Summary
Nous présentons une technique pour l’administration déconcentrée de drogues par voie trans-tympanique dans la cochlée. Administration de médicaments par le biais de cette route ne serait pas interférer avec l’efficacité de la lutte contre le cancer des médicaments chimiothérapeutiques comme le cisplatine.
Abstract
L’administration systémique d’agents protecteurs pour traiter l’ototoxicité induite par le médicament est limitée par la possibilité que ces agents protecteurs susceptibles de gêner l’efficacité chimiothérapeutique de la drogue primaire. Cela est particulièrement vrai pour la cisplatine, dont l’action anticancéreuse est atténuées par des antioxydants qui assurent une protection adéquate contre la perte d’audition. Autres agents otoprotective actuels ou potentiels pourraient poser un problème similaire, s’il est administré de façon systémique. L’application des divers produits biologiques ou les agents de protection directement à la cochlée permettrait à des niveaux élevés de ces agents localement ayant limité les effets secondaires systémiques. Dans ce rapport, nous démontrons une méthode trans-tympanique de la livraison de divers médicaments ou réactifs biologiques à la cochlée, ce qui devrait améliorer la recherche scientifique fondamentale sur la cochlée et offrent un moyen simple de diriger l’utilisation d’agents otoprotective dans les cliniques. Ce rapport détaille un procédé de medicaments trans-tympanique et fournit des exemples de comment cette technique a été utilisée avec succès chez les animaux expérimentaux pour traiter l’ototoxicité de cisplatine.
Introduction
Le système auditif périphérique est extrêmement sensible aux médicaments comme les antibiotiques aminosides et cisplatine. Cisplatine est un agent chimiothérapeutique utilisé pour le traitement d’une variété de tumeurs solides, comme les ovaires, testicules et tête et cou cancers. Ototoxicité expérimentée avec l’utilisation de ce médicament est limitant la dose et assez fréquent, touchant 75-100 % des patients traités1. D’autres drogues, telles que le carboplatine et d’oxaliplatine, ont émergé comme alternative au cisplatine2,3,4,5, mais leur utilité est limitée à quelques cancers.
Les premières études ont montré le rôle essentiel des espèces réactives de l’oxygène (ROS) dans la médiation de l’ototoxicité produite par cisplatine et aminoglycosides. Des études ultérieures ont montré que l’isoforme NOX3 de la NADPH oxydase est la principale source des ROS dans la cochlée et est activé par le cisplatine6,7. La génération de compromis ROS l’antioxydant le pouvoir tampon des cellules, menant à a augmenté la peroxydation lipidique des membranes cellulaires,8. En outre, cisplatine augmente la production de radicaux hydroxyles qui génèrent l’aldéhyde hautement toxiques 4-hydroxynonenal (4-HNE), initiateur de cellule mort9,10. Basé sur ces résultats, plusieurs antioxydants ont été examinés pour le traitement de l’ototoxicité de cisplatine. Il s’agit de N-acétyl-cystéine (NAC), thiosulfate de sodium (STS), amifostine et D-méthionine. Cependant, une préoccupation majeure de la thérapie antioxydante est que ces antioxydants pourraient réduire efficacité chimiothérapie cisplatine lorsqu’il est administré systématiquement11 grâce à l’interaction du cisplatine avec des groupements thiol dans les molécules antioxydantes.
Compte tenu de ces problèmes avec la thérapie antioxydante, l’objectif de cette étude était d’examiner la route trans-tympanique de la prestation d’antioxydants et autres drogues à la cochlée pour réduire la perte d’audition. La route trans-tympanique des drogues et interférant court (si) RNA, décrit ci-dessous, semble particulièrement prometteuse.
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Protocol
Wistar mâles rats ont été traités selon l’animal National Institutes of Health utiliser les lignes directrices et un protocole approuvé par le Comité à utiliser et de la Southern Illinois University School of médecine Laboratory Animal Care. Réponse auditif du tronc cérébral (PEATC) a été réalisée sur des rats, tandis que sous anesthésie avant l’administration de médicaments et 72 h après pour vérifier l’effet de l’administration de médicaments trans-tympanique.
