Summary
Ce protocole donne des mesures expérimentales de réactifs, équipements et outils d’analyse pour les chercheurs qui s’intéressent à effectuer du génome entier basées sur l’hybridation génomique comparative (CGH) analyse des variations numéros de copie plantes.
Abstract
Les mutants sont inestimables ressources génétiques pour les études de fonction de gènes. Pour générer des collections de mutants, trois types d’agents mutagènes peuvent être utilisés, y compris biologiques telles que l’ADN-T ou transposon, chimique notamment le méthanesulfonate d’éthyle (EMS), ou physique comme le rayonnement de l’ionisation. Le type de mutation observée varie selon le mutagène utilisé. Des mutants de rayonnement induit par ionisation, mutations incluent délétion, duplication ou réarrangement. T-DNA ou mutagenèse axée sur le transposon est limitée aux espèces qui sont sensibles à la transformation, mutagenèse chimique ou physique peut être appliquée à une vaste gamme d’espèces. Cependant, la caractérisation des mutations dérivé de mutagenèse chimique ou physique traditionnellement repose sur une approche de clonage positionnel, qui est le travail intensif et beaucoup de temps. Ici, nous montrons qu’une plate-forme de basées sur l’hybridation génomique comparative (aCGH) haute densité génome peut être appliquée pour efficacement détecter et caractériser les variations numéros copie (CNV) chez les mutants dérivés de mutagénèse de bombardement (FNB) de neutrons rapides dans Medicago truncatula, une espèce de légumineuse. Le séquençage du génome entier montre qu’il n’y a plus de 50 000 gènes ou modèles de gènes chez le M. truncatula. À présents, induite par le FNB mutants chez le M. truncatula proviennent de plus de 150 000 lignes M1, ce qui représente de précieuses ressources génétiques pour l’étude fonctionnelle de gènes dans le génome. La plate-forme aCGH décrite ici est un outil efficace pour la caractérisation des mutants induite par le FNB chez le M. truncatula.
Introduction
Légumineuses (Fabaceae) sont la troisième plus grande famille de plantes dicotylédones, avec de nombreuses espèces économiquement importantes telles que le soja (Glycine max) et de la luzerne (Medicago sativa). Plantes légumineuses peuvent interagir avec les bactéries du sol fixatrices d’azote, généralement appelées Rhizobia pour développer des nodules racinaires où le diazote atmosphérique est réduit à l’ammoniaque pour utilisation par la plante-hôte. Ainsi, la culture des légumineuses nécessite peu d’apport d’engrais azotés et contribue ainsi à une agriculture durable. Les cultures de légumineuses produisent des feuilles et les graines à haute teneur en protéines, servant d’excellents fourrages et de céréales. Cependant, les espèces de légumineuses cultivées ont généralement des structures génome complexe, faisant des études fonctionnelles des gènes qui jouent un rôle clé dans les processus de légumineuses spécifiques encombrants. Medicago truncatula a été largement adopté comme espèce modèle pour des études de légumineuse essentiellement parce que (1) il possède un génome diploïde avec une taille de génome haploïde relativement faible (~ 550 Mbp) ; (2) plantes peuvent être stablement transformés pour des études fonctionnelles de gène ; et (3), il est étroitement lié à la luzerne (M. sativa), la Reine des plantes fourragères et de nombreuses autres cultures d’importance économique pour études translationnelles. Récemment, la séquence du génome de M. truncatula cv Jemalong A17 a été libéré1,2. Annotation du génome montre qu’il n’y a plus de 50 000 gènes prédits ou modèles de gène dans le génome. Pour déterminer la fonction de la plupart des gènes chez le M. truncatula génome est une tâche difficile. Afin de faciliter les études fonctionnelles des gènes, une vaste collection de mutants de l’ordre de plus 150 000 lignes de1 M a été générée à l’aide de mutagénèse de bombardement (FNB) de neutrons rapides dans M. truncatula cv Jemalong A173 ,4. Neutrons rapides, mutagène haute énergie d’ionisation, a été utilisé dans la génération de mutants chez de nombreuses espèces végétales dont Arabidopsis5,6,7de riz (Oryza sativa), tomate (Solanum lycopersicum), soja (Glycine soja; G. max)8,9, orge (Hordeum vulgare) et Lotus japonicus10. Une grande partie des mutations dérivé de mutagenèse FNB résultent de destructions d’ADN qui varient en taille de quelques paires de bases au mega paires de bases9,11. De nombreux gènes associés à phénotype ont été correctement identifié et caractérisé les4,12,13,14,15,16, 17 , 18 , 19. auparavant, le clonage moléculaire des gènes sous-jacents des mutants de la FNB s’est fondé sur une approche axée sur la carte, ce qui prend du temps et limite le nombre de mutants à être caractérisée au niveau moléculaire. Récemment, plusieurs approches complémentaires y compris des méthodes axées sur la transcription, génome revêtement basées sur l’hybridation génomique comparative (CGH) pour la détection de variation numéro copie l’ADN et le séquençage du génome entier, ont été employée pour faciliter la caractérisation de mutants de délétion dans divers organismes, y compris les animaux et les plantes20,21,22,23,24,25, 26,27,28,29,30,31.
