Summary
齧歯動物左肺全摘術は、肺高血圧症研究の貴重な手法です。ここでは、ラット肺全摘術の手順と最小限の罹患率と死亡率を確保するため術後のケアについて説明するためのプロトコルを提案する.
Abstract
このプロトコルでは、詳細に説明して正しい手順と必要な予防措置を正常に左肺全摘を行いモノクロ (MCT) の追加投与によるラットの PAH を誘発するまたは SU5416 (Sugen)。我々 はまた他の PAH のモデル研究でよく使用されるこれら 2 つのモデルを比較します。ここ数年で PAH の動物モデルのフォーカスに肺血流増加の役割は考慮した重度の開発の重要なトリガーとして肺の網状病変の angioproliferation のメカニズムを勉強へ移動します。血管リモデリング。肺血流の増加の最も有望な齧歯動物モデルの 1 つは、MCT の Sugen「2 番目のヒット」と組み合わせて片側左肺全摘術です。左の肺の除去は、増加および乱流の肺血流と血管リモデリングに します。現在、ラットの肺全摘手術の詳細な手順はありません。ここでは、肺全摘手術と雄 Sprague-dawley ラットの術後ケアの手順プロトコルについて詳しく説明します。簡単に言えば、動物の麻酔し、胸を開きます。左肺動脈、肺静脈、気管支を視覚化でき、それらが組み合わされて、左の肺が削除されます。胸が閉じられます、動物が回復しました。血液は右肺のみで循環させるとしています。この血管内圧の亢進は、進歩的な改造と肺小動脈の閉塞に します。MCT の Sugen 2 番目のヒットは、内皮機能不全を誘発する使用 1 週間後の手術です。肺と内皮機能不全の増加血流の組み合わせは、重症 PAH を生成します。この手順の主な制限は、一般的な手術技能が必要なことです。
Introduction
肺動脈高血圧症 (PAH) は肺血流量、血管抵抗の増加、炎症および肺の小さな血管1の改造の増加によって特徴付けられる進行と致命的な病気です。この改造は通常血管病変を妨害し、肺小動脈、血管収縮を引き起こし、右心室の後負荷2の増加を消し去ることで起因します。PAH のほとんどの成功した薬理学的治療法が存在しません。その結果、PAH 関連死亡のまま高.最近では、肺高血圧症の病態に関する研究のフォーカスに肺血流増加の役割は考慮した肺の開発の重要なトリガーとして血管血管増殖のメカニズムへ移動します。3,4を改造します。
肺高血圧症の動物モデルは、疾患の病態生理を説明し、薬、細胞、遺伝子、タンパク質配信のためのプラットフォームとして提供している、重要な洞察力を提供しています。従来、慢性低酸素血症による肺高血圧モデルと MCT 肺傷害モデルは、PAH の病態5を研究するために使用する主なモデルをされています。しかし、彼らは人間の患者に説明した差異と比較して改造の増加肺血流と新生内膜パターンを生成するのに十分ではありません。齧歯動物の慢性低酸素モデルは、小さな肺血管6の血管閉塞せず低酸素性血管収縮と血管壁の肥厚の結果します。さらに、低酸素状態は可逆的です。このように、低酸素血症モデルはまた重症 PAH を生成するのに十分ではありません。MCT 肺傷害モデルはいくつかの内皮機能不全を引き出すが、重度のプライマリ PAH を持つ人間で見つけられる複雑な血管のフェノタイプ病変ラット2では発症しません。また、MCT 投与ラットは PAH2からではなく、MCT による肺毒性、静脈閉塞性肝疾患、心筋炎から死ぬ傾向があります。最後に、肺全摘術だけでは時間の短い期間で新生内膜病変肺血管を生成するのに十分ではありません。全摘、術後後肺動脈圧7で最小限の標高があります。健康7対側の肺は、人間の肺全摘も容認されます。
ただし、それは肺血流増加を模倣し、結果肺血管リモデリング厳しい臨床 PAH に匹敵するので、MCT と Sugen 併用左肺全摘手順は有利。4 つ葉は、右ではなく、のみ 1 葉、左肺、肺の全摘術が実行されます。右の肺を削除した場合は、動物は呼吸不全を補正することになります。肺全摘術 MCT モデル改造の新生内膜パターンは扱われる運営動物7の 90% 以上で成長します。同様に、Sugen と肺全摘術の組み合わせによって重症 PAH、アンギオ フェノタイプの血管病変、増殖、アポトーシスおよび右心室機能不全の8によって特徴付けられます。左肺全摘手順は、PAH を誘発する他の外科手術と比較しても有利であります。以前大動脈, 下大静脈シャントまたは鎖骨下肺動脈吻合、肺への肺血流を増加するラットの説明モデルが含まれます。これらのモデルは、非常に複雑な7,9,10,11です。大動脈, 下大静脈シャントを行う動物の腹部が開かれます。シャント、肺だけではなくすべての腹部臓器への血流を増加腹部の大動脈に配置されます、PAH したがって、開発に長い時間がかかります。さらに、それは、全摘例の血流残存肺ダブルスに対し、シャントの血流を判断することは困難。鎖骨下肺動脈吻合では、多くの合併症もあります。静脈に動脈の血液の流れは、吻合部出血・血栓症につながることができます。大動脈下大静脈シャントのような吻合部の血流を判断することは困難です。さらに、血管外科のスキルを必要とする高価で難しい技術です。一方的な左肺全摘は血流と左肺内のせん断応力を 2 倍し、MCT や Sugen と組み合わせて、原因内皮細胞損傷8,である PAH の典型的な血行動態と病理組織学的所見12。
