Summary
啮齿类动物左肺切除术是肺动脉高压研究中的一项有价值的技术。在这里, 我们提出了一个协议来描述大鼠肺切除术程序和术后护理, 以确保最低的发病率和死亡率。
Abstract
在该协议中, 我们详细介绍了正确的程序步骤和必要的预防措施, 以成功地进行左肺切除术和诱导 pah 的大鼠与补充单氯胺 (mct) 或 su5416 (苏根) 的额外给药。我们还将这两个模型与研究中常用的其他 pah 模型进行了比较。在过去的几年里, 动物 pah 模型的重点已经转向研究神经丛病变的血管增生机制, 其中增加肺血流的作用被认为是严重肺发育的重要触发因素血管重塑。增加肺流量的啮齿类动物模型之一是单侧左肺切除术, 再加上 mct 或苏根的 "第二次命中"。左肺的切除导致肺血流和血管重塑的增加和动荡。目前, 还没有详细的大鼠肺切除术程序。本文详细介绍了男性 sprague-dawley 大鼠肺切除术和术后护理的分步方案。简单地说, 动物被麻醉, 胸部被打开。一旦左肺动脉, 肺静脉和支气管被可视化, 他们结扎, 左肺被切除。随后, 胸部关闭, 动物恢复。血液只在右肺循环。这种增加的血管压力导致一个渐进的重塑和闭塞的小肺动脉。第二次击中 mct 或苏根是使用一周后的治疗诱导内皮功能障碍。增加血液流动的结合在肺和内皮功能障碍产生严重的 pah。这个程序的主要限制是, 它需要一般的外科技能。
Introduction
肺动脉高压 (pah) 是一种进行性和致命的疾病, 其特点是肺血流增加, 血管阻力增加, 炎症, 并重塑小肺血管 1.这种重塑通常会导致血管病变阻碍和闭塞小肺动脉, 导致血管收缩和增加右心室后负荷 2.pah 的药理治疗方法很少;因此, 与多环芳烃有关的死亡率仍然很高.近年来, 肺动脉高压病理生物学的研究重点已转向血管增殖的机制, 其中增加肺血流的作用被认为是肺血管发育的重要诱因重塑3,4。
肺动脉高压的动物模型提供了重要的见解, 有助于解释疾病的病理生理学, 并成为药物、细胞、基因和蛋白质传递的平台。传统上, 慢性低氧性肺动脉高压模型和 mct 肺损伤模型一直是研究 pah 病理生理学的主要模型5。然而, 与人类患者描述的改变相比, 它们不足以产生更多的肺血流和新内膜重塑模式。啮齿类动物的慢性缺氧模型导致血管壁增厚, 血管缺氧收缩, 无血管闭塞的小肺血管 6.此外, 缺氧条件是可逆的。因此, 缺氧模型也不足以产生严重的 pah。mct 肺损伤模型确实会引起一些内皮功能障碍, 但在严重原生 pah的人身上发现的复杂血管闭塞性病变在大鼠2中并不发生。此外, mct 治疗的大鼠往往死于 mct 引起的肺毒性、静脉闭塞性肝病和心肌炎, 而不是 pah2。最后, 仅有肺切除术还不足以在短时间内在小肺血管中产生新生内膜病变。肺切除术后, 肺动脉压7的升高最小。在人类中, 当对侧肺健康时, 肺切除术耐受性良好.