1. réponse auditif du tronc cérébral (PEATC)
Remarque : Mesures d’ABR ont été recueillies à l’aide de l’équipement de test auditif et les logiciels. ABR représente potentiels évoqués ou des ondes de haute fréquence générées par le huitième nerf crânien (wave I et II) et autres structures auditifs du tronc cérébral supérieurs, y compris le noyau cochléaire antéroventral (wave III), lemnisque latéral (onde IV) et inférieure colliculus (onde V). Ces ondes sont différenciés selon le temps de latence. ABR mesures ont été réalisées comme décrit plus haut12.
- Anesthésier les rats avec un mélange de 90 mg/kg la kétamine et 17 mg/kg de xylazine par injection intrapéritonéale. Confirmer la profondeur d’anesthésie par orteil-pinch réflexe. Appliquer les gouttes d’huile minérale (ou ophtalmiques lubrifiantes) pour les deux yeux pour que les yeux ne se dessèchent et éviter une ulcération pendant l’anesthésie.
- Placez le rat en décubitus ventral sur un coussin chauffant (37 ° C) à l’intérieur d’une cabine acoustique contrôlée. Équipement de test audiologie est situé à l’extérieur, à proximité de la cabine.
- Insérer des électrodes en acier inoxydable en conséquence : le flanc de l’électrode de terre à l’arrière, l’électrode positive entre les deux oreilles directement au sommet du crâne et les électrodes négatives sous le pavillon de chaque oreille.
- Appliquer des stimuli acoustiques utilisant des transducteurs haute fréquence comme une rafale de ton ms 5 à 8, 16 et 32 kHz. Déterminer des intensités de stimulation comme niveau de pression acoustique de décibel (dB SPL). Cela commence à 10 dB SPL et atteint 90 dB SPL avec une taille d’étape 10-dB. Calibrer les intensités sonores à un débit maximal de 90 dB SPL à l’aide d’une impulsion précision sonomètre.
Remarque : Le résultat donne une indication de l’intégrité de l’organe de l’audition périphérique, la cochlée et les structures auditives susmentionnés. Les ondes sont générées dans les 15 ms d’impulsion d’entrée et de la latence des ondes dépend des temps de conduction, qui à son tour, sont régi par trois facteurs essentiels : volume du cerveau, l’intensité et la fréquence du son. Potentiels évoqués auditifs ont été enregistrés à l’aide du logiciel fourni par le fabricant. - Considérer l’intensité minimale qui peut évoquer deux formes d’onde différentes (II et III) d’une amplitude 0,5 µV comme seuil en bonne place.
Remarque : Déplacement de seuil correspond à la différence du seuil mesuré après que traitement contre le seuil obtenu avant le traitement.
2. Trans-tympanique Injections
- Pour administrer le médicament trans-tympanically, placez le rat en position de décubitus latéral gauche.
- Insérer les spéculums jetables oreille 2,5 mm dans le conduit auditif.
- Avec l’utilisation d’une chirurgie étendue, positionnez le spéculum pour que la membrane tympanique est visible.
- À l’aide d’un 29 X ½, seringue de 0,5 mL de l’insuline, dresser 50 µL de l’adénosine d’isopropylique [R] - N - phényl (R-PIA) solution (1 µM), 8-Cyclopentyl-1, 3-dipropylxanthine (DPCPX) solution (3 µM) ou siRNA (0,9 µg) à injecter (5 unités).
- Utiliser le spéculum pour diriger l’aiguille dans la région antérieure et inférieure de la membrane tympanique.
- Piquez un trou à travers la membrane avec l’aiguille et administrer les médicaments mentionnés au point 1.2.3. Laissez le rat se reposer dans cette position pendant 15 min.
Remarque : 50 µL devrait être le volume adéquat pour monter derrière la membrane tympanique. Aucun fluide ne devrait être dans le conduit auditif après l’administration. - Placez le rat en décubitus latéral position et répéter les étapes 1.2.1 à 1.2.5, pour administration dans l’autre oreille à droite.
- Pour les rats recevant le cisplatine par voie intrapéritonéale, placez le rat en décubitus dorsal sur un coussin chauffant à 37 ° C.