この原稿の目新しさは、左肺全摘ラットおよびこれらのモデルの技術と生理学的課題の議論の非常に詳細かつ包括的な外科手術で提示されます。このプロトコルが現在使用できないために、多くの研究者はモデルがあまりにも困難な使用と考えています。左肺全摘を行った者は、高い死亡率および動物、科学的評価を損なうことの不必要な損失に関連付けられている別の罹患率に直面しています。代わりに、多くは PAH を作成するのに MCT 注射、慢性的な低酸素症、またはちょうど肺全摘術などの古典的なモデルを使用します。ただし、これらのモデルは左肺全摘と MCT または Sugen の組み合わせよりもはるかに少ない効果的です。この記事の主な目的は、ラットの左一側肺全摘の最初詳細と再現性のある外科手術を提供し、PAH の最高の手術モデルを提供することです。この致命的な病気の病因を研究する重症 PAH のはるかに効果的な臨床的に関連するモデルを作成する研究者、MCT や SU5416 と左片側肺全摘のこのプロトコルを組み合わせることができます。
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Protocol
次の手順は、機関動物ケアおよび使用委員会 (IACUC) シナイ山で、Icahn 医学部によって承認されています。すべてのラットは、シナイ山は、「ケアと実験動物使用ためのガイド」に準拠して人道的なケアを受けてください。
1. 手術のための準備
- オートクレーブ クーリー-メイヨー曲線はさみ (大ばさみ) ストレート アイリスはさみ (ハサミ)、マクファーソン Vannas アイリスはさみ (バックはさみ)、Wangensteen 組織鉗子 (非外科的鉗子)、ジェラルド組織鉗子、プレーン ワイヤ鏡 (自己保持リトラクター) 小型船舶師、ガーゼ、ダブル エンド ・ プローブ、細い血管針ホルダー、マイクロ ジェイコブソン モスキート止血鉗子 (蚊)。
2. 準備中とラットの気管挿管
- 6-8 週齢、雄 Sprague-dawley ラット、手術前に 30 分でブプレノルフィン鎮痛 (0.1 mg/kg の皮下注射を管理します。
- 麻酔をかけられ正常ラットまでイソフルラン 4% および 3-4 分間酸素 (1 L/分) にさらされる商工会議所のラットを個別に配置 (すなわち、ゆっくり、呼吸、意識不明、タッチや音に応答しない)。
-
ラットの気管挿管
- 商工会議所からラットを削除し、ボードの端に口と、その裏にネズミがきっかりようにテープで板にラット。首のままストレート フラット/2 つの前歯でラットを保持するための文字列を使用します。
- 喉頭の上首の上ファイバー光ガチョウ光源を配置、リフト指で舌を押し声帯を視覚化する喉頭蓋を移動します。気管の声帯の後ろに明るく点灯します。気管が鮮やかになるまでは、ライトの位置を調整します。
- 60 内喉頭に 16 G のカテーテルを挿入することで、ラットを挿管の彼らはすぐに目を覚ますように、商工会議所からラットを削除します。ラットは成功した挿管前に目を覚ます、ラットを戻すし、繰り返します。
- すぐにラットをイソフルランと酸素配達を再開する人工呼吸器に接続します。挿管カテーテルから呼気の湿気の凝縮を観察するコールド ミラーを使用してを確認します。動物はまだ胸の拡大によって呼吸を確認します。
- ラットを人工呼吸器に接続します。セット酸素 1 L/分の流量が設定換気量 0.35-0.45 の一回換気量と呼吸/分 70 mL。呼気終末陽圧 (PEEP) を 2-4 cm H2o. 削減イソフルラン 2-3% に設定します。
- 37 ° C で加熱パッドで右側臥位で顕微鏡下でラットの場所下には、フロントの足をテープします。肋骨の終わりまでフロント脚の後ろに左胸部をバリカンで剃る。ガーゼと 10% ポビドン ヨード液、続いて 70% エタノール (3 回) と外科の領域をクリーンアップします。
- ラットの足にパルスオキシメータを置き、手術中の酸素飽和度と心拍数を監視します。心拍数は 200-500 bpm と酸素の飽和状態にする必要がある必要があります > 95%。
