Summary
Combinaison Ivacaftor et ivacaftor-lumacaftor sont deux nouveaux médicaments CF. Cependant, il y a toujours un manque de compréhension sur leur pharmacocinétique/pharmacodynamique et pharmacologie. Nous présentons une technique HPLC-MS optimisée pour l’analyse simultanée d’ivacaftor et ses principaux métabolites et lumacaftor.
Abstract
Défauts dans le régulateur de la conductance membranaires de la fibrose kystique (CFTR) sont la cause de la fibrose kystique (FK), une maladie dont les manifestations pulmonaires mortelles. Ivacaftor (IVA) et combinaison ivacaftor-lumacaftor (luminance) sont deux nouveaux médicaments pour percée CF directement modulent l’activité et le trafic de la protéine CFTR défectueuse. Cependant, il y a toujours un manque de compréhension sur les paramètres pharmacocinétiques/pharmacodynamiques et la pharmacologie des ivacaftor et lumacaftor. La technique HPLC-MS pour l’analyse simultanée des concentrations d’ivacaftor hydroxyméthyl-ivacaftor, ivacaftor-carboxylate et lumacaftor dans les liquides biologiques chez les patients recevant la combinaison standard d’ivacaftor ou ivacaftor-lumacaftor la thérapie a été développé par notre groupe et partiellement validé aux normes FDA. Toutefois, pour permettre l’analyse de haut débit d’un grand nombre d’échantillons de patients, notre groupe a optimisé la méthode signalée par l’utilisation d’une colonne de chromatographie en phase inverse de taille pores plus petite (2,6 µm, C8 100 Å ; 50 x 2.1 mm) et un système de solvants dégradé ( 0-1 min : 40 % B ; 1-2 min : 40-70 % B ; 2-2,7 min : tenue à 70 % B ; 2.7-2,8 min : 70-90 % B ; 2.8-lavage de 4,0 min : 90 % de B ; 4.0-4,1 min : 90-40 % B ; 4.1-6.0 min : tenue à 40 % B) au lieu d’une élution isocratique. L’objectif de cette étude était de réduire le temps d’analyse HPLC-MS par exemple spectaculaire de ~ 15 min à seulement 6 min par échantillon, ce qui est essentiel pour l’analyse d’une grande quantité d’échantillons de patients. Ce moyen de communication sera très utile pour les études sur les relations exposition-réponse de ces médicaments de CF révolutionnaires.
Introduction
Fibrose kystique (FK) est une maladie génétique commune impliquant les glandes exocrines de mucus du poumon, foie, pancréas et les intestins causant la rupture progressive de plusieurs organes, comme une diminution de la fonction pulmonaire et une insuffisance pancréatique1, 2,3. Ivacaftor (IVA) est le premier aliment et Drug Administration (FDA-US) et l’Agence européenne des médicaments (EMA) a approuvé la fibrose kystique membranaires conductance regulator (CFTR) potentialisateur, dont l’efficacité clinique en témoigne, produisant une importante amélioration de la fonction pulmonaire au placebo chez un petit sous-groupe de patients atteints de mucoviscidose portant le G551D-CFTR [glycine (G) en position 551 est remplacé par l’acide aspartique (D)] mutation faux-sens (~ 4 à 5 % de l’effectif des FC)4,5. Cela administré par voie orale drogue augmente le canal CFTR ouvrir, donc augmenter le flux d’ions chlorure et agissant sur le défaut principal qui mène aux manifestations cliniques de CF4,6. Malheureusement, IVA en monothérapie n’est pas efficace chez les patients avec la plus commune mutation homozygote de F508del [dans une délétion du gène CFTR qui entraîne la perte de la phénylalanine (F) en position 508 cadre] qui se traduit par CFTR mal repliée, ce qui est vu dans environ 50 % des le CF population7,8.