Afin de faciliter la caractérisation de mutants FNB chez M. truncatula, une génome entier basées sur l’hybridation génomique comparative (CGH) plate-forme a été développée et validée. Tel que rapporté dans les systèmes animaux, la plate-forme CGH array permet de détecter des variations nombre de copie (CNV) au niveau du génome chez les mutants FNB M. truncatula . En outre, des lésions peuvent être confirmées par PCR et frontières de suppression peuvent être identifiés par séquençage. Dans l’ensemble, la plate-forme CGH array est un outil efficace pour identifier les lésions chez les mutants FNB M. truncatula . Ici, la procédure CGH array et la caractérisation de la PCR des frontières de suppression dans un mutant FNB M. truncatula sont illustrées.
Le protocole suivant donne les étapes expérimentales de réactifs, équipements et outils d’analyse pour les chercheurs qui s’intéressent à réaliser l’analyse du génome entier basées sur l’hybridation génomique comparative (CGH) du nombre de copies variations dans les plantes. À titre d’exemple, Medicago truncatula FN6191 mutant a été utilisé pour identifier les régions de suppression et de gènes candidats associées aux phénotypes mutants. M. truncatula FN6191 mutant, isolé à l’origine d’un neutron rapide suppression induite par le bombardement mutant collection32 (voir Table des matières), présentaient un phénotype hyper nodulation après inoculation avec le sol bactérie, Sihorhizobium meliloti Sm1021, contrairement aux plantes de type sauvage.
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Protocol
Remarque : la Figure 1 illustre les cinq étapes pour le tableau protocole CGH. Ils sont : 1) préparation du matériel végétal ; 2) isolation haute qualité d’échantillons d’ADN ; Labeling 3) et la purification des échantillons d’ADN ; 4) hybridation, lavage et balayage des tableaux du génome entier ; et 5) analyse de données HGC. Tableaux de carrelage pour le génome entier M. truncatula contiennent un total de 971 041 sondes oligo unique ciblant plus de 50 000 gènes ou modèles de gène dans le génome (voir le tableau des matériaux). Les sondes uniques sont espacées approximativement chaque 150 paires de bases (bp) dans les régions silenceur et 261 bp intronic régions du génome M. truncatula.
1. préparation des matières végétales
- Scarify sauvage (WT ; Cv de M. truncatula Jemalong A17) et graines mutantes FN6191 avec l’acide sulfurique concentré pendant 8 min (voir Table des matières). Retirer et jeter de l’acide sulfurique pour un conteneur à déchets liquid.
- Rincer les graines à l’eau désionisée autoclavé triple.
- Surface de stériliser les graines avec Javel 20 % pendant 10 min.
- Rincer les graines à l’eau désionisée autoclavé triple.
- Graines de magasin à 4 ° C pendant 3 jours. Après vernalisation, transférer et faire germer des graines dans le sol pour une semaine en chambre de croissance avec 16 h/8 h cycle lumière/obscurité et 150 µE/m 2/s d’intensité lumineuse.
- Transplantation des semis dans des pots de 1 gallon et cultivez-les dans une serre à cycle lumière/obscurité de 16 h/8 h, 150 µE/m 2/s intensité lumineuse pendant trois à quatre semaines. Recueillir des échantillons de jeunes feuilles de la plante pour l’isolement de l’ADN.
2. Isolement des échantillons d’ADN de haute qualité
- prendre 1 gramme de tissus de jeunes feuilles d’une plante unique et congelez-la immédiatement dans l’azote liquide.
- Moudre des tissus congelés dans l’azote liquide avec un mortier et un pilon de poudre fine.
- Isoler l’ADN génomique avec un isolement d’ADN nécessaire (voir la Table des matières).