- À l’aide d’un 21 X 3/4 papillon aiguille (tuyau 12"), dresser cisplatine (11 mg/kg, 1 mg/mL d’une solution dans une solution saline tampon de phosphate stérile [PBS]).
- À l’aide d’un pousse-seringue, administrer le cisplatine (1 mg/mL) par injection intrapéritonéale pendant 30 min.
Remarque : Pour un rat de 250 g, le volume serait 2,75 mL à un taux d’environ 0,1 mL / min.
- Continuer à surveiller la profondeur de l’anesthésie tout au long de ces procédures. Une fois que l’administration de cisplatine est terminée, replacez le rat dans la cage en décubitus ventral, assurant qu’il n’y a rien pour gêner sa respiration.
- Surveiller le rat jusqu'à ce que complètement guéri.
3. détartrage et Dissection de la cochlée
- Après la final ABR (après 72 h), anesthésier le rat avec un mélange de 90 mg/kg la kétamine et 17 mg/kg de xylazine par injection intrapéritonéale. Confirmer l’anesthésie avec un réflexe d’orteil-pincement. Euthanasier la rat par décapitation.
- Disséquer sur l’OS temporal comme décrit plus haut13.
- Placer cochlée dans 4 % de paraformaldéhyde à 1 x solution de PBS dans un flacon de verre de 7 mL à scintillation (recouvrant complètement la cochlée). Réfrigérer pendant une nuit à 4 ° C. Enlevez paraformaldéhyde et lavez avec une solution de 1 PBS x à température ambiante.
- Retirez les PBS et remplir le tube avec une solution d’EDTA (pH 7,3) de 120 mM. Placer sur un agitateur à température ambiante et laisser décalcification pendant 2 à 3 semaines, en changeant la solution d’EDTA par jour.
4. Cryosectioning
- Après le détartrage, immergez complètement la cochlée dans les solutions suivantes (7 mL) pendant 24 h à 4 ° c : 10 % de sucrose, 20 % de sucrose, mélange 1:1 de 20 % de sucrose et de coupe optimale de température (OCT) incorporation composé.
- Placez OCT frais composé de remplir et de couvrir complètement la cochlée dans un 15 mm x 15 mm x 5 mm jetable enrobage moule. Orienter la cochlée sur son côté il est parallèle au fond du moule encastrement, tel que décrit par Whitlon et al. 14
- Placer immédiatement le moule sur la glace sèche pour solidifier l’OPO et stocker à-80 ° C durant la nuit.
- Plonger les lames de microscope à 0,01 % Poly-L Lysine à température ambiante pendant 30 min. Retirer les lames, ne pas rincer et laisser sécher pendant la nuit. Utiliser ces lames pour coupes cryogéniques.
- Retirez la cochlée en OCT du congélateur-80 ° C et placez-le sur la glace sèche. Utiliser une lame à tranchant microtome (L x w : 80 mm x 8 mm, épaisseur 0,25 mm, angle de coupe de 34 °), la section des blocs de OCT à 10 µm à l’aide d’un cryostat à-30 ° C. Placez les deux parties par diapositive.
- Réfrigérer les lames à 4 ° C lorsque vous avez terminé.
5. immunohistochimie
- Déposer les lames dans une lame de microscope de verre plat sur une grille coulissante de coloration. Remplir le plat avec 350 mL de solution 1 PBS x et laver les lames pendant 5 min trois fois à la température ambiante.
- Supprimer les diapositives de la capsule et sécher la zone qui entoure le tissu à l’aide d’un chiffon sec, en veillant à ne pas sécher les tissus.
- À l’aide d’un stylo liquid de blocage, tracez un cercle autour de la section de tissu.
- Bloquer le tissu pendant 1 h à température ambiante en ajoutant 150 µL de solution de saturation contenant du sérum normal de 10 % (âne), détergent non-ionique 1 % et 1 % de BSA dans du PBS 1 x.
- Touchez au large de la solution de saturation excessive et incuber le tissu pendant la nuit à 4 ° C dans une chambre humidifiée avec 150 µL de sérum normal de 10 % (âne), 0,1 % de détergent non ionique et anticorps primaire (voir la remarque ci-dessous) dans du PBS 1 x.