Récemment, la FDA a accordé l’homologation permettant de combiner IVA avec le correcteur CFTR drogue lumacaftor. L’habile stratégie de combiner un correcteur CFTR (lumacaftor, LUMA) qui sauve F508del-CFTR à la surface de la cellule avec un modulateur (IVA) qui potentialise l’activité du canal CFTR, étendre efficacement la fenêtre de traitement à la plupart de la population de CF5 . Des questions subsistent sur la question de savoir si ces médicaments seront engage réaliser comme un certain nombre de rapports contradictoires est apparues que jeté le doute sur leur efficacité clinique9,10. En outre, amélioration des fonctions pulmonaires ont été modeste (2,6-4 % seulement pour combinaison ivacaftor-lumacaftor) par rapport aux succès obtenus avec IVA en monothérapie chez les patients ayant une mutation (10,6-12,5 %) de G551D8. Des interactions de médicaments antagonistes entre IVA et LUMA qui limitent potentiellement l’efficacité clinique d’ivacaftor-lumacaftor Association viennent de ses propriétés pharmacocinétiques moins qu’idéales7,11. IVA est fortement métabolisée par les enzymes du cytochrome P450 (CYP), principalement à un métabolite actif hydroxyméthyl-IVA (IVA-M1, M1) et une forme inactive IVA-carboxylate (IVA-M6, M6)7,12. L’inducteur du CYP3A4 LUMA, en revanche, n’est pas métabolisée et est principalement excrétée inchangée dans les fèces11. Comme inducteurs du CYP3A4 induisent le métabolisme du cytochrome, pourraient ramener les concentrations d’ivacaftor (substrat du CYP3A4). En outre, IVA et la luminosité sont des molécules très hydrophobes et sont ~ 99 % liée aux protéines plasmatiques, ce qui limite considérablement le médicament (actif) gratuit concentration1,13.
Collectivement, ces facteurs peuvent venir ensemble pour limiter l’efficacité clinique de la combinaison de l’ivacaftor-lumacaftor. On ne sait pas si les concentrations plasmatiques optimale sont atteints dans la posologie actuelle pour combinaison ivacaftor-lumacaftor, ou si le seuil thérapeutique est maintenu8. Actuellement, il y a un manque d’informations concernant les paramètres pharmacocinétiques tels que le pic et les concentrations plasmatiques de l’état d’équilibre d’ivacaftor ou ivacaftor-lumacaftor. Compte tenu du métabolisme a noté des ivacaftor et lumacaftor, suivi des relations exposition-réponse est nécessaire pour atteindre les posologies optimales pour la thérapie ivacaftor ou ivacaftor-lumacaftor. Notre groupe a récemment publié la première méthode CLHP/SM-pour le suivi des relations exposition-réponse de l’IVA et LUMA14. Aucune des techniques alternatives de mesurer les concentrations d’ivacaftor, de ses métabolites et lumacaftor n’ont été signalés à ce jour. Pour permettre l’analyse de haut débit d’un collectif plus grand de patients et de réduire considérablement les temps d’analyse, notre groupe a optimisé la méthode signalée par l’utilisation d’une colonne de chromatographie en phase inverse de taille pores plus petite et un système de solvants dégradé qui réduit le coût et le temps.
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Protocol
approbation de l’éthique a été obtenue de la Monash University humaine Comité recherche pour l’éthique (MUHREC).
1. application du test : prélèvement d’échantillons de Patient
- enregistrer le moment où le patient prend leur dose standard de 150 mg ivacaftor ou ivacaftor 125 mg /lumacaftor 200 mg.
- Note vers le bas l’heure exacte lorsque l’échantillon de sang de patients est collecté.
Remarque : Nous recommandons le prélèvement d’échantillons de 4-5 sur un parcours de temps de 24h. Si le prélèvement d’un seul échantillon est possible, le point de l’heure indiquée est 2,5 à 4 h post ivacaftor ou ivacaftor-lumacaftor combinaison de dosage comme C max des concentrations à l’équilibre seront obtenues après > 5 jours de traitement consécutif. - Recueillir 4 à 5 mL de sang dans des tubes bleus non traités commercialement disponibles.
