretinal transplantation of MACS purified photoreceptor precursor cells into the adult mouse retina. Journal Of Visualized Experiments. , e50932 (2014).
- Huber, G. Spectral domain optical coherence tomography in mouse models of retinal degeneration. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 50, 5888-5895 (2009).
- Kim, K. H. Monitoring mouse retinal degeneration with high-resolution spectral-domain optical coherence tomography. Journal of Vision. 53 (8), 4644-4656 (2008).
- Pennesi, M. E. Long-term characterization of retinal degeneration in rd1 and rd10 mice using spectral domain optical coherence tomography. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53, 4644-4656 (2012).
- Fisher, S. K., Lewis, G. P., Linberg, K. A., Verardo, M. R. Cellular remodeling in mammalian retina: results from studies of experimental retinal detachment. Progress in Retinal And Eye Research. 24 (3), 395-431 (2005).
- Hu, Y. A novel approach for subretinal implantation of ultrathin substrates containing stem cell-derived retinal pigment epithelium monolayer. Ophthalmic Research. 48 (4), 186-191 (2012).
- Diniz, B. Subretinal implantation of retinal pigment epithelial cells derived from human embryonic stem cells: improved survival when implanted as a monolayer. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54 (7), 5087-5096 (2013).