- Remettre purifié des échantillons d’ADN dans 50 µL d’autoclave double désionisée H 2 O (ddH 2 O) ou 1 x tampon TE (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH 7,0).
- Concentrations d’ADN de mesure avec un spectrophotomètre (voir Table des matières).
- Évaluer 260 nm/280 nm et des 260 nm/230 nm ratios d’échantillons d’ADN.
NOTE : Échantillons d’ADN de qualité doivent avoir un rapport de 260 nm/280 nm ≥ 1.8 et un rapport de 260 nm/230 nm ≥ 2.0. - Encore évaluer des échantillons d’ADN en les exécutant dans 1 % des gels d’agarose.
NOTE : Échantillons d’ADN de qualité devraient avoir de poids moléculaire élevé et ne doivent pas être contaminés par l’ARN. Idéalement, la concentration finale d’échantillons d’ADN devrait être environ 150 ng/µL.
3. Purification et marquage ADN
- diluer 1 µg d’ADN génomique des échantillons avec les ddH 2 O pour un volume final de 20 µL dans un tube à centrifuger 500 µL.
- Ajouter 5 µL d’une amorce aléatoire (voir Table des matières) dans le tube.
- Vortex le tube brièvement et mettez-la dans un thermocycleur à incuber et dénaturer l’ADN à 98 ° C pendant 10 min.
- Prenez le tuyau hors du thermocycleur et mettez-le immédiatement sur l’eau glacée pour se détendre pendant 5 min.
- Marquage de préparer deux mélanges comme indiqué dans le tableau 1.
- Ajouter 25 µL de l’étiquetage des mélanges 1 et 2 à l’ADN de référence et échantillon ADN tubes, respectivement.
- Mélanger le mélange et l’ADN étiquetage en pipettant également, trois fois et faire tourner les tubes brièvement.
- Mettre les tubes dans un thermocycleur à incuber à 37 ° C pendant 2 h, puis à 65 ° C pendant 20 min inactiver l’enzyme Klenow-exo (voir Table des matières).
- 430 ajouter µL de 1 x tampon TE dans chaque tube.
- Mélanger le contenu et faire tourner les tubes brièvement.
- Transfert la solution dans le tube dans une colonne de purification avec une collection de 2 mL de tube (voir Table des matières).
- Centrifuger la colonne de purification à 14 000 x g pendant 10 min.
- Jeter le passage dans la solution.
- Ajouter 480 µL 1 x tampon TE à chaque colonne.
- Centrifuger la colonne nouveau à 14 000 x g pendant 10 min.
- Jeter la solution pass-through.
- Transférer l’échantillon d’ADN marqué qui reste à la partie inférieure de la colonne dans un nouveau tube à centrifuger.
- Mesurer le volume de l’échantillon d’ADN marqué à l’aide d’une pipette et porter le volume final à 80 µL avec 1 x tampon TE.
- Mesurer la concentration de l’échantillon d’ADN marqué à l’aide d’un spectrophotomètre (voir Table des matières).
- Mélanger une quantité égale de l’étiquette échantillon ADN et ADN de référence et de porter le volume final à 160 µL avec 1 x tampon TE.
- Ajouter 256 µL de 2 x tampon d’hybridation, 50 µL de l’ADN humain Cot-1 et 50 µL de 10 × aCGH agent de blocage (voir la Table des matières) et mélangez-les bien en pipettant également, trois fois.
- Faites tourner les tubes brièvement et mettez-les dans un thermocycleur à incuber à 98 ° C pendant 10 min.
- Incuber les tubes à 37 ° C pendant 20 min.
4. L’hybridation, lavage et analyse des tableaux du génome
- Préchauffer le four d’hybridation à 67 ° C au moins 4 h avant le début de l’hybridation.
- Placez un joint sur la base d’une chambre de l’hybridation.
- Charge 490 µL de solution d’hybridation de 3,23 étape sur le toboggan joint.
- Joint colorer avec une puce de microarray de génome de Medicago truncatula pour former une chambre hybridation.
- Mis sur les couvercles de chambre de l’hybridation et vissez la chambre avec des pinces.
- Mettre la chambre hybridation assemblé dans le four à hybridation et incuber à 67 ° C pendant 40 à 48 h.
- Préparer trois diapositives, laver la vaisselle : deux avec 250 mL de tampon de lavage j’ai gardé à température ambiante, et une avec lavage tampon II maintenue à 37 ° C.