Remarque : Pour les anticorps suivants, ces dilutions ont été utilisées : Figure 2 et 3, p-STAT1 Ser727 1 : 300. Figure 4, p-STAT1 Ser727, au 1/100 et 1/100 de TRPV1. - Déposer les lames dans la lame de microscope de verre plat sur une grille coulissante de coloration. Remplir le plat avec 350 mL de solution 1 PBS x et les lames pendant 5 min trois fois à la température ambiante.
- Incubation avec l’anticorps secondaires dilués dans une solution contenant un détergent non-ionique 0,01 % et sérum normal de 10 % (âne) dans du PBS 1 x pendant 2 à 3 h à température ambiante dans une chambre humidifiée dans l’obscurité.
Remarque : Pour les anticorps secondaires suivantes, ces dilutions ont été utilisées : Figure 2 et 3, 1:600 âne anti-lapin IgG. Pour la Figure 4, Rhodamine (TRITC) âne anti-lapin IgG 1/500 et Donkey anti-Goat IgG 1/500. - Déposer les lames dans la lame de microscope de verre plat sur une grille coulissante de coloration. Remplir le plat avec 350 mL de solution 1 PBS x et les lames pendant 5 min trois fois à la température ambiante.
- Pressez l’excès de liquide hors de la diapositive et sécher la lame avec un chiffon sec autour du tissu. Monter les diapositives en ajoutant une goutte de l’agent de montage au DAPI directement sur le tissu. Lentement, placez le couvre-objet sur le dessus, en veillant à ce qu’aucune bulle ne se forment au-dessous et laisser les lames guérir du jour au lendemain à la température ambiante dans l’obscurité. Stocker les lames à 4 ° C.
- Diapositives d’image à l’aide de la microscopie confocale. Utilisent des lasers pour l’imagerie comme suit : laser UV pour DAPI, laser 488 nm âne des IgG anti-lapin et 543 nm laser pour la rhodamine TRITC.
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Representative Results
ABR réactions mesurées chez des rats à trois jours après administration de cisplatine a montré une nette élévation des seuils. Élévation de ces seuils a été significativement réduite chez les rats, administrés en association avec trans-tympanique [R] - N - phénylisopropyladénosine (R-PIA), l’adénosine A1 récepteur agoniste15, avant le cisplatine. La spécificité de l’action de R-PIA à l’adénosine, un récepteur1 a été démontré par l’observation qu’il a été antagonisée par 8-Cyclopentyl-1, 3-dipropylxanthine (DPCPX), un antagoniste des récepteurs spécifiques de1 A16. Ce médicament potentialisé induite par le cisplatine ABR seuil quarts de travail (Figure 1A). Tout comme son effet de produire une perte auditive, cisplatine a également augmenté la perte ou les dommages aux cellules ciliées externes (évalué par microscopie électronique [SEM]) (Figure 1B). SEM images ont été obtenues comme décrit précédemment17. Cet effet a été significativement réduit par l’administration trans-tympanique de R-PIA (Figure 1C). De plus, nous montrons que trans-tympanique R-PIA réduit l’immunoréactivité basale et induite par le cisplatine p-STAT1 dans la cochlée, reflétant la propriété anti-inflammatoire de cette drogue (Figure 2).
La route trans-tympanique pourrait également être utilisée pour administrer des produits biologiques tels que les siARN, entraînant des effets bénéfiques. TRANS-tympanique administration des siARN STAT1 à des rats a effectivement réduit les niveaux STAT1 et p-STAT1 et bloqué l’activation de ce facteur de transcription par cisplatine (Figure 3).
Études supplémentaires montrent que trans-tympanique administration de siARN une autre pour l’ARNm NOX3 réduit la capacité des médicaments comme la capsaïcine d’augmenter certains médiateurs en aval, tels que les récepteurs transitoire vanilloïde potentiels 1 (TRPV1) canal et p-STAT1 ( Figure 4). Ces médiateurs sont impliquées dans de perte auditive due au capsaicin18.
