Summary
Wir beschreiben eine neue Methode für die Lieferung von Plasmid DNA in die important-Zellen der Maus Blase in Vivo durch Katheterisierung der Harnröhre und Elektroporation. Freuen Sie sich auf eine schnelle und bequeme Möglichkeit zur Erzeugung von autochthonen Mausmodelle der Blase Krankheiten.
Abstract
Gentechnisch veränderte Mausmodelle (GEMMs) sind sehr wertvoll bei der Enthüllung neuartige biologische Einblicke in die Initiierung und Progression Mechanismen der menschlichen Krankheiten wie Krebs. Transgenen und bedingte Knockout-Mäusen werden häufig seit Überexpression des Gens oder Ablation in bestimmten Geweben oder Zellen in Vivo-Typen. Generierung von Keimbahn Mausmodellen kann Zeit- und kostenaufwändige jedoch. Neue Zuführungen in gen Bearbeiten von Technologien und die Machbarkeit liefern DNA Plasmide durch Virusinfektion haben schnelle Generierung von nicht Keimbahn autochthonen Mausmodellen Krebs für mehrere Organe aktiviert. Die Blase ist ein Organ, das für virale Vektoren aufgrund des Vorhandenseins einer Glykosaminoglykan Schicht deckt das Urothel Zugang zu schwierig gewesen sei. Hier beschreiben wir eine neuartige Methode, entwickelt im Labor für die effiziente Bereitstellung von DNA Plasmide in der Maus Blase Urothel in Vivo. Durch die intravesikale Instillation von pCAG-GFP DNA Plasmid und Elektroporation chirurgisch freigelegten Blase zeigen wir, dass das Plasmid DNA spezifisch in die Blase important Zellen für transiente Expression geliefert werden kann. Unsere Methode bietet eine schnelle und bequeme Möglichkeit für Überexpression und Knockdown von Gene in der Maus Blase und zum Aufbau von GEMMs von Blasenkrebs und anderen urologischen Krankheiten angewendet werden kann.
Introduction
Gentechnisch veränderte Mausmodelle (GEMMs) spielen eine wesentliche Rolle bei der Erweiterung unseres Wissens über TIERENTWICKLUNG, gen Funktionen in Vivound Mechanismen der Krankheit Fortschreiten1,2. Keimbahn GEMMs werden traditionell in zweierlei Hinsicht entwickelt. Die erste ist die Schaffung von transgenen Mäusen durch man Injektion von DNA Plasmid, gefolgt von der Transplantation von Zygoten in pseudopregnant Weibchen. Die andere ist die Generierung von Knock-Out/Knock-in Mäusen durch homologe Rekombination in embryonalen Stammzellen und die Entwicklung der Chimären. Bedingte ko von Genen in bestimmten Geweben oder Zellen Art von Interesse gehört die Zucht von gentechnisch Allele mit Cre und Flox Standorten über mehrere Generationen. Der gesamte Prozess kann teuer und zeitaufwändig sein, besonders wenn das Ziel ist es, mehrere Gene Gewebe-gezielt. Vor kurzem haben mehrere Organe der Mäuse induzieren Gewebe-spezifische genetische Veränderungen für autochthone Krebs Modellierung3gen Bearbeitung Technologien wie gruppierte regelmäßig dazwischen kurze palindromische Wiederholungen (CRISPR) zugewiesen wurde, 4,5,6,7 oder richtige Krankheit Mutationen in Situ8,9. In diesen Studien wurde die Lieferung der gRNA Vektoren in der Regel durch adenoviralen oder Lentivirale Infektion der Orgel oder hydrodynamischen Tail-Vein Injektion erreicht. Die relative Leichtigkeit der Lieferung der CRISPR-Komponenten auf die Lunge und Leber hat sich verbessert den Komfort und die Effizienz von Krebs in diesen Organen im Vergleich zu den traditionellen Cre-Lox-basierte Mausmodellen Modellierung.