然而, 左肺切除术结合 mct 或苏根是有利的, 因为它模仿增加肺血流, 并导致肺血管重塑相当于严重的临床 pah。肺切除术是在左肺进行的, 左肺只有1个叶, 而不是右肺, 左肺有4个叶。如果右肺被摘除, 动物将无法补偿呼吸功能不全。在肺切除-mct 模型中, 90% 以上的手术动物进行了重塑, 形成了新的内膜模式.同样, 苏根和肺切除术的组合导致严重的 pah, 其特征是血管细胞迭代血管病变, 增殖, 凋亡, 和 rv 功能障碍8。左肺切除术与其他手术相比也是有利的, 以诱导 pah。在前描述的模型在大鼠增加肺血流量到肺包括主动脉腔分流或锁骨下肺动脉吻合术。这些模型是极其复杂的 7,9,10,11。要进行主动脉腔分流, 动物的腹部必须打开。分流被放置在腹主动脉, 这增加了流向所有腹部器官的血液, 而不仅仅是肺部, 因此, pah 需要更长的时间来发育。此外, 很难确定血液通过分流, 而与肺切除术的血液流量加倍剩余的肺。锁骨下肺动脉吻合术也有许多并发症。动脉血进入静脉可导致吻合血栓形成和出血。就像主动脉腔分流器一样, 很难确定通过吻合口的血液流动。此外, 这是一个昂贵和困难的技术, 需要血管外科技能。单侧左肺切除术使对侧肺的血流和剪切应力加倍, 并结合 mct 或苏根, 导致 pah 的典型血流动力学和组织病理学表现, 即内皮细胞损伤8,12岁
该手稿的新颖性是在非常详细和全面的大鼠左肺切除术手术方案和讨论这些模型的技术和生理挑战。由于目前还没有这种协议, 许多调查人员认为这种模式使用太困难。进行左肺切除术的调查人员面临着与不必要的动物损失有关的高死亡率和发病率, 这损害了科学评估。相反, 许多人将使用经典模型, 如 mct 注射, 慢性缺氧, 或只是肺切除术, 以创建 pah。然而, 这些模型的效果远远低于 mct 或苏根与左肺切除术的组合。本文的主要目的是为大鼠左单侧肺切除术提供第一个详细、可重复的手术方案, 并提供最佳的 pah 手术模式。将左单侧肺切除术与 mct 或 su5416 结合使用的这一方案将使研究人员能够创建一个更有效和临床相关的严重 pah 模型, 以研究这种致命疾病的发病机制。
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Protocol
下面描述的程序已得到西奈山伊坎医学院动物护理和使用机构委员会 (iacuc) 的批准。所有老鼠都根据西奈山 "实验动物护理和使用指南" 得到人道照顾。
1. 手术准备
- 高压冷-梅奥弯曲剪刀 (大剪刀), 直虹膜剪刀 (小剪刀), 麦克弗森-万纳斯虹膜剪刀 (后剪刀), wwensteen 组织钳 (经耳组织钳), 杰拉尔德组织钳, 普通线镜片 (自我固定牵引器)、小血管尾草、纱布、双端探头、薄血管针座和微雅各布森蚊虫钳 (蚊子)。
2. 大鼠的准备和注射
- 在手术前 30分钟, 在6-8周大的雄性 sprague-dawley 大鼠中注射丁丙诺非镇痛 (0.1 mg/kg)。
- 将大鼠单独放置在暴露于异氟醚4% 和氧气 (1 lmmin) 的室内 3-4分钟, 直到大鼠被适当麻醉 (即, 无意识, 呼吸缓慢, 对触摸或声音没有反应)。
-
大鼠插管
- 将大鼠从房间中取出, 将大鼠绑在木板上, 使大鼠平躺在背上, 嘴放在板的边缘。用绳子把老鼠固定在两颗门牙上, 使脖子保持扁平直。
- 将光纤鹅光源放在颈部上方的喉部, 用手指抬起并按住舌头, 并将会厌向上移动, 以显示声带。气管应在声带后面明亮地点燃;调整光线的位置, 直到气管明亮。
- 在老鼠快速苏醒时, 将 16 g 导管插入喉部60秒内, 将其从腔中取出, 从而将大鼠插管。如果老鼠在成功插管前醒来, 把老鼠放回去重复。
- 立即将大鼠连接到呼吸机上, 以恢复异氟烷和氧气输送。用冷镜确认插管, 观察导管呼出呼吸中湿度的凝结。通过胸部的扩张, 确保动物还在呼吸。
- 将老鼠连接到呼吸机上。将氧气流动在 1 l/min, 将通风速率设置为70呼吸, 潮汐体积为0.35–0.45 毫升。将正端呼气压力 (peep) 设置为 2-4 cm h2o. 将异氟醚降低到2–3%。
- 在37°c 的加热垫上, 将大鼠置于显微镜下的正确位置。把前腿绑起来。用剪子将左胸从前腿后面剪掉, 直到肋骨笼子结束。用纱布和10% 的聚维酮-碘溶液清洁手术区域, 然后是70% 的乙醇 (三次)。