Figure 1: Trans-tympanique Administration de R-PIA réduit la perte auditive due au cisplatine et protégées contre la perte des cellules ciliées externes. A. seuils ABR ont été mesurés chez les rats avant et 72 h après leur traitement avec le cisplatine (11 mg/kg, i.p.) après l’administration trans-tympanique de R-PIA ou DPCPX + R-PIA. Induite par le cisplatine élévation du seuil de l’ABR s’est avérée être atténuée par l’agoniste de1AR A, R-PIA. L’administration concomitante de l’antagoniste A1AR DPCPX, renversé l’effet de R-PIA sur seuil ABR et significativement élevé que déplace l’ABR produites par le cisplatine à tous les fréquences testées. La flèche indique zéro déplacement de seuil ABR. B. traitement de cisplatine a montré des dommages importants pour les cellules ciliées externes (CCE) (flèche blanche), tel que démontré par microscopie électronique (MEB). R-PIA protégé les contaminants organohalogénés contre les dommages causés par le cisplatine, tandis que DPCPX a atténué l’effet protecteur du R-PIA. C. le graphique à barres montre l’analyse quantitative des images SEM montré dans B. Les barres d’erreur indiquent l’erreur-type de la moyenne. Astérisques (*) et (*) indiquent une différence statistiquement significative par les groupes de traitement de véhicule ou de cisplatine, respectivement, tandis que (*) indique une différence statistiquement significative par R-PIA + rats traités au cisplatine (p < 0,05, n = 5). Ce chiffre a été adapté de Kaur et al. 19 avec permission. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Trans-tympanique Administration d’un agoniste1AR, R-PIA, réduit l’immunoréactivité de cisplatine-augmentation p-STAT1 dans la cochlée. Rats ont reçu une dose intrapéritonéale de cisplatine (11 mg/kg), qui a augmenté l’immunoréactivité de727 p-STAT1 Ser, évaluée à l’administration de drogues après 72 h. Toutefois, un prétraitement 1 h avec trans-tympanique R-PIA émoussé cette augmentation de l’immunoréactivité de la p-STAT1. Cotraitement de l’antagoniste A1AR, DPCPX, ainsi que de l’agoniste inverse l’inhibition de la p-STAT1 immunoréactivité. Coloration bleue représente les noyaux colorés au DAPI, tandis qu’une coloration verte représente p-STAT1 immunomarquage. SLO et DC représentent respectivement des cellules ciliées externes et cellule de Deiter. Les flèches blanches indiquent les trois rangées de contaminants organohalogénés. Barre d’échelle indiquée dans le panneau inférieur gauche est 10 µm. Ce chiffre a été adapté de Kaur et al. 19 avec permission. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Trans-tympanique Administration des STAT1 siARN niveaux induite par le cisplatine bloqué p-STAT1. Cochléaires sections isolées de rats ayant reçu au cisplatine (11 mg/kg, i.p.) pendant 72 h ont montré une augmentation Ser727 p-STAT1 immunoréactivité contaminants organohalogénés. Avant le traitement avec STAT1 trans-tympanique siARN (0,9 mg) atténué augmentation induite par le cisplatine immunoréactivité de la p-STAT1, tandis que brouillés de traitement n’a montré aucun effet. Coloration bleue représente les noyaux colorés au DAPI, tandis qu’une coloration verte représente p-STAT1 immunomarquage. Les flèches blanches indiquent les trois rangées de contaminants organohalogénés. La barre d’échelle indiquée dans la partie inférieure droite mesure 10 µm. Ce chiffre a été adapté de Kaur et al. 20 avec permission. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Trans-tympanique Injection de NOX3 siARN TRPV1 réduit et des niveaux dans la cochlée de Rat p-STAT1. Des rats anesthésiés ont été administrée siARN scrambled (scramble) ou siRNAs NOX3 par les apports de trans-tympanique, qui a été suivie deux jours plus tard par des injections de capsaïcine pour limaçon isolé de 24 h. trans-tympanique provenant de ces animaux ont été colorés pour p-STAT1 SER727 et TRPV1 immunoréactivité. La capsaïcine a augmenté TRPV1 (vert) et p-STAT1 Ser727 (rouge) immunoréactivité à 24h dans la strie vasculaire (SVA), cellules ciliées externes (CCE) et cellules ganglionnaires (SG) en spirale. Cependant, animaux prétraités avec siARN NOX3 ne montrent aucune induction visible de p-STAT1 Ser727 et immunomarquage TRPV1. Barres d’échelle (panneau droit inférieur) représentent 50 et 10 µm pour les encarts. Ce chiffre a été adapté de Mukherjea et al. 18 avec permission. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