Die Blase Urothel ist wo die meisten Blase Tumoren entstehen. Die Lieferung von DNA-Vektoren an der Blase Urothel für die Krebstherapie Modellierung oder gen scheitert an ein Glykosaminoglykan-Schicht auf der apikalen important Oberfläche fungiert als ein Hindernis für die Einhaltung von infektiösen Viren10,11. Mehrerer Vorbehandlung Agenten wie Syn3 und Dodecyl-β-d-maltosid wurden zur stören diese Barriere und Adenovirus-Infektion Effizienz12,13,14zu erhöhen. Ob Adeno-assoziierten Viren (Flugabwehrpanzer) effektiv die Blase infizieren können, wurde nicht berichtet. Alles in allem wäre eine nicht-viralen basierend Übermittlungsmethode wünschenswert. Hier beschreiben wir eine neuartige Methode, die im Labor für effiziente DNA Plasmid-Lieferung an die Maus Urothel durch Katheterisierung der Harnröhre und Elektroporation entwickelt. Da unser Ansatz nicht chemische Vorbehandlung der Glykosaminoglykan-Schicht oder Virus Produktion involviert ist, es wesentlich vereinfacht die Bereitstellung von DNA Plasmide in der Maus Blase Urothel, und sollte erleichtern verschiedene in-Vivo -Studien Erkrankungen der Blase.
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Protocol
Alle hier beschriebene Verfahren wurden gemäß den Richtlinien und Verordnungen aus dem institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) der University of California Santa Cruz durchgeführt.
(1) Plasmid und Vorbereitung der Werkzeuge
- Für jede Blase zu transfizieren, mindestens 20 µL DNA Plasmid (1 µg/µL) vorzubereiten.
- Die 20 µL Plasmid-Lösung in einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch 1 µL Trypan blau hinzufügen. Pipette gut mischen.
- Autoklav alle chirurgischen Instrumente und den Arbeitsbereich mit 70 % Ethanol zu sterilisieren. Sprühen von chirurgischen Instrumenten und Handschuhe mit 70 % Ethanol häufig oder mit einem Glas Bead Sterilisator bei der Durchführung der folgenden Schritte um sterile Bedingungen zu halten.
(2) betäubende Tier
- Verwenden Sie ein Tischsystem Top Anästhesie, um das Tier mit Isofluran zu betäuben. O2 Tank schalten Sie ein und einstellen Sie der Sauerstoff-Durchflussmesser auf 1 L/min.
- Legen Sie eine Erwachsene weiblichen C57BL/6J Maus in der Induktion-Kammer. Einschalten und Einstellen des Verdampfers Isoflurane auf 3 % für die Induktion. Die Maus sollte in Narkose innerhalb von 2 min. verwalten Buprenorphin Analgetikum (0,1 mg/kg) subkutan nach Entfernung der Maus aus der Induktion Kammer für präemptiven Analgesie.
Hinweis: In diesem Protokoll werden weibliche Mäuse verwendet sind einfacher, mit zu arbeiten, während Katheterisierung der Harnröhre. Das Protokoll funktioniert auch für männliche Mäuse, aber besondere Vorsicht ist erforderlich, wenn Schritt 3 ausführen. - Gelten Sie ophthalmologischen Salbe für die Augen des Tieres um Trockenheit zu verhindern. Platzieren Sie die narkotisierter Maus nach oben auf ein Heizkissen mit seiner Nase in die bugnase. Schalten Sie die Luft Schaltung Isofluran die bugnase durchlaufen zu lassen.
- Der Kopf und die bugnase mit Klebeband zurückhalten. Isofluran Vaporizer auf 2 % für die Wartung einstellen.
- Zurückhalten der Gliedmaßen mit Klebeband. Durchführen Sie Zehe-Prise Tests um sicherzustellen, dass das Tier in Tiefe Narkose und dann rasieren Bauchbereich.
3. Urin Erschöpfung und Blase spülen
- Gelten Sie Gleitmittel für Katheter (24G, Länge von 2,11 cm, Außendurchmesser von 0,045 cm) und sicherzustellen Sie, dass seine äußere Oberfläche vollständig abgedeckt ist.
- Einführen Sie den Katheter in die Harnröhre Öffnung und schieben Sie langsam ein, bis zu welchem Zeitpunkt der Urin durch den Katheter abfließen sollte die Blase erreicht. Drücken Sie vorsichtig den Bauch Urin Erschöpfung helfen.
- Überprüfen Sie, ob der Katheter in die Blase richtig eingesetzt ist, durch die Beobachtung automatischer Urin out fließen. Vermeiden Sie piercing von der Harnröhre und Blase Wand, und wenden Sie Schmiermittel mehrmals, wenn nötig.