- 将脉搏血氧仪放在大鼠的脚上, 并在整个手术过程中监测心率和氧饱和度。心率应在 200-500 bpm 之间, 氧气饱和度应为 & gt;95%。
3. 无菌环境的准备
- 在显微镜下可视化手术区域。必须首先这样做, 因为一旦环境是无菌的, 显微镜就无法调整。
- 戴上无菌的手术手套除灭菌器械、手术窗帘和鼠体的手术部位外, 不要碰任何东西。
- 将无菌悬垂在老鼠身上和仪表盘上, 以创造无菌环境。
- 带无菌手套, 将无菌仪器放在无菌仪表盘上。
4. 左肺切除术手术
- 使用 co楼-梅奥剪刀和杰拉尔德组织钳在手术悬垂上切一个小孔。孔的直径应在2-3 厘米左右, 以完全显示切口, 但不要太大, 使只有消毒的皮肤暴露。
- 使用手术刀片在左胸做一个2厘米长的外侧切口。使用纱布和电烧笔管理出血-止血。使用 coaley-mayo 剪刀切割每一层组织, 直到肋骨和肋间肌肉暴露。
-
进入跨岸空间
- 用蚊子在第三个肋间空间的肌肉中打一个洞。
- 使用双端探针将肺移出, 以显示肺动脉。如果肺动脉无法进入, 调查员可能会进入另一个肋间空间。
- 使用虹膜剪刀和麦克弗森-万纳斯虹膜剪刀 (后剪刀) 打开肋间肌肉约1-2 厘米. 使用电烧笔停止任何出血。
- 放置一个小的, 自我保留牵引器, 以保持肋骨和肌肉开放。
- 只打开左胸膜, 将左肺向下移动腹部下部, 以便进入肺动脉和支气管。将中等的出血加载到结扎夹施药器中。
-
左主支气管和左肺动脉结扎
- 用王根斯汀的血管钳小心地抬起左肺的上半部分, 露出肺动脉。
- 通过关闭动脉周围的夹和施药器来夹住肺动脉。注意不要关闭或破裂左 azygos 静脉。否则不要太用力地夹紧, 否则容器可能会破裂。
- 进一步打开切口, 使用扁桃体分离肌肉纤维。
- 将另一个中等的出血装入结扎夹施药器, 以便准备就绪。
- 使用腔内钳将肺的下部从切口抬出, 直到左主支气管和左肺静脉被可视化。必须使用创伤性钳拉, 才能将肺向上移动并从切口移出。由于肺太大, 不能在一次运动中取出而不撕裂组织, 因此需要在使用耳钳将更多的肺拉出来的同时, 将肺固定到位。
- 通过关闭其周围的施药者, 将左主支气管和左主肺静脉结合在一起。否则不要太用力夹紧静脉和支气管, 否则血管会破裂。
- 用剪刀取出肺。注意不要剪掉或撕掉夹子。使用一小块无菌纱布吸收任何血液, 并确保没有出血。
-
肋骨和肋间肌肉的闭合
- 在关闭肋间肌肉之前, 将一个 16 g 导管插入胸腔, 远离手术切口, 进入第七个肋间间隙。确保调查员可以想象针头, 以免刺穿任何重要的器官或血管。
- 立即取出针头, 将导管留在原地。这将被用作胸管。
- 用 4-0 prolene 缝合来缝合肋骨和肋间肌肉。
- 用5-0 的连续缝合线 (材料表) 关闭皮肤和皮下空间。
- 将5-0 缝合线 (材料表) 插入皮肤和胸管周围, 以便当胸管被取出时, 孔将被捆绑关闭。
- 用3毫升注射器通过导管从胸腔排空空气, 以恢复胸腔的负正常压力。立即用针座夹紧导管, 防止空气返回胸腔。快速取出导管, 并将缝合线系起来。
5. 术后恢复
- 将动物放置在胸骨位置。关闭异氟烷, 但继续通过气管插管给予大鼠氧气。不要让动物在任何时候无人看管, 直到它恢复了足够的意识, 并在它的笼子里安全。
- 在皮下对无菌乳酸林格溶液进行2-3 毫升的管理。
- 监测心率 (约 200–500 bpm)、氧饱和度 (≥95%) 和动物颜色, 以确认动物呼吸良好。
- 当动物开始进行自发的呼吸动作和颈部运动, 并对身体刺激做出反应 (如眼睛睁大, 鼻子移动, 耳朵对声音有反应) 时, 通过拔出导管取出动物并断开呼吸机。
- 把动物送回一个空笼子里, 远离其他动物的陪伴。动物应单独在至少3天。
- 为了控制疼痛, 每12小时给出 0.1 mggskg 的丁丙诺非, 每12小时服用一次, 为期3天。
6. "第二次命中" mct 或 sugen 的管理
- 术后 1周, 通过皮下注射, 对 mct (60 mgskg) 或苏根 (25 mgskg) 的1毫升 (25 mgskg) 进行管理。
7. 终端收获
- 在 mct 或苏根给药后七个星期, 将动物放入具有流动氧气 (1 lmmin) 和4% 异氟醚的室内。