- Après le prélèvement du sang entier, permettre au sang de coaguler en le laissant intact à température ambiante.
Remarque : Cela prend habituellement 15 à 30 min. - Retirer le caillot par centrifugation à 1 000-2 000 x g pendant 10 min à 4 ° C dans une centrifugeuse réfrigérée. Désigner le surnageant qui en résulte comme plasma.
- Après la centrifugation, transférer immédiatement le surnageant (plasma) dans un tube en polypropylène nettoyer à l’aide d’une pipette Pasteur. Étiquette le plasma tube avec l’ID du Patient (p. ex., 1 Patient), le médicament administré (par exemple, combinaison ivacaftor-lumacaftor) et le temps de l’échantillon du patient a été collectées (par exemple, dosage après 2,5 h).
- Échantillons de conserver entre 2 et 8 ° C pendant la manipulation. Une fois que le traitement est achevé, conserver les échantillons à – 20 ° C.
- Si nécessaire, expédier les échantillons avec un coursier agréé à l’Institut analyse.
NOTE : Les échantillons doivent être expédiés sur la glace sèche jusqu'à l’arrivée et doivent être maintenus au – 80° C jusqu'à l’analyse.
2. Préparation et traitement des échantillons engagés et normes
Remarque : Plasma provenant de donneurs sains naïfs au traitement ivacaftor/lumacaftor a été obtenue de la Croix Rouge australienne. Afin d’assurer l’intégrité, tous les échantillons/normes doit être entre 2 et 8 ° C au cours de la collecte et le traitement. Une fois que le traitement est achevé, conserver les échantillons à – 20 ° C.
- Peser IVA IVA-carboxylate, hydroxyméthyl-IVA et LUMA qui servira de référence pour les étalons internes.
- Préparer les deux solutions indépendantes de chaque analyte (IVA, M1, M6 et luminance) dans le méthanol de qualité LC-MS à 100 µg/mL et à 10 µg/mL.
Remarque : Composés expirera au bout de 10 jours sur la paillasse. - Fraîchement préparer les étalons SM-avant chaque série d’analyses par dilution des normes d’étalonnage solutions dans le plasma humain pour atteindre à la suite des concentrations : 0,01, 0,025, 0,05, 0,1, 0,2, 0,5, 1.0, 2,5, 5,0 et 10,0 µg/mL. Ces échantillons sont appelées normes.
- à précipiter les protéines, préparer l’acide formique 0,1 % (FA) dans l’acétonitrile (ACN, SM-grade) et laisser au réfrigérateur jusqu'à ce que nécessaire.
3. Prétraitement des échantillons exposés et des normes
- laisser les deux échantillons de plasma patient et vierge s’équilibrer à température ambiante.
- Vortex à mélanger chaque échantillon de plasma pour 15 s par exemple.
- Transfert d’une quantité de 100 µL de soit plasma Vierge des normes ou des échantillons de patients pour l’analyse dans un tube de microcentrifuge polypropylène de 1,5 mL.
- Ajouter l’IVA standard interne dans chacun des tubes standards (p. ex., 0,01, 0,025, 0,05, 0,1, 0,2, 0,5, 1.0, 2,5, 5,0 et 10,0 µg/mL pour couvrir la gamme de concentration possibles), fermer le couvercle et vortexer pendant 2-3 s. Note l’étalon interne est uniquement ajouté au plasma vide et aucun étalon interne n’est ajouté dans les échantillons de patients.
- Répéter l’étape 3.4. pour les autres normes internes M1, M6 et LUMA.
- Spin dans chaque tube brièvement pour s’assurer qu’il n’y a pas des gouttelettes sur le couvercle.
- Ajouter 200 µL du mélange de 0,1 % FA chez ACN dans chaque tube à précipiter les protéines plasmatiques.