La route trans-tympanique administration autorise une livraison localisée de médicaments et d’autres agents à la cochlée qui pourrait produire autrement des effets secondaires systémiques importants s’il est administré de façon systémique. Cette méthode d’administration des médicaments permet un accès rapide des médicaments sur le site d’action à des doses nettement plus élevés que se ferait par voie systémique. Les résultats présentés ici et publiés a déjà montrent que l’administration de l’adénosine de [R] - N - phényl isopropylique trans-tympanique (R-PIA) protégé la cochlée du cisplatine-induite de cellules ciliées externes perte (Figure 1)19 et induction de l’inflammation, comme en témoigne l’activation du facteur de transcription STAT1 a diminué (par rapport à ceux traités par le cisplatine ou R-PIA + DPCPX + cisplatine) (Figure 2)19. Ces avantages pourraient contribuer à la protection contre la perte d’audience offerte par ce médicament. Basé sur l’expérience acquise, nous n'affirmons qu’un médicament est nécessaire. Cela pourrait indiquer que le médicament est conservé dans l’oreille moyenne et il peut lentement être assimilé dans la cochlée pour fournir une protection durant ces trois jours, que ces animaux est évalués pour l’effet ototoxique. Cette technique sert actuellement de livrer d’autres drogues dans l’oreille interne afin de déterminer leur efficacité comme oto-protecteurs.
En plus de médicaments, trans-tympanique administration de siARN peut fournir knockdown efficace d’ARN sélectif pour réduire leur taux de protéines et fournir oto-protection18,20. Encore une fois, ces siARN fournirait moins toxiques s’ils sont livrés à proximité de la cochlée. La durée de la précipitation a été jusqu'à trois jours (la limite de notre période d’évaluation). Ce qui est important, l’ajout de siARN bloque l’induction de leur protéine correspondante de médicaments ototoxiques, comme le cisplatine. La durée de la précipitation est quelque peu surprenante étant donné l’abondance des nucléases dans le liquide extracellulaire et dans les cellules et les difficultés potentielles dans l’obtention de ces molécules dans les cellules cochléaires. Démonstration de deux précipitation des protéines et oto-protection impliquerait toutefois que ces siARN ont atteint la cochlée à des concentrations efficaces.
Malgré les avantages décrits ci-dessus, on prévoit que certaines limitations de cette technique. Il s’agit de la nécessité d’anesthésier les animaux de laboratoire avant de commencer la procédure. Médicaments doivent être administrés à des concentrations plus élevées dans l’oreille moyenne, étant donné que seulement une petite fraction (~ 1-10 %) s’attend à atteindre le périlymphe. En outre, la distribution des médicaments appliqués ou des produits biologiques est plus concentrée à la base où les plus grands effets sont observés.
Alors que la trans-tympanique livraison des agents présentés ici se limitait à des rats, une méthode similaire de medicaments pourrait servir prophylactique chez les patients qui attendent une chimiothérapie avec des médicaments tels que le cisplatine. Il est prévu que cette méthode de livraison de drogue pourrait être adoptée rapidement aux humains pour dépister un grand nombre de composés qui ont montré une efficacité dans le traitement de surdité médicamenteuse chez les animaux de laboratoire.
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Disclosures
Aucun conflit d’intérêts ne déclarés.