3. 無菌環境の準備
- 顕微鏡下での外科領域を視覚化します。これは、顕微鏡は滅菌に環境が調整できませんのでで最初に行う必要があります。
- 滅菌、手術用手袋を入れてください。滅菌機器、手術用ドレープ、ラットの体の外科領域以外は何も触れないでください。
- ラットの体の上と無菌環境を作成する計測器のトレイには、滅菌ドレープを配置します。
- 滅菌手袋と滅菌器のトレイに滅菌器具を配置します。
4. 左肺全摘術
- 手術用覆布に小さな穴をカットするのにクーリー マヨはさみとジェラルド組織鉗子を使用します。穴は約 2-3 cm 切開を完全に可視化するのにする必要がありますが、大きすぎるので皮膚を殺菌のみが公開されること。
- 左胸部外科ブレードを使用してで 2 cm くらい横切開を行います。止血の出血/維持を管理するのにガーゼや電気焼灼ペンを使用します。クーリー マヨはさみを使用して、肋骨と肋間筋を露出するまで組織の各層をカットします。
-
肋間スペースを入力
- 第 3 肋筋を通して穴を作るためには、蚊を使用します。
- ダブル エンド ・ プローブを使用すると、肺動脈を視覚化する方法のうち肺を移動します。調査官は、肺動脈にアクセスできない場合、別の肋間スペースを入力可能性があります。
- 使用アイリスはさみと開く肋間筋に約 1-2 cm. マクファーソン Vannas アイリスはさみ (バックはさみ) は、任意の出血を止めるため電気焼灼ペンを使用します。
- 小さな、肋骨を保持するリトラクターを自己保持し、筋肉を開きます。
- 左胸膜のみを開き、肺動脈と気管支へのアクセスを許可するように腹部の下下左肺に移動します。ライゲーティング クリップ アプリケータに媒体 hemoclip をロードします。
-
左主気管支と左主肺動脈の結紮
- 肺動脈を公開する Wangensteen 非外科的鉗子で左肺の上の部分を慎重に持ち上げます。
- クリップと動脈周囲のアプリケータを閉じることによって肺動脈をクリップします。左奇静脈の破裂を閉じたりしないように注意します。固定しないでも強制的にそれ以外の場合、容器が破裂することができます。
- さらに筋線維を分離する扁桃を使用して切開を開きます。
- それは準備ができているのでライゲーティング クリップ アプリケータに別媒体 hemoclip をロードします。
- 非外科的鉗子を使用して、左主気管支と左肺静脈を視覚化するまで切開から肺の下の部分を持ち上げます。非外科的鉗子をする必要がありますプル、切開から肺を移動するために使用します。肺が大きすぎる組織を引き裂くことがなく 1 つの動きで引き出されるので問題鉗子はし非外科的鉗子が慎重に使用されてより多くの肺を引き出す場所で肺を保持する必要があります。
- 周りにアプリケータを閉じることによって一緒に左主気管支と左主肺静脈を結紮します。静脈、気管支も強制的にそれ以外の場合は固定しないで、容器が破裂することができます。
- ハサミで肺を削除します。カットまたはクリップを引き裂くように注意してください。滅菌ガーゼの小片を使用して、任意の血液を吸収し、出血がないことを確認します。
-
肋骨と肋間筋の閉鎖
- 肋間筋を閉じる前に第 7 肋と外科的切開から胸腔内に 16 G のカテーテルを挿入します。捜査官は、重要な臓器や血管を穿刺しないように針を可視化できることを確認します。
- 場所にカテーテルを残して針をすぐに削除します。これは、胸管として使用されます。
- 肋骨と肋間筋 4-0 プロレン縫合糸で閉じます。
- 皮膚と実行して (材料表) の 5-0 縫合糸で皮下の領域を閉じます。
- 肌と胸の周りの 5-0 縫合 (材料表) の場所管胸管が削除されると、穴が縛られるのでシャット ダウンします。
- 胸部の負圧を取り戻すためにカテーテルを 3 mL 注射器で、胸腔内から空気を避難させます。すぐに空気が胸腔内に戻るを防ぐために針ホルダー付きカテーテルをクランプします。すぐにカテーテルを外し、穴を閉じるに縫合糸を結ぶ。
5. 術後の回復
- 胸骨の位置に動物を配置します。イソフルランをオフに、気管内チューブを介してラット酸素を与え続けます。放置しないでください動物はいつまでそれは歩き回るために十分な意識を取り戻したが、動物は、そのケージに安全に。
- 滅菌リンゲル液の 2-3 mL を皮下管理します。
- モニター (≈200-500 bpm) の心拍数、酸素飽和度 (≥95%)、および動物を確認するための動物の色はよく呼吸します。
- 動物自発呼吸の動きと首の動きを作り始めると、カテーテルを抜いて extubate 動物 (目拡大、移動、鼻耳音への対応など)、物理的な刺激に応答して人工呼吸器を外します。