- Vortex le mélange vigoureusement pendant environ 15 s.
- Autoriser les tubes au repos pendant 10 min dans le réfrigérateur.
- Centrifuger à 10 000 g pendant 10 min à 4 ° C, si possible.
- Filtrer une quantité de 200 µL du liquide surnageant à travers un filtre de seringue de 13 mm dans un flacon HPLC de 1,5 mL.
- Transférer 100 µL de surnageant dans le flacon de LC-MS pour l’analyse HPLC-MS.
4. L’analyse HPLC-MS
Remarque : HPLC-MS l’analyse a été effectuée sur un système de SM-couplé avec le spectromètre de masse quadripolaire triple (tableau 1).
- Tourner sur le système LC-MS, placez le plateau avec les échantillons à l’échantillonneur automatique.
- Fixer la colonne sur une colonne de garde et de se connecter au système LC-MS.
- Fixer les deux bouteilles de phases mobiles (bouteille A: 100 % ACN ; bouteille b : 0,1 % d’acide formique dans l’eau) et équilibrer le système LC-MS.
- Intégrer les paramètres suivants dans le protocole LC-MS.
- Diviser le débit de la phase mobile avant d’entrer dans le spectromètre de masse dans un rapport 2:1 (déchets : MS inlet).
- Effectuer une élution gradient à un débit de 0,5 mL/min en utilisant une phase mobile composé de 100 % ACN et 0,1 % d’acide formique dans l’eau (départ à 40 : 60, v/v). Notez que le pourcentage de volume de la phase mobile change tout au long de l’analyse.
- Exploiter le spectromètre de masse en mode d’ionisation électrospray positif.
- S’assurer que les paramètres de la LC-MS sont les suivants : tension de pulvérisation ionique 4.5 kV, énergie de collision 295,9 V, nébulisation gaz : azote à 3 L/min ; gaz de collision : argon ; séchage gaz débit 20 L/min, tension Q3 de l’objectif :-22 V, désolvatation température 250 ° C avec un bloc chauffant température de 400 ° C.
- Volume µL injecter 10 par exemple.
- Analytes de détecter à l’aide de plusieurs réaction surveillance (MRM). Surveiller les transitions de l’ion m/z 392.49 → 393, m/z 408.49 → 409, m/z 422.47 → 423 et m/z 452.40 → 453 pour IVA, IVA-M1, IVA-M6 et LUMA, respectivement.
Remarque : La méthode nouvellement optimisée doit encore être entièrement validée selon les normes FDA.
5. Courbes d’étalonnage
- Construct la SM-courbes de calibration avant chaque série d’analyses à l’aide de la relation entre les ratios de surface de pic de chacune des quatre analytes à étalon interne et les concentrations nominales standard de calibration de ivacaftor (IVA-M1, IVA-M6 ou LUMA) au sein du programme de réglages de LC-MS.
Remarque : Les étapes exactes pour la construction de la courbe d’étalonnage est dépendante sur le modèle du SM-matériel utilisé. Cette information peut être disponible dans le manuel de l’équipement. - Effectuer une analyse de régression linéaire des moindres carrés en pondérant 2 selon la réciproque des concentrations de.
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Representative Results
Nous avons récemment rapporté une méthode, partiellement validée aux normes FDA, sur un triple-quadripôle LC-MS et d’un système de détecteur CLHP, en utilisant une colonne de C8 (5 µm, i.d. 3,9 x 50 mm) avec la phase mobile, composé de 100 % ACN et 0,1 % d’acide formique dans l’eau (40 : 60 v/v) à un débit de 1 mL/min. Concentrations allant de 0,01 à 10 µg/mL, a observé une corrélation linéaire des pics dans le plasma humain pour tous les métabolites, ivacaftor, Iva-M1, Iva-M6 et lumacaftor14. Ici, cette méthode a été optimisée pour permettre dramatiquement réduit LC temps de rétention et, par conséquent, la durée totale de l’essai, ce qui est essentiel pour l’analyse de haut débit d’une grande quantité d’échantillons cliniques. L’essai a été optimisé par l’utilisation d’une colonne de chromatographie en phase inverse de taille pores plus petite et un système de solvants dégradé au lieu d’une élution isocratique, réduisant le temps par exemple de ~ 15 min à seulement 6 min. Les analytes sont déterminés en mode positif electrospray utilisant plusieurs réaction surveillance (MRM). La procédure doit être validée interne avant utilisation, car nous avons détaillé précédemment14.