- 通过鼻锥将动物连接到呼吸机。保持氧气流动, 并将异氟醚降低到2.5–3%。把动物放在背上, 把所有的四肢都绑起来。
- 沿着整个腹部把动物沙干。
-
打开胸部
- 用手术刀从锁骨下缺口到做一个切口。
- 使用组织钳固定的黄皮。用 co肠-mayo 剪刀穿过胸骨, 直到心脏和肺动脉完全通畅。使用电烧来止血。用牵引器将肋骨打开。
- 识别肺动脉。如有必要, 可在下面添加纱布, 调整心脏的方向。使用 20 g iv 导管穿刺肺动脉瓣膜与肺动脉主动脉分叉之间的肺动脉。只将 20 g 导管推进动脉并取出针头。将 1.2 fr 经电压导管推进肺动脉内的 iv 导管。一旦 pa 曲线稳定, 记录至少10秒的压力, 重复这些步骤记录右心室的压力。
- 移除心脏和肺部。将肺的碎片放入福尔马林固定在石蜡中, 用血红素和 eosin 染色。
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Representative Results
根据公认的分类制度, 肺动脉高压的特点是平均肺动脉压 (mpap) 超过正常肺动脉压的上限 (即25毫米汞)。在肺切除术 + mPAP 组, 严重的 pah 在第21天发展, mpap 增加 (图 1)。mpap 是通过以下公式计算的:
用连接到 advantage 光伏系统的肺动脉压力导管测量收缩压和舒张压 rv 和 pa 压力。利用上述公式计算了平均肺动脉压 (mpap)。对照组 (n获准 20) 的平均 pa 压力为 18.6±1.76 mm 汞 (图 1)。在肺切除术 + mPAP 组 (n增幅 30) 中, mpap 比对照组 (41.9±2.89 mm hg) 增加 2.25倍 (图 1)。在肺切除术 + 苏根组 (n升 30) 中, mpap 比对照组高出三倍 (53±6.60 mm hg)。在 mct 和 sugen 组中, rvsp 的比例都比对照组高得多 (图 1)。
采用血红素和 eosin 染色对大鼠肺组织进行组织病理学检查, 然后用光学光学显微镜进行成像。在正常肺中, 肺泡之间有空间, 肺泡结构明显。容器是透明的, 厚度正常 (图 2a)。在 pah 肺, 有证据表明重塑, 血管壁增厚, 严重收缩血管, 炎症和焦动脉炎 (图 2b, c)。
图 1: 左肺切除术中严重肺动脉高压联合 mct 模型.对照组与肺切除术 + mPAP 组、对照组及肺切除术 + 苏根组 mpap 和 rvsp 有显著性差异。数据以平均扫描电镜的形式显示。p 值是使用单向方差分析和 tukey 后临时测试计算的。请点击这里查看此图的较大版本.
图 2: 肺组织 h & e 染色的代表性显微照片.(a) 正常的肺组织。在正常的大鼠肺, 动脉 (红色箭头) 是开放的, 血管壁是正常大小。(b) 肺切除术和 mct 治疗肺动脉高压大鼠的病理血管重构。肺表现为焦性肺动脉炎和炎症, 血管壁的同心内侧增厚 (白色箭头), 血管壁 (黑色箭头) 的同心内膜增厚, 导致血管严重收缩。(c) 肺切除术和苏根治疗 pah 大鼠病理血管重构。这些肺也显示局灶性肺动脉炎和炎症, 同心内侧增厚的血管壁 (白色箭头), 和同心内膜增厚的血管壁 (黑色箭头)。这些容器的流明严重收缩和/或完全闭合。请点击这里查看此图的较大版本.
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Discussion
在受 pah 影响的肺中, 血管增生与新生内膜形成和肺动脉闭塞导致严重的血流动力学变化, 右心室衰竭和早期死亡7,8。血管壁的变化增加了对血液流动的抵抗力, 增加了动脉和右心室压力。在 pah 的早期, 通常在服用 mct 或苏根后 3周, 大鼠出现了非特异性的组织学改变, 如内侧肥大、外膜增厚以及小动脉和小动脉的肌肉化。这些更改可能是可逆的。在晚期, 约6-8周后, 给予 mct 或苏根, 大鼠的肺有新生内膜和神经周围血管病变, 阻碍和消除中、小肺动脉和动脉, 细胞内膜增生, 和同心内膜纤维化plexus 状病变通常由内皮细胞和肌成纤维细胞内衬的通道丛组成。在许多情况下, 这些变化与间质水肿和纤维化、远端小肺动脉血栓栓塞、血栓性肌血管部分再通和纤维蛋白坏死12有关.