- 動物を他の動物の会社からの空ケージに戻ります。動物は、少なくとも 3 日間だけでする必要があります。
- 疼痛コントロールのためには、3 日間のブプレノルフィンの 0.1 mg/kg、12 h に皮下を管理します。
6. 管理」2 番目のヒット"の MCT または Sugen
- 皮下注射は、手術後 1 週間で 1 mL MCT (60 mg/kg) または 1 mL Sugen (25 mg/kg) を管理します。
7. ターミナル収穫
- MCT または Sugen 投与後 7 週間は、流れる酸素 (1 L/分) および 4% イソフルランの商工会議所に動物を配置します。
- 動物を鼻の円錐形によって人工呼吸器に接続します。酸素の流れを維持し、2.5-3% にイソフルランを下げます。彼の背中とすべての手足をテープに動物を置きます。
- 腹部全体に沿って動物を剃る。
-
胸を開く
- Xyphoid に鎖骨下の切欠きからメスで胸下切開を行います。
- 組織鉗子を使用して、xyphoid を保持します。心臓や肺動脈が完全にアクセス可能になるまで、クーリー マヨはさみで胸骨を切ってください。出血を止めるため、電気メスを使用します。収縮筋で肋骨を開くを保持します。
- 肺動脈を特定します。必要に応じて、下にガーゼを追加することによって、心の向きを調整します。20 G IV カテーテルを肺動脈弁と肺動脈の分岐部と肺動脈を穿刺するのに使用します。のみ 20 G のカテーテルを動脈に進出し、針を削除します。1.2 Fr 遷音速圧カテーテルを肺動脈には IV カテーテルに進出します。PA 曲線が安定したは右心室の圧力を記録する手順の少なくとも 10 s. 繰り返しの圧力を記録します。
- 心臓や肺を削除します。ホルマリン固定後パラフィン包埋してヘマトキシリンとエオシンで染色で肺の作品を配置します。
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Representative Results
受け入れられている分類体系では、肺高血圧症は、正常肺動脈圧 (すなわち、25 mm Hg) の上限を超える平均肺動脈圧 (mPAP) によって特徴付けられます。肺全摘術 + MCT グループでは、重症 PAH は日 21 増加 mPAP (図 1) によって開発されました。MPAP の式で計算されます。
収縮期と拡張期の RV と PA の圧力と活用太陽光発電システムに接続されている主肺動脈の圧カテーテルを用いて測定しました。平均肺動脈圧 (mPAP) は上記の数式を使用して計算されます。コントロール群 (n = 20)、PA の平均圧力は 18.6±1.76 ミリメートル Hg (図 1)。肺全摘術 + MCT グループ (n = 30)、mPAP 2.25 倍に増加より制御グループ (41.9±2.89 mm Hg) と比較して (図 1)。肺全摘術 + Sugen グループ (n = 30)、mPAP は制御グループ (53±6.60 mm Hg) よりも 3 倍。MCT と Sugen の両方のグループで、コントロール グループ (図 1) は、養豚だったに比べてはるかに高い。
ラット肺組織の病理は、ヘマトキシリンを用いて行われた、光学顕微鏡とイメージングが続くエオシン染色します。正常肺の肺胞の間にスペースがあるし、肺胞構造が多い。血管がはっきりと通常の厚さ (図 2 a) です。PAH 肺血管、炎症および焦点肺動脈 (図 2 b, C) の重度の狭窄、血管壁の肥厚の改造の証拠があります。
図 1: 左肺全摘で重度肺高血圧は、MCT モデルと組み合わせる。コントロール グループと肺全摘術 + MCT グループとコントロール グループと肺全摘術 + Sugen グループ間 mPAP、養豚に有意差は。SEM. を意味するようにデータが表示されます。P 値は、一方向の分散分析とテューキー事後テストを算出しました。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 2: H & E 染色の肺組織の代表的な顕微鏡写真。(A) 正常肺組織。正常ラット肺動脈 (赤矢印) が開いているし、血管壁は通常サイズします。肺全摘術と MCT (B) 病理血管肺高血圧ラットの改造が扱われます。肺は、焦点の肺動脈炎症、血管壁 (白い矢印) の同心円の内側肥厚と血管壁 (黒矢印)、同心円内膜肥厚血管を収縮の深刻な結果を示しています。(C) 病理学血管肺全摘と Sugen PAH 投与で改造します。これらの肺も焦点肺動脈炎症、血管壁 (白い矢印) の同心円の内側肥厚と血管壁 (黒矢印) の同心円状の内膜肥厚を示します。これらの血管の内腔は深刻な収縮、または完全に閉じた。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