- Diapositive de préparer deux pots de lavage : une avec 70 mL d’acétonitrile et une stabilisation de 70 mL et solution de séchage, garder les deux dans une hotte de laboratoire à température ambiante (voir Table des matières).
- Sortir de la chambre de l’hybridation du four et retirez les attaches de la chambre et la couverture.
- Déplacer le microarray chip et le joint de glissent dans un plat à laver diapositive avec tampon de lavage j’ai et séparent la puce de la diapositive de couverture.
- Déplacer le microarray chip pour le deuxième lavage diapositive plat avec tampon de lavage j’ai et doucement faire circuler la solution avec une barre de remuer sur une plaque d’agitation magnétique à température ambiante pendant 5 min.
- Transfert le microarray chip à la diapositive troisième lavage vaisselle avec du tampon de lavage préchauffé II et laver délicatement avec une barre de remuer sur une plaque d’agitation magnétique à 37 ° C pendant 1 min.
- La puce de microarray de transfert à une diapositive lavé récipient avec de l’acétonitrile dans une hotte aspirante et laver pendant 30 s.
- La puce de microarray de transfert à une diapositive jar avec stabilisation de lavage et de séchage solution et laver pendant 30 s.
- Retirez la puce lentement et sécher pendant 1 min.
- Scan la puce « microarray » à l’aide d’un scanner (voir Table des matières), moins de 2 µm de résolution. Définir les paramètres pour enregistrer plusieurs images et tout les scans de diapos. Régler les canaux 1 et 2 des gains à 100 % et annuler le gain auto.
5. Analyse de données HGC
- extrait la fluorescence Cy3 et Cy5 intensités pour chaque sonde sur le tableau à l’aide du logiciel de numérisation (voir Table des matières).
- Analyse de segmentation d’utilisation du logiciel pour détecter les variations nombre de copie (CNV) entre l’échantillon ADN et l’ADN de référence. Utilisez un seuil des segment moyen journal 2 échantillon/référence ratio ± 2,5 écarts-types pour déterminer la CNV.
- Inspecter la distribution des rapports de journal 2 échantillon/référence au sein du génome entier à l’aide d’un logiciel de cartographie de signal (voir Table des matières).
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Representative Results
La figure 2 montre la répartition des ratios2 journal normalisée du mutant contre WT signaux au sein du génome entier. Analyse des données CGH a révélé une approximation annoté de 22KO délétion sur le chromosome 4 qui englobe l' ensemble du gène SUNN 33 et plusieurs autres gènes chez le mutant FN6191 (Figure 2, Figure 3). La région candidate portait 73 sondes consécutives sur le tableau avec les ratios de2 log normalisé moyen inférieur à -2,5 (Supplemental tableau 1). Une inspection des frontières suppression a suggéré que la délétion putatif dans ce mutant est flanquée de sondes situés entre coordonnées 22,313,168 et 22,334,934 sur le chromosome 4 (Figure 3). Pour confirmer les frontières de la suppression, des amorces PCR ont été conçus pour être environ 1 500 bp en dehors des frontières de suppression prévue (FN6191-DB-f : GCTAGCAAGGGTCTGCGCAAGTT ; FN6191-DB-R: GTATCGAGAAGGTCTTATAGCAGC) et l’amplification par PCR a été réalisée avec ces amorces et les paramètres suivants : 94 ° C, 5 min ; 94 ° C, 45 s, 55 ° C, 30 s, 72 ° C, 1,5 min ; pour 35 cycles ; 72 ° C, 10 min, puis 10 ° C indéfiniment. Comme prévu, un seul produit PCR d’environ 1,5 kb a été amplifié avec succès pour le mutant FN6191, mais pas WT (Figure 4 a). Selon le M. truncatula génome version v3.5, la taille de la suppression à l’article 6191 FN estimait à 26,67 Ko (Figure 4 b). Les résultats CGH a montré qu’aucun autres segments anormaux ne sont présents dans le génome de mutant FN6191 (Figure 2).