- Verwerfen Sie den Urin mit einer Pipette in ein Abfall Becherglas.
- Pipette 80 µL Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) in das äußere Ende des Katheters, mit dem anderen Ende noch in der Blase. Befestigen Sie eine 1 mL Spritze vorsichtig um den Katheter. Drücken Sie vorsichtig die Spritze, die PBS in der Blase zu injizieren. Lassen Sie einige PBS in den Katheter zu vermeiden, Luftblasen in der Blase.
- Ziehen Sie die Spritze. Warten Sie auf PBS aus der Blase zu entleeren. Drücken Sie vorsichtig den Bauch, PBS zu evakuieren.
- Entsorgen Sie die PBS in den Katheter mit einer Pipette in den Abfall Becher.
- Wiederholen Sie PBS (Waschschritten 3.4-3.6) für zwei weitere Male.
Hinweis: Es ist wichtig, während diese Waschschritte sanft arbeiten. Blut in den Katheter oder das Fehlschlagen der automatischen Out-Flüssigkeit fließen in der Regel zeigt die Harnröhre durchbohrt. Es ist auch wichtig zur Vermeidung von Luftblasen, die Einführung, wie sie die Elektroporation Effizienz sinkt.
(4) Plasmid Lieferung
- Gelten Sie 70 % igem Ethanol für die Maus-Bauch und verwenden Sie ein Skalpell, um einen vertikalen Schnitt von 1 cm, öffnen Sie die Bauchhaut oberhalb der Blase machen.
- Pipette mindestens 20 µL Plasmid Plus Trypan blau-Lösung in das äußere Ende des Katheters, und befestigen Sie die Spritze.
- Die Plasmid-Lösung in die Blase zu injizieren. Wenn die blase blau leuchtet, ist die Injektion erfolgreich. Lassen Sie etwas Flüssigkeit in den Katheter zu vermeiden, Luftblasen in der Blase.
- Greifen Sie der äußeren Harnröhrenmündung mit einer Pinzette zu, und entfernen Sie den Katheter und Spritze. Verwenden Sie eine Zeichenfolge an der äußeren Harnröhrenmündung festziehen. Zwei Schleifen mit der Zeichenfolge zu machen und dann mit zwei Knoten binden.
Hinweis: Verschärfung der die Harnröhre ist wichtig zur Verhinderung von Rückfluss von Plasmid Flüssigkeit. - Schalten Sie die Elektroporation-Generator mit den folgenden Parametern: 33V, 50 ms, Arbeitszeit und 950 ms Intervallzeit.
- Halten Sie die Blase mit einer Pinzette und Klemmen Sie die Blase mit zwei Elektroden. Drücken Sie das Fußpedal die Elektroporation durchführen.
Hinweis: Die elektrischen Impulse sollen 5 Mal mit kurzen Abständen auftreten, nachdem jedes Pedal drücken. Die Maus kann in diesem Prozess zucken. Schieben das Fußpedal mehr als einmal die Transporteffizienz erhöhen kann, aber zu viele elektrische Impulse können die Gewebe Integrität das Urothel beschädigen.- Vermeiden Sie jeglichen Kontakt zwischen die Pinzette und die Elektroden, da dies einen Funken zu erzeugen.
5. Wiederherstellung
- Naht der Bauch- und Haut Eröffnung mit sterilen chirurgischen Naht und Clips. Jod auf die Wunde auftragen
- Entfernen Sie das Tier aus dem Isofluran-System. Verwalten von Buprenorphin Analgetikum (0,1 mg/kg) subkutan, um postoperative Schmerzen zu lindern.
- Halten Sie das Tier auf das Heizkissen und wieder nach Hause Käfig nach vollständiger Genesung. Überprüfen Sie das Tier mindestens einmal täglich für normale Beweglichkeit, trinken und Fütterung Verhalten und keine Anzeichen einer Infektion, bis der Schnitt verheilt ist und entfernen Sie dann die Clips. Verabreichen Sie nachfolgende Injektionen von Buprenorphin Schmerzmittel, wenn das Tier Schmerzen Symptom zeigt, wie putzen, gesteigerte Aggressivität und Vokalisation reduziert.