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Discussion
PAH の影響を受けた肺で新生内膜形成、肺動脈の閉塞血管の増殖結果重度の血行動態、右心不全、早期死亡率7,8。血管壁への変更は、動脈と右心室の圧力の増加、血流への抵抗を高めます。PAH の初期の段階で通常 MCT または Sugen、管理後 3 週間ラット開発された内側の肥大、外の肥厚や小動脈および細動脈の muscularization のような非特異的な所見。この変更は潜在的に可逆的です。後の段階で約 6-8 週間後 MCT または Sugen、管理するラットの肺がある新生内膜および網状血管を妨害し、媒体と肺小動脈、細動脈、細胞内膜増殖を消し去ると同心内膜の線維症。網状の病変は通常、血管内皮細胞と芽が並ぶチャンネルの叢で構成されます。多くの場合、これらの変更が間質浮腫および線維症、遠位肺小動脈血栓性筋肉血管の部分的な再疎通の血栓塞栓性閉塞に関連付けられて、フィブリノイド壊死12。
前述のように、他の PAH のモデルのラットは小型船舶、新生内膜と網状の病変や高 PA と右心室圧の血管閉塞を開発しません。生成する船舶が船舶のいくつかの肥厚は開いたまま、ない血管のフェノタイプ病変と少し炎症5慢性的な低酸素症 PAH モデルによる治療が見つかりました。小高いは養豚 mPAP 値5をコントロールと比較しています。同様に、MCT や肺全摘術で治療は、肺の動脈圧制御ラットより有意に高かったでした、少し船7,9を改造で起因しました。
逆に、組み合わせて MCT または Sugen 左肺全摘が重症 PAH を作成するための効果的なモデルであることがわかった。対照群と比較して、平均肺動脈圧 (mPAP) と右室収縮期圧 (養豚) 重症 PAH を持つラットほぼ倍増した (図 1)。また、これらのラットを開発網状病変、同心円の内側と内膜の肥厚、心室圧力 (図 2 と非常に高い肺動脈炎症、肺の末梢の小動脈の血栓塞栓性閉塞).慢性的な低酸素症、MCT 注入や PAH の他の研究の実行の唯一のモデルは肺全摘と比べ、MCT または Sugen モデルと組み合わせる肺全摘術は臨床的に関連する条件を作成します。さらに、このモデルが正しく、実行は、ほぼ 0% の術中死亡率とだけ、10% の死亡率率回復後呼吸不全を補うために右肺の障害から。術中または回復後の死亡率が高い、通常示している人間または機器のエラーが起こった。
正常に左肺全摘を行い、PAH を作成、するために完了する必要がありますこのプロトコルのいくつかの重要な手順があります。まず、非常に動物の酸素飽和度、カプノグラフィー、動物の呼吸と彼の心を打つようにプロシージャ全体で心拍数をカウントを監視することが重要です。さらに酸素飽和度をモニタリング適切な気管内挿管を確認します。動物を挿は、この手順に絶対必要です。動物の胸腔が開かれたとき、通常は胸腔内に存在する否定的な圧力は大気肯定的な圧力に移されます。したがって、ラットは陽圧人工換気を提供する必要があります。適切な挿管せず動物の肺は肯定的な大気圧から崩壊します。
外科的切開は横方向に作られる、または後外側方、第 3 肋間スペース。ラットの解剖学によって外科医は、肺にアクセスし、血管を可視化するために異なる肋間スペースを開く必要があります。他のアプローチを使用すると、左肺動脈に到達する非常に困難になるそれがあります。胸の空洞を開くとき筋肉、皮膚からの出血とその周辺の血管を停止する電気焼灼ペンを使用する非常に重要です。捜査官は、この手順をスキップする場合動物は血を失うことになるしより少ない酸素を循環します。全体の肺を取り出すときに縛ることに十分なスペースがあるよう、切開は 2 cm の長さの最小値をある必要があります。それ以外の場合、調査官の小さな開口部から肺を削除しようとしたとき、組織の涙になります。また、組織を破裂し、出血を避けるために肺を移動するとき非外科的鉗子の使用が不可欠です。肺動脈は、肺の操作からの出血を防ぐために最初にクローズされます。左奇静脈の閉鎖を避けるために血管を縛ることまたはそれ以外の場合、船を引き裂く、動物が死ぬとき、調査官はとても注意深いべきです。さらに、はるかに簡単に左肺動脈を結紮縫合左主気管支と左肺静脈縫合ではなく、血管クリップを用いたチタンを使用する外科医です。肋間スペースで比較的長い切開をする捜査官を持っている、ので、肋間筋を閉じて、縫合糸を肋骨に必要です。胸を閉じたら、空気が負圧を復元する胸から避難して閉じた気胸と対側肺と心の歪みを防ぐことが重要です。