Acknowledgments
Les travaux décrits dans cet article était accompagnée d’une CA166907 RO1 NCI, NIDCD RO1-DC 002396 et de DC011621 RO3.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ketathesia (100 mg/ml) 10 ml | Henry Schein | 56344 | Controlled substance |
| AnaSed Injection/Xylazine (20 mg/ml) 20 ml | Henry Schein | 33197 | |
| 2.5 mm disposable ear specula | Welch Allyn | 52432 | |
| Surgical Scope | Zeiss | ||
| 29 G X 1/2 insulin syringe | Fisher Scientific | 14-841-32 | Can be purchased through other vendors |
| cis-Diammineplatinum(II) dichloride | Sigma Aldrich | P4394 | TOXIC - wear proper PPE |
| Harvard 50-7103 Homeothermic Blanket Control Unit | Harvard Apparatus | Series 863 | |
| Excel International 21 G X 3/4 butterfly needle | Fisher | 14-840-34 | Can be purchased through other vendors |
| BSP Single Speed Syringe Pump | Brain Tree Sci, Inc | BSP-99 | |
| Pulse Sound Measurement System | Bruel & Kjaer | Pulse 13 software | |
| High-Frequency Module | Bruel & Kjaer | 3560C | |
| 1/8″ Pressure-field Microphone —-Type 4138 | Bruel & Kjaer | bp2030 | |
| High Frequency Transducer | Intelligent Hearing System | M014600 | |
| Opti-Amp Power Transmitter | Intelligent Hearing System | M013010P | |
| SmartEP ABR System | Intelligent Hearing System | M011110 | |
| Disposable Subdermal EEG Electrodes | CareFusion | 019-409700 | |
| 16% Formaldehyde, Methanol-free | Fisher Scientific | 28908 | TOXIC - wear proper PPE |
| 7 mL Borosilicate Glass Scintillation Vial | Fisher Scientific | 03-337-26 | Can be purchased through other vendors |
| EDTA | Fisher Scientific | BP118-500 | Can be purchased through other vendors |
| Sucrose | Fisher Scientific | S5-500 | Can be purchased through other vendors |
| Tissue Plus OCT Compound | Fisher Scientific | 4585 | |
| CryoMolds (15 mm x 15 mm x 5mm) | Fisher Scientific | 22-363-553 | Can be purchased through other vendors |
| Microscope Slides (25mm x 75mm) | MidSci | 1354W | Can be purchased through other vendors |
| Coverslips (22 x 22 x 1) | Fisher Scientific | 12-542-B | Can be purchased through other vendors |
| Poly-L-Lysine Solution (0.01%) | EMD Millipore | A-005-C | Can be purchased through other vendors |
| HM525 NX Cryostat | Thermo Fischer Scientific | 956640 | |
| MX35 Premier Disposable Low-Profile Microtome Blades | Thermo Fischer Scientific | 3052835 | |
| Wheaton™ Glass 20-Slide Staining Dish with Removable Rack | Fisher Scientific | 08-812 | |
| Super Pap Pen Liquid Blocker | Ted Pella, Inc. | 22309 | |
| Normal Donkey Serum | Jackson Immuno Research | 017-000-121 | Can be purchased through other vendors |
| TritonX-100 | Acros | 21568 | Can be purchased through other vendors |
| BSA | Sigma Aldrich | A7906 | Can be purchased through other vendors |
| Phospho-Stat1 (Ser727) antibody | Cell Signaling | 9177 | |
| VR1 Antibody (C-15) | Santa Cruz | sc-12503 | |
| DyLight 488 Donkey anti Rabbit | Jackson Immuno Research | 711-485-152 | Discontinued |
| DyLight 488 Donkey anti Goat | Jackson Immuno Research | 705-485-003 | Discontinued |
| Rhodamine (TRTIC) Donkey anti Rabbit | Jackson Immuno Research | 711-025-152 | Discontinued |
| ProLong® Diamond Antifade Mountant w/ DAPI | Thermo Fisher | P36971 | |
| (−)-N6-(2-Phenylisopropyl)adenosine | Sigma Aldrich | P4532 | |
| 8-Cyclopentyl-1,3-dipropylxanthine | Sigma Aldrich | C101 | |
| siRNA pSTAT1 | Qiagen | Custome Made | Kaur et al. 201120 |
| siRNA NOX3 | Qiagen | Custome Made | Kaur et al. 201120 |
| Scrambled Negative Control siRNA | Qiagen | 1022076 | Kaur et al. 201120 |
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