La précision de la méthode était de 4,53 % à 97,5 % de 94,2 % ± 2,94 %, selon l' analyte14. La gamme d’étalonnage de 0,01 à 10 µg/mL est applicable pour une utilisation en milieu clinique, en particulier compte tenu du fait que sous traitement ivacaftor-lumacaftor, très faibles concentrations d’actifs IVA et M1 ont été signalées par notre groupe auparavant, dans le plasma potentiellement due à l’induction du CYP3A4 par LUMA, qui se traduit par une vaste IVA métabolisme14. La précision intra-jour de chaque analyte a été évaluée avec six échantillons préparés de manière indépendante contrôle qualité (CQ) le jour même à des concentrations de 0,05, 0,5 et 8 µg/mL. La précision inter-jour a été évaluée à six échantillons préparés indépendamment du QC sur trois jours consécutifs. Exactitude et la précision ont été calculés par l’écart type relatif (RSD). Pour chaque échantillon QC, les valeurs RSD devraient être inférieur à 15 %15. Tous les quatre analytes présentaient des valeurs RSD de moins de 15 %14. La limite inférieure de détection et de quantification (LQ) ont été mis en place : pour IVA LOD 2,50 x 10-3 µg/mL et NDD 7,57 x 10-3 µg/mL ; pour M1, LOD 4.57 x 10-4 µg/mL et NDD 1,38 x 10-3 µg/mL ; pour M6 LOD 5,86 x 10-4 µg/mL et NDD 1,78 x 10-3 µg/mL ; pour LUMA LOD était 6.08 x 10-4 µg/mL et NDD 1,84 x 10-3 µg/mL14. Un chromatogramme typique est montré à la Figure 1. Une résolution chromatographique optimisée a été obtenue en utilisant une phase mobile de 100 % ACN et 0,1 % d’acide formique dans l’eau (départ à 40 : 60, v/v) avec une gradient élution sur colonne C8 (2,6 µm ; 100 Å ; 50 x 2,1 mm). La séparation du dégradé a été utilisée avec 40 % de la phase mobile B de 0 à 1 min ; puis 40 % - 70 % de la phase mobile B de 1 min à 2 min ; participation de 70 % de phase mobile B de 2 min à 2,7 min ; passant de 70 % à 90 % de la phase mobile B de 2,7 min min 2,8 ; détiennent 90 % de phase mobile B de min 2,8 à 4,0 min pour le lavage des fins ; Enfin de retour de 90 % à 40 % de B mobile de 4,0 min min 4,1 ; puis en maintenant 40 % de la phase mobile B de 4,1 min min 6,0 pour les conditions initiales (Figure 1). Les temps de rétention LC étaient comme suit pour M6 1,0 min ; pour les M1 1,3 min ; pour IVA : 1,55 min ; pour LUMA : 2,3 min (Figure 1). Dans tous les échantillons de plasma vide, pas d’interférence avec le temps de rétention d’un des analytes a été observée, ni interférence décelé par la combinaison d’ivacaftor avec lumacaftor.