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Representative Results
Um den Erfolg der Gen-Lieferung in die Blase Urothel zu demonstrieren, haben wir die pCAG-GFP15 Plasmid für Elektroporation verwendet. 20 µL Plasmid und Trypan blau Lösung wurde durch die Harnröhre injiziert und 5 elektrische Impulse verabreicht wurden. Nach 48 h wir seziert die Maus Blase und Flecken von GFP Fluoreszenz unter dem Dissektion-Fluoreszenz-Mikroskop beobachtet, während eine Negative Kontrolle Blase, die nicht unterziehen Elektroporation zeigte kein GLP-Signal (Abbildung 1A). Wenn wir Immunfluoreszenz-Färbung des geschnittenen Blase Gewebe mit Cytokeratin (CK) 5, CK18, durchgeführt und GFP Antikörper, fanden wir, dass GFP signal war heute im Dach, zwischen-, und Basalzellen, aber nicht in der Muskulatur Schicht (Abbildung 1 b), gute Spezifität der Plasmid-Lieferung in die Urothel angibt. Etwa 15 % der important Zellen GFP+sind sollte, und solche klonalen Natur ideal für Krebs modellieren, da Tumoren in der Regel aus einzelnen Zellen einleiten.
Abbildung 1: erfolgreiche Durchführung der pCAG-GFP Plasmid, Maus Blase Urothel. (A) Vergleich der Harnblase, die erlebte Elektroporation (rechts), eine Negativkontrolle Blase (links) zeigt, dass die Elektroporation erfolgreich die Blase grün verfärbt. (B) Immunfluoreszenz Färbung des geschnittenen Blase Gewebe zeigt Mosaik Expressionsmuster der GFP+ Zellen im Dach (CK18+), Mittelstufe (CK5+CK18+), und basale (CK5+) important Schichten. Maßstabsleiste a entspricht 1 mm und in B zu 50 µm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
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Discussion
Elektroporation verbessert die Durchlässigkeit der Zellmembran und ist eine leistungsstarke Technologie für gen-Electrotransfer-16. Gen-Lieferung in lebenden Nagetiere durch Elektroporation wurde häufig in der Neurobiologie Felder17,18,19,20,21verwendet. Seine Anwendungsmöglichkeiten in vielen anderen Organen haben nicht ausgiebig erforscht worden. Um unser Wissen ist unsere hier beschriebene Methode der erste Bericht des erfolgreichen gen Lieferung durch Elektroporation an der Blase Urothel. Freuen Sie sich auf die mit Adenoviren/Lentivirus-basierte Infektionsmethoden hat mehrere Vorteile. Erstens ist die Elektroporation Methode einfacher, sicherer und billiger zu verabschieden, weil genetische nicht-viralen Vektoren verwendet werden und die Lieferung von DNA Plasmide an bestimmten Organ Websites in Vivo relativ einfach ist. Zweitens vermeidet es die unerwünschten Host Immunantwort, die oft mit der Lieferung von Virus Vektoren22verbunden sind. Drittens, im Falle der Blase, es negiert die Notwendigkeit für chemische Vorbehandlung der Glykosaminoglykan-Schicht, die normalerweise Virus Bindung an important Zellen blockiert.
Die wichtigsten Schritte in diesem Protokoll sind die Katheterisierung, spülen und Plasmid-Injektion. Besondere Sorgfalt und schonende Behandlung sind erforderlich, um sicherzustellen, dass der Katheter nicht der Harnröhre oder der Blasenwand beim einsetzen durchdringen wird und anschließen/Entfernen der Spritze. Wenden geeignete Schmiermittel bedecken vollständig die äußere Oberfläche des Katheters ist auch wichtig. Eine andere wahrscheinliche Ursache des Fehlers ist die Einführung von Luftblasen in die Blase beim Spülen und Plasmid einspritzen, da er elektrischen Leitfähigkeit sinkt. Um dies zu verhindern, empfiehlt es sich, immer etwas Flüssigkeit in den Katheter verlassen, wenn diese Schritte durchführen.