最後に、復旧は、最も重要な手順の 1 つをラット肺全摘後です。開胸術は非常に痛みを伴う手術を考慮され、十分な換気を促進するため、術後期間に肺小旅行を改善し、痛みを軽減する鎮痛剤が欠かせない。ラットは、肺のインフレ率を最大化する胸骨の位置に回復します。10 分後、捜査官は独自に息をし、目を覚ますには、動物を刺激するための換気量を減らすことができます。動物がチアノーゼになり酸素飽和度が低下する場合、は、酸素、換気量と人工呼吸器の容量に応じて 5 mL 以上に一回換気量を増加する必要は。動物が完全に目を覚まし、ラットの抜管はできるだけ遅く行う必要があります。調査官は、さらに回復を支援するためにだけ流れる酸素室に抜管ラットを置くことができます。
技術が正しく実行され、前述の問題が解決、MCT と組み合わせる左片側肺全摘を実行または Sugen MCT だけで、低酸素血症やその他の方法よりも重症 PAH の信頼性の高いモデルを作成します。肺全摘が正しく実行されると、存続する動物、プロシージャに短い持続期間 (15-30 分)、捜査官は、特定の血管手術スキルを必要はありません。さらに、捜査は PAH を正常に作成することができます。このメソッドの制限事項は、開胸術は侵襲、気管挿管は必須で、調査員はいくつかの一般的な手術技能を必要です。新生内膜肺血管閉塞性病変と人間の肺高血圧症患者に類似した肺動脈圧の顕著な増加は、MCT または SU5416 注射7肺全摘術の組み合わせ後ラットで明らか,8,9. 現在のモデルは対側肺と流動誘起肺高血圧症で肺のオーバーフローの役割を研究する信頼性の高い方法です。
このプロトコルは、他の病気を研究するために役立ちます。このモデルを使用して、対側肺の肺組織の代償成長を研究することが可能です。このテクニックを研究・右心不全 (RVF) の治療法を開発する使用もできます。重度の右室肥大は、増加する動脈圧7からの新生内膜病変を開発動物で成長します。RVF は、PAH13症例の約 70% の死を引き起こします。肺血流を増やすことは勉強と同様の先天性の心臓疾患に苦しむ患者さんの治療法の開発に便利することができます。
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Disclosures
著者は利害対立の可能性があります。
Acknowledgments
この原稿は、NIH によって支えられた 7R01 HL083078 10 は、アメリカ心臓協会 AHA 17SDG33370112 と、国家機関の健康 NIH K01 HL135474 にあるから、国家機関の健康 R01 HL133554 オリジナル作品に助成金を与える
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical Blade | Bard-Parker | 371215 | Incision |
| Forane (Isoflurane, USP) | Baxter | NDC 10019-360-40 | anesthesia |
| BD Angiocath 16 G | BD | 381157 | intubation tube, chest tube |
| BD 1 mL Insulin Syringe | BD | 329652 | administer buprinex post-operatively |
| Biogel Surgeons Surgical Gloves | Biogel | 30460-01 | sterile surgical gloves |
| Wahl BravMini+ Trimmer | Braintree Scientific | CLP-41590 P | shave surgical site |
| SU5416 | Cayman Chemical | 13342 | Sugen |
| Fiber Optic Illuminator | Cole-Parmer | EW-41723-02 | light for intubation |
| Surgipro II 4-0 Suture | Covidien | VP831X | Closing intercostal muscles |
| Polysorb 5-0 Suture | Covidien | GL-885 | Closing skin |
| Medium Slide Top Induction Chamber | DRE Veterinary | 12570 | oxygen & isoflurane delivery |
| DRE Compact 150 Rodent Anesthesia Machine | DRE Veterinary | 373 | oxygen & isoflurane delivery |