如前所述, 其他 pah 模型中的大鼠不会出现小血管血管闭塞、新生内膜和神经丛病变以及高 pa 和 rv 压力的情况。慢性缺氧 pah 模型的治疗发现会产生一些增厚的血管, 但血管保持开放, 没有血管覆盖病变, 几乎没有炎症 5.与对照组5相比, rvsp 和 mpap 值略有上升。同样, mct 或肺切除术的治疗导致肺动脉压不明显高于对照大鼠和轻微重塑的血管 7,9。
相反, 我们发现左肺切除术结合 mct 或苏根是一个有效的模型, 创造严重的 pah。与对照组相比, 严重 pah 大鼠的平均肺动脉压 (mpap) 和右心室收缩压 (rvsp) 几乎翻了一番 (图 1)。此外, 这些大鼠出现神经丛病变, 同心内侧和内膜增厚, 远端肺动脉血栓栓塞、炎症、肺动脉和右心室压力升高 (图 2)).与慢性缺氧、mct 注射和肺切除术仅适用于其他研究中的 pah 模型相比, 肺切除术与 mct 或 sugen 模型结合在一起创造了一种临床相关的条件。此外, 该模型, 如果执行正确, 有将近0% 的术中死亡率和只有10% 的死亡率后恢复失败的右肺, 以弥补呼吸功能不全。较高的术中或恢复后死亡率通常表明发生了人员或设备错误。
为了成功地执行左肺切除术和创建 pah, 有几个关键步骤, 在这个协议必须完成。首先, 在整个过程中监测动物的氧气饱和度、毛细血管造影和计算心率是非常重要的, 以确保动物呼吸, 心脏在跳动。监测氧饱和度进一步证实了适当的气管插管。对这个过程来说, 插管是绝对必要的。当动物的胸腔打开时, 通常存在于胸腔的负压被转移到大气正压。因此, 需要通过人工通气为大鼠提供正压。如果没有适当的插管, 动物的肺就会从正的大气压力中崩溃。
手术切口必须侧向或后侧和在第三肋间空间。根据老鼠的解剖结构, 外科医生可能要打开不同的肋间空间, 才能进入肺部, 想象血管。使用其他方法将使其很难到达左肺动脉。打开胸腔时, 使用电烧笔止血、肌肉和周围血管出血是非常重要的。如果调查人员跳过这一步, 动物将失血, 氧气循环较少。切口必须至少长2厘米, 以便有足够的空间在结扎时取出整个肺。否则, 当调查人员试图将肺从一个小开口中取出时, 会将其撕裂。在移动肺时使用抗虫钳也是必要的, 以避免组织破裂和出血。肺动脉首先闭合, 以防止因操纵肺部而出血。调查人员在结扎血管时应非常小心, 以避免关闭左 azygos 静脉或撕裂血管, 否则动物会死亡。此外, 外科医生更容易使用钛血枕, 而不是缝合线结扎左肺动脉, 左主支气管, 左肺静脉缝合。由于调查人员必须在肋间空间做一个相对较长的切口, 所以有必要用缝合线关闭肋间肌肉和肋骨。一旦胸部闭合, 空气必须从胸部排出, 以恢复负压, 重要的是要防止对侧肺和心脏扭曲与封闭的气胸。
最后, 恢复是大鼠肺切除术后最关键的步骤之一。开胸手术被认为是一个非常痛苦的手术和止痛药是必不可少的, 以促进充分的通气, 改善术后期间的肺出游, 并减少疼痛。应在胸骨位置恢复大鼠, 以最大限度地提高肺活量。1 0分钟后, 调查人员可以降低通风速度, 帮助刺激动物自行呼吸和醒来。如果动物变得青紫和氧饱和度降低, 有必要增加氧气, 通风率, 并增加潮汐体积到5毫升或更多, 这取决于呼吸机的容量。一旦动物完全清醒, 老鼠的拔管应该尽可能晚。调查人员可能会将被拔管的老鼠放入只有流动氧气的房间, 以进一步帮助恢复。
如果该技术执行正确, 并解决了上述考虑, 执行左单侧肺切除术结合 mct 或苏根创建一个可靠的模型, 严重 pah 比单独 mct, 缺氧或其他方法。当肺切除术正确, 动物存活, 手术时间很短 (15-30分钟), 调查员不需要特定的血管手术技巧。此外, 调查人员能够成功地创建 pah。这种方法的局限性是, 开胸手术是一个侵入性的程序, 气管插管是必需的, 和调查员确实需要一些一般的手术技巧。大鼠肺切除术联合 mct 或 su5416 注射液后, 新生内膜内血管闭塞