Unser Protokoll sollte für Erwachsene Mäuse jeden Alters arbeiten, weil wir keine Differenz in Transporteffizienz jüngere (2 Monate) und ältere (1 Jahr) Mäuse beobachten. Mehrere Faktoren können Plasmid Transporteffizienz beeinflussen. Wir empfehlen 20 µL Plasmid als die minimale Lautstärke für Injektion, da niedrigeren Betrag die innere Oberfläche der Blase nicht ausreichend abdecken kann. Erhöhung der Plasmid-Volumen und Konzentration in der Regel höhere Eindringtiefe, ergibt aber keinen zusätzlicher Nutzen wurde für Volumina über 60 µL. mehr elektrische Impulse geben beobachtet und berühren verschiedene Flächen der Blase mit Elektroden müssen die größten Einfluss auf die Verbesserung der Transporteffizienz. Die Elektroporation Parameter beschrieben in diesem Protokoll ist gesetzt, damit Permeabilisierung der important Zellen unter Beibehaltung Gewebe Integrität, da tendenziell höherer Spannung Zelltod induzieren. Es ist möglich, diese Parameter für eine weitere Optimierung zu zwicken. Maus-Maus-Variationen und die Handhabung des Forschers können die Leistungsfähigkeit erheblich beeinträchtigen. Je nach Ziel des Projekts empfehlen wir die Durchführung von Prüfungen, um die optimalen Parameter für jedes spezifische Experiment bestimmen. Beispielsweise kann bei der Modellierung von Krebs Initiierung und klonalen Wachstum, eine geringere Penetration erwünscht sein.
Als ein Proof-of-Principle für unsere Lieferart GFP Ausdruck visualisiert werden in der Blase so früh wie 36 h nach Electroporation und mindestens zwei Wochen andauern kann. Mit dieser neuen Methode ist es jetzt möglich, DNA Plasmide, die Maus Blase schnell und kostengünstig für die Überexpression des Gens oder Down-Regulierung und Genom-Bearbeitung zu liefern. Es eröffnet neue Wege für Studium Blase Entwicklung und Krankheiten, sowie neuartige autochthonen Blase Krebs Modelle bauen.
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Disclosures
Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interesse.
Acknowledgments
Wir danken Professor Bin Chen, Dr. Yue Zhang und Kendy Hoang für Hilfe beim Einrichten der Elektroporation-System. Diese Arbeit wurde unterstützt durch Zuschüsse aus dem Santa Cruz Cancer nutzen Group und NIH, Z.A.W.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD 1mL TB Syringe | Fisher | 148232E | |
| Buprenorphine | Sigma | B9275-50MG | |
| Dumont Tweezers | Roboz Surgical Instr | RS-5005 | Treat with 70% ethanol before surgical use |
| ECM830 SQ Wave Electroporator | Harvard Apparatus | 450052 | |
| Exel International Disposable Safelet I.V. Catheters | Fisher Scientific | 14-841-21 | 24G, 2.11 cm length, 0.045 cm outer diameter |
| Extra Fine Micro Dissecting Scissors | Roboz Surgical Instr | RS-5135 | Treat with 70% ethanol before surgical use |
| Isoflurane | Vet one | 501017 | |
| K&H Heated Resting Mat for Small Animals, 9 By 12 Inches | Amazon | n/a | Cover the heat mat with paper towels |
| Ophthalmic ointment | Fisher | NC0849514 | |
| PBS, pH7.4 | Life Technologies | 10010049 | |
| Pipet tips 200 µL | USA Scientific | 1111-0206 | |
| Pipet Tips, Universal Fit; 0.1 to 10 µL | Fisher | 02707438(CS) | |
| PIPETMAN NEO P2 | Gilson | F144561 | |
| PIPETMAN NEO P200N | Gilson | F144565 | |
| plasmid CAG-GFP | Addgene | 16664 | |
| Platinum tweezertrode 5 mm | Harvard Apparatus | 450489 | 5 mm diameter |
| Scissors | Roboz Surgical Instr | RS-5880 | Treat with 70% ethanol before surgical use |
| String cord | Amazon | n/a | Mandala Crafts 150D 210D 0.8mm 1mm leather sewing stitching flat waxed thread string cord |
| Tape, Scotch | Fisher | 19047257 | |
| Therio-gel Veterinary Lubricant | PBS animal health | 353-736 | |
| Trypan Blue Stain | Life Technologies | 15250061 | |
| V-1 Table top system anesthesia | VetEquip | 901806 | |
| Vicryl violet suture 18" FS-2 cutting 5-0 | Fisher | NC0578475 | |
| Walgreens Povidone Iodine 10% | Walgreens | 953982 | |
| Wound clip | Fisher | 018045 | |
| Wound clip applier | Fisher | 01804 |
References
- Sharpless, N. E., Depinho, R. A. The mighty mouse: genetically engineered mouse models in cancer drug development. Nat Rev Drug Discov. 5 (9), 741-754 (2006).
- Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research. Nat Rev Cancer. 10 (7), 470-480 (2010).
- Maddalo, D., et al. In vivo engineering of oncogenic chromosomal rearrangements with the CRISPR/Cas9 system. Nature. 516 (7531), 423-427 (2014).
- Xue, W., et al. CRISPR-mediated direct mutation of cancer genes in the mouse liver. Nature. , (2014).
- Sanchez-Rivera, F. J., et al. Rapid modelling of cooperating genetic events in cancer through somatic genome editing. Nature. 516 (7531), 428-431 (2014).
- Romero, R., et al. Keap1 loss promotes Kras-driven lung cancer and results in dependence on glutaminolysis. Nat Med. 23 (11), 1362-1368 (2017).
- Platt, R. J., et al. CRISPR-Cas9 knockin mice for genome editing and cancer modeling. Cell. 159 (2), 440-455 (2014).
- Yin, H., et al. Genome editing with Cas9 in adult mice corrects a disease mutation and phenotype. Nat Biotechnol. 32 (6), 551-553 (2014).
- Yang, Y., et al. A dual AAV system enables the Cas9-mediated correction of a metabolic liver disease in newborn mice. Nat Biotechnol. 34 (3), 334-338 (2016).
- Negrete, H. O., Lavelle, J. P., Berg, J., Lewis, S. A., Zeidel, M. L. Permeability properties of the intact mammalian bladder epithelium. Am J Physiol. 271 (4 Pt 2), F886-F894 (1996).
- Lilly, J. D., Parsons, C. L. Bladder surface glycosaminoglycans is a human epithelial permeability barrier. Surg Gynecol Obstet. 171 (6), 493-496 (1990).
- Ramesh, N., et al. Identification of pretreatment agents to enhance adenovirus infection of bladder epithelium. Mol Ther. 10 (4), 697-705 (2004).
- Yamashita, M., et al. Syn3 provides high levels of intravesical adenoviral-mediated gene transfer for gene therapy of genetically altered urothelium and superficial bladder cancer. Cancer Gene Ther. 9 (8), 687-691 (2002).
- Engler, H., et al. Ethanol improves adenovirus-mediated gene transfer and expression to the bladder epithelium of rodents. Urology. 53 (5), 1049-1053 (1999).
- Matsuda, T., Cepko, C. L. Electroporation and RNA interference in the rodent retina in vivo and in vitro. P Natl Acad Sci USA. 101 (1), 16-22 (2004).
- Yarmush, M. L., Golberg, A., Sersa, G., Kotnik, T., Miklavcic, D. Electroporation-based technologies for medicine: principles, applications, and challenges. Annu Rev Biomed Eng. 16, 295-320 (2014).
- Saito, T., Nakatsuji, N. Efficient gene transfer into the embryonic mouse brain using in vivo electroporation. Dev Biol. 240 (1), 237-246 (2001).
- Boutin, C., Diestel, S., Desoeuvre, A., Tiveron, M. C., Cremer, H. Efficient in vivo electroporation of the postnatal rodent forebrain. PLoS One. 3 (4), e1883 (2008).
- Saito, T. In vivo electroporation in the embryonic mouse central nervous system. Nat Protoc. 1 (3), 1552-1558 (2006).
- Molotkov, D. A., Yukin, A. Y., Afzalov, R. A., Khiroug, L. S. Gene delivery to postnatal rat brain by non-ventricular plasmid injection and electroporation. J Vis Exp. (43), (2010).
- Walantus, W., Castaneda, D., Elias, L., Kriegstein, A. In utero intraventricular injection and electroporation of E15 mouse embryos. J Vis Exp. (6), e239 (2007).
- Follenzi, A., Santambrogio, L., Annoni, A. Immune responses to lentiviral vectors. Curr Gene Ther. 7 (5), 306-315 (2007).