Figure 1 : Flux de travail d’analyse de l’hybridation génomique comparative (aCGH) tableau du mutant M. truncatula . (A) préparation du matériel végétal : M. truncatula sauvage (Jemalong A17) et FN6191 mutant ont été cultivées pendant trois à quatre semaines en serre. (B) Isolation de l’ADN génomique de haute qualité : un gramme de jeunes feuilles de plantes unique a permis d’isoler l’ADN génomique. Qualité de l’ADN a été déterminée à l’aide d’un spectrophotomètre et gel d’électrophorèse. (C) DNA d’étiquetage et de purification. L’ADN génomique de référence et échantillons expérimentaux ont été marquées avec la Cyanine 3 (Cy3) et Cy5 en utilisant un marquage ADN kit et purifiée en utilisant une colonne de purification. (D) l’hybridation, lavage et balayage du tableau CGH M. truncatula 1 x 1 M. (E), CGH analyse : connecter2 rapports de signaux expérimentaux/référence inférieure ou égale à -2,5 ou supérieur ou égal à 2,5 est considéré comme présumées délétions et duplications, respectivement. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Tableau fondé l’hybridation génomique comparative analyse des variations numéros copie M. truncatula nodulation hyper mutant FN6191. Journal de2 rapports de type mutant/sauvage des sondes sur tous les chromosomes de huit, est indiqué. Une région 73-sonde consécutive sur le chromosome 4 a été identifiée comme la région chez le mutant (flèche). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
La figure 3. Identification de la région en mutant FN6191 M. truncatula . Une vue rapprochée de la région sur le chromosome 4, où 73 microarray sondes exposées significativement réduit journal2 ratios de type mutant/sauvage, et six mappé gènes y compris SUNN (Medtr4g070970). Les flèches indiquent l’emplacement et la direction d’amorces pour l’amplification PCR des frontières de la suppression. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Confirmation de la suppression des frontières chez M. truncatula FN6191 mutant. (A), PCR amplification des frontières suppression : un produit 1,5 Ko a été amplifié du mutant FN6191 en utilisant des amorces bordant les frontières de suppression (piste 1 ; MU). Le même ensemble d’amorces ne pas amplifier tous les produits de WT (M. truncatula Jemalong A17) en raison d’une limitation de la taille de la PCR (piste 2 ; WT). Voie M, échelle 1 kb. (B) les séquences de la jonction de la suppression chez le mutant FN6191. Une flèche indique la jonction de la suppression. (C) résultats de séquençage a montré que les frontières de suppression (flèches) sont situés au point de coordonnées 22309163 et 22335836 sur le chromosome 4. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Étiquetage des mix 1 | Par réaction de l’échantillon x # (μL) | Étiquetage des mix 2 | Par réaction x référence # (μL) |
| ddH2O | 6,0 x | ddH2O | 6,0 x |
| 5 x tampon | 10,0 x | 5 x tampon | 10,0 x |
| 10 x dNTPs | 5. 0 x | 10 x dNTPs | 5. 0 x |
| Cyanine 5 | 3. 0 x | Cyanine 3 | 3. 0 x |
| Exo-Klenow | 1,0 x | Exo-Klenow | 1,0 x |
| Total | x 25 | Total | x 25 |
Tableau 1 : Étiquetage des mélanges.
Supplemental tableau 1 : Sonde séquences supprimées chez le M. truncatula FN6191 mutant.
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Discussion
Nous avons développé une plate-forme CGH array pour la détection et la caractérisation du bombardement de neutrons rapides (FNB)-induite des mutants chez M. truncatula CV Jemalong A17. Pour illustrer l’utilisation du tableau méthode CGH dans la détection des mutations du gène, nous avons réalisé aCGH analyse du mutant FN6191, qui présentaient un phénotype hyper nodulation contrairement aux plantes de type sauvage, lorsqu’ils sont inoculés avec S. meliloti Sm1021. Pour l’analyse de la segmentation, un segment a été jugé significatif si le ratio de2 log signifie de sondes dans le segment a été au-dessus du seuil supérieur ou inférieur au seuil inférieur pour cette comparaison tableau donné. La valeur de limite supérieure pour chaque comparaison a été établie à la valeur de ratio de2 log de la 95e percentile de tous les points de données. Le seuil inférieur pour chaque comparaison a été établi à la valeur de ratio de2 log du 5e centile des toutes les données points24.