| Small Vessel Cauterizer Kit | Fine Science Tools | 18000-00 | cauterizer to minimize bleeding |
| VentElite Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus | 55-7040 | ventilator |
| MouseSTAT Jr | Kent Scientific | MSTAT-JR | pulse oximeter & heart rate monitor |
| Mouse Paw Pulse Oximeter Sensor | Kent Scientific | SPO2-MSE | pulse oximeter & heart rate paw sensor |
| PhysioSuite RightTemp | Kent Scientific | PS-02 | temperature pad |
| PVP Prep Solution | Medline | MDS093944 | Cleaning surgical site |
| Poly-lined Drape | Medline | NON21002Z | cover animal |
| 3 mL syringe | Medline | SYR103010 | administer fluids post-operatively |
| Microsurgical Kits, Integra | Miltex | 95042-540 | surgical tools: plain wire speculum, double-ended probe, McPherson-Vannas Iris scissors straight, straight iris scissors |
| Hemostatic forceps - Micro-Jacobson-Mosquito | Miltex | 17-2602 | mosquito |
| Buprenorphrine HCl 0.3 mg/mL | Par Pharmaceutical | NDC 42023-179-01 | Pain relief |
| Cooley-Mayo curved scissors | Pilling | 352090 | Large scissors |
| Gerald Tissue forceps | Pilling | 351900 | forceps |
| Wangesnsteen Tissue Forceps | Pilling | 342929 | atraumatic forceps |
| Pilling Thin Vascular Needle Holder | Pilling | 354962DG | needle holder |
| Crotaline | Sigma-Aldrich | C2401-1G | MCT |
| Surflash 20 G IV Catheter | Terumo | SR*FF2051 | For pressure reading during organ harvest |
| ADVantage PV System with 1.2 Fr Catheter | Transonic Inc | ADV500 | Record pulmonary artery and right ventricle pressure |
| Medium Hemoclip | Weck | 523700 | ligate vessels |
| Open Ligating Clip Applicator; Medium, curved | Weck Horizon | 237081 | hemoclip applicator |
| Surgical Microscope | Zeiss OPMI MD | 1808 | magnification |
References
- Leopold, J., Maron, B. Molecular Mechanisms of Pulmonary Vascular Remodeling in Pulmonary Arterial Hypertension. International Journal of Molecular Sciences. 17 (5), 761 (2016).
- Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 302 (4), L363-L369 (2012).