Figure 1 : Représentant SM-chromatogramme du plasma humain additionné de 10 µg/mL de IVA-M6, IVA-M1, lumacaftor et ivacaftor en ce qui concerne l’élution gradient de pompe à. Un acide formique de 0,1 % dans l’eau et la pompe B 100 % d’acétonitrile (0-1 min : 40 % B ; 1-02:00 %-70 % B ; 2-2,7 min : tenue à 70 % B ; 2,7 à 2,8 min : 70 %-90 % B ; 4,0 3,8 min : 90 % B lavage ; 4.0-4,1 min : 90 %-40 % B ; 4.1-6.0 min : tenue à 40 % B). Les transitions de l’ion m/z 392.49 → 393, m/z 408.49 → 409, m/z 422.47 → 423 et m/z 452.40 → 453 ont été utilisées pour MS/MS suivi d’ivacaftor, IVA - M1, IVA-M6 et lumacaftor, respectivement. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Conditions CLHP | |
| Colonne | C8 ; 2,6 µm ; 100 Å ; 50 x 2,1 mm |
| Colonne de garde | HPLC en ligne filtre 0,5 µm ; Filtre de profondeur x 0,004 inID |
| Filtre x 0,004 inID | |
| Température de la colonne : | 30 ° C |
| Phase mobile A: | 0,1 % FA dans l’eau |
| Phase mobile b : | 100 % ACN |
| Composition de la Phase mobile au point de départ | 60 / 40 (v/v) |
| Température de l’échantillon : | 4 ° C |
| Volume d’injection : | 5 ΜL |
| Lavage de l’aiguille | méthanol à 80 %, 20 % d’eau 300 µL |
| Débit : | 0,5 mL/min |
| Gradient : | 01:00 % B |
| -1-02:00 % - 70 % B | |
| -2 - 2.7 min : tenue à 70 % B | |
| -2,7 - 2,8 min : 70 % - 90 % B | |
| -2,8 - 4,0 min : 90 % B lavage | |
| -4.0 - 4,1 min : 90 % - 40 % | |
| -4.1-6,0 min : tenue à 40 %, | |
| Total exécuter : | 6 mins |
| Temps de rétention : | Temps de rétention pour M6 : 1,0 min |
| Temps de rétention pour M1 : 1,3 min | |
| Temps de rétention pour IVA : 1,55 min | |
| Temps de rétention pour LUMA : 2,3 min | |
| Conditions de MS | |
| Mode de détection : | électrospray positif ESI + |
| Tension de ion de pulvérisation : | 4.5 kV |
| Énergie de collision : | 295,9 V |
| Nébulisation de gaz (azote) : | 3 L/min |
| Gaz de CID : | 230 kPa |
| Séchage des flux de gaz (azote) : | 20 L/min |
| Biais de tige avant Q1 : | - & #1 |
Tableau 1 : Précisions sur les conditions de l’HPLC-MS.
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Discussion
Comme indiqué précédemment, notre groupe a pour la première fois élaboré et validé une méthode HPLC et LC-MS pour une détection rapide et la quantification de l’ivacaftor et ses principaux métabolites M1 hydroxyméthyl-IVA (active) et IVA-carboxylate M6 (inactif) ; et lumacaftor dans le plasma et les expectorations de CF patients14. Le dosage indiqué par notre groupe précédemment a été utilisé avec succès pour quantifier la concentration de LUMA, IVA, IVA-M1 et IVA-M6 dans le plasma et de crachat de patients atteints de mucoviscidose en état stationnaire thérapie standard avec IVA 150 mg /q12 h (terminologie latine : quaque 12 h ; une fois toutes les 12 h) ou 200 mg /q12 h LUMA-125 mg /q12 h IVA combinaison14. Pour l’analyse de haut-débit de grandes quantités d’échantillons de patients, nous avons optimisé la méthode déclarée à l’aide d’une colonne de chromatographie en phase inverse de petits pores taille C8 (2,6 µm ; 100 Å ; 50 x 2.1 mm2) et un système de solvants dégradé plutôt que le courant élution isocratique. Cela réduit le temps d’exécution à 6 min par échantillon.