Notre analyse a montré que les modifications numéros de copie significative peuvent être déterminées en récupérant les segments avec un ratio de2 log normalisé moyen supérieur à la moyenne de 2.5 SD (duplication) ou inférieure à la moyenne de 2.5 SD (suppression). Après analyse CGH, nous avons détecté une région de suppression avec une taille estimée de 22 Ko sur le chromosome 4, englobant le SUNN gène33. Résultats de séquençage a confirmé que la taille de la délétion 26,67 Ko basé sur M. truncatula génome version v3.5. Il a été démontré que le SUNN encode une kinase du récepteur de répétition leucine-rich CLV1-like qui contrôle le nombre de nodules dans M. truncatula33. Nos résultats CGH suggèrent que FN6191 est un nouvel allèle SUNN . Selon ces résultats, nous avons pensé que la méthode CGH associé phénotypiques et analyse génétique peut être utilisée avec succès pour identifier rapidement les gènes candidats en mutants de délétion de FNB. Au cours des dernières années, nous avons utilisé cette plateforme pour identifier et caractériser de nombreux mutants FNB d’études fonctionnelles gène M. truncatula34,35. Nous avons généré une base de données des variations nombre de copie (CNV) associées aux FNB lignées mutantes36. Dans cette base de données, les séquences supprimés d’analyses CGH de plus de 100 ont confirmé nodulation symbiotique des mutants ont été cartographiées dans le génome de M. truncatula . Un serveur de souffle a été mis en place pour faciliter la recherche de séquences supprimés dans la collection de mutants. Le développement et l’expansion de la base de données suppression serait très précieux pour la recherche en génomique fonctionnelle à l’aide de ressources mutants de FNB M. truncatula .
Le protocole aCGH a cinq étapes principales. Bien que toutes les étapes sont importantes et procéder avec précaution comme décrit précédemment, les points suivants sont particulièrement critiques : des échantillons d’ADN (1) ne devrait pas se dégrader et ne doit pas être contaminé par RNA pendant l’étape de préparation ; (2) essai et référence des échantillons d’ADN devraient être tout aussi bien préparés afin que les échantillons étiquetés sont de la même qualité ; (3) des échantillons d’ADN marquées ne doivent pas être exposées à une forte intensité de la lumière et un haut niveau de l’ozone ; et (4) il est important de garder à laver tampon II à 37 ° C au cours de l’étape de lavage.
La couverture de l’ensemble du génome M. truncatula est principalement sur les régions silenceur et moins sur les régions intronic et pas du tout dans les régions intergéniques. La couverture dans les régions de ces derniers peut être améliorée si les lésions dans ces régions sont importantes pour les phénotypes mutants. En revanche, la conception actuelle de la sonde a moins de puissance dans l’identification de petites mutations et polymorphismes de nucléotides simples (SNP). Cette limitation peut être surmontée en utilisant CGH + SNP microarray conception37. Dans l’ensemble, la plate-forme de basées sur l’hybridation génomique comparative (aCGH) génome est un outil puissant pour l’analyse du nombre de copies et de variations structurales chez les mutants FNB M. truncatula .
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Disclosures
Les auteurs déclarent sans intérêts financiers concurrents.
Acknowledgments
De ce travail est financé en partie par une subvention de NSF Plant Genome Research (IOS-1127155).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Medicago truncatula genome array, 1 x 1 M | Agilent | G4123A | |
| Medicago truncatula FN6191 (mutant) | In house | FN6191 | |
| Medicago truncatula Jemalong A17 (reference) | In house | A17 | |
| Sulfuric acid | Sigma-Aldrich | 320501 | |
| DNeasy Plant Mini Kit | Qiagen | 69104 | |
| Nanodrop Spectrophotometer | Thermo Scientific | 1000D | |
| SureTag DNA Labeling Kit | Agilent | 5190-3400 | |
| Random primer | Agilent | 5190-3399 | |
| Acetonitrile | Sigma-Aldrich | 271004-1L | |
| Thermocycler | MJ research | PTC-200 | |
| Centrifuge | Labnet international Inc | Spectrafuge 24D | |
| Stabilization and Drying Solution | Agilent | 5185-5979 | |
| Oligo aCGH/ChIP-on-chip Hybridization Kit | Agilent | 5188-5380 | |
| Hybridization Chamber gasket slides | Agilent | G2505 | |
| Human Cot-1 DNA | Agilent | 5190-3393 | |
| Oligo aCGH/ChIP-on-chip Wash Buffer 1 and 2 | Agilent | 5188-5221 | |
| Hybridization Chamber, stainless | Agilent | G2534A | |
| Hybridization oven | Agilent | G2545A | |
| Purification Columns | Agilent | 5190-3391 | |
| Laser scanner | Roche | MS200 | |
| NimbleScan 2.6 | Roche Nimblegen | 5225035001 | |
| Signal Map 1.9 | Roche Nimblegen | Signalmap1.9 |
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