- van Albada, M. E., et al. The role of increased pulmonary blood flow in pulmonary arterial hypertension. European Respiratory Journal. 26 (3), 487-493 (2005).
- Dickinson, M. G., Bartelds, B., Borgdorff, M. A. J., Berger, R. M. F. The role of disturbed blood flow in the development of pulmonary arterial hypertension: lessons from preclinical animal models. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 305 (1), L1-L14 (2013).
- Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 297 (6), L1013-L1032 (2009).
- Cahill, E., et al. The pathophysiological basis of chronic hypoxic pulmonary hypertension in the mouse: vasoconstrictor and structural mechanisms contribute equally. Experimental Physiology. 97 (6), 796-806 (2012).
- Okada, K., et al. Pulmonary hemodynamics modify the rat pulmonary artery response to injury. A neointimal model of pulmonary hypertension. American Journal of Pathology. 151 (4), 1019-1025 (1997).
- Happé, C. M., et al. Pneumonectomy combined with SU5416 induces severe pulmonary hypertension in rats. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (11), L1088-L1097 (2016).
- Tanaka, Y., Schuster, D. P., Davis, E. C., Patterson, G. A., Botney, M. D. The role of vascular injury and hemodynamics in rat pulmonary artery remodeling. Journal of Clinical Investigation. 98 (2), 434-442 (1996).
- Nishimura, T., Faul, J. L., Berry, G. J., Kao, P. N., Pearl, R. G. Effect of a surgical aortocaval fistula on monocrotaline-induced pulmonary hypertension. Critical Care Medicine. 31 (4), 1213-1218 (2003).
- Linardi, D., et al. Ventricular and pulmonary vascular remodeling induced by pulmonary overflow in a chronic model of pretricuspid shunt. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (6), 2609-2617 (2014).
- White, R. J., et al. Plexiform-like lesions and increased tissue factor expression in a rat model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 293 (3), L583-L590 (2007).
- Samson, N., Paulin, R. Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (3), 572-587 (2017).