Cette méthode novatrice et fiable offre une approche simple, rapide et sensible pour suivi thérapeutique pharmacologique de combinaison ivacaftor et ivacaftor-lumacaftor dans les liquides biologiques. Compte tenu de la nécessité de développer les relations exposition-réponse pour maximiser l’efficacité du médicament mais aussi de limiter les coûts de la santé, outils plus sensibles doivent être mis au point et validés pour aider les cliniciens à utiliser des thérapies fondées sur des preuves et haut débit techniques d’analyse pour les patients souffrant de voir notre groupe avait déjà signalé une HPLC-MS partiellement validés pour analyser simultanément les IVA IVA-M1, IVA-M6 et LUMA dans le plasma et les expectorations de CF patients14. Établir un protocole d’analyse commun et facile à utiliser pour l’analyse des patients recevant l’ivacaftor ou ivacaftor-lumacaftor combinaison faciliterait la comparaison des données et l’interprétation des résultats des futures études pharmacocinétiques. Mesure, IVA, IVA-M1, IVA-M6, LUMA dans les liquides biologiques en utilisant des techniques LC-MS pourrait incarner un outil puissant pour explorer la relation exposition-réponse en ce qui concerne les résultats thérapeutiques.
Plus généralement, l’analyse HPLC-MS de combinaison ivacaftor ou ivacaftor-lumacaftor dans les liquides biologiques pourrait fournir une base moléculaire pour la mise en œuvre de stratégies pharmacothérapeutique individualisés auprès de patients souffrant de CF et peut s’avérer utile pour faire la trithérapie ivacaftor ou ivacaftor-lumacaftor cher plus rentable, en indiquant éventuellement la nécessité pour l’administration des doses moins fréquentes. En appliquant la méthode analytique proposée aux études cliniques de pharmacocinétique/pharmacodynamique, l’occasion a été soulevée afin d’étudier les paramètres pharmacocinétiques de la combinaison ivacaftor ou ivacaftor-lumacaftor sur un patient de plus collectif.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
J.L. et T.V. sont pris en charge par le National Institute of Allergy et maladies infectieuses (NIAID) de la National Institutes of Health (R01 AI111965). Le contenu est la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les vues officielles de l’Institut National des allergies et maladies infectieuses ou les National Institutes of Health. MC est un chercheur australien NHMRC Principal. J. L. est un Australian National Health and Medical Research Council (NHMRC) Senior Research Fellow et T.V. est un australien NHMRC industrie carrière développement niveau 2 Research Fellow. E.K.S est un nommé 2017 jeune Ambassadeur pour ASM (American Society for Microbiology) et est supporté par l’Australian Postgraduate Award.
Certaines parties de ce travail a été présenté à la 12ème Conférence d’Australiasien sur la fibrose kystique à Melbourne (5-8ème d’août 2017).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| IVA (Cat#S114) | SelleckChem (USA). | ||
| LUMA (Cat#S1565) | SelleckChem (USA). | ||
| IVA-carboxylate (Cat# 510242247CS) | Clearsynth (Canada). | ||
| hydroxymethyl-IVA (Cat# 510240849CS) | Clearsynth (Canada). | ||
| Methanol (MeOH, LC-MS grade), | Sigma-Aldrich | ||
| acetonitrile (ACN, LC-MS grade) | Sigma-Aldrich | ||
| formic acid (FA) | Sigma-Aldrich | ||
| triple-quadrupole Shimadzu 8030 LC-MS | |||
| Phenomenex Kinetex (2.6 µm C8 100 Å; 50 × 2.1mm) | |||
| (KrudKatcher Ultrea HPLC In-Line Filter 0.5 m Depth Filter x 0.004inID). | |||
| 1.5 mL polypropylene microcentrifuge tube (VWR). | |||
| Eppendorf Centrifuge 5430 | |||
| 13-mm syringe filter (0.45 µm nylon, GRACE, USA) | |||
| [Phenomenex VEREX, 9 mm, PP, 300 µL, PTFE/Silicone septa]. |
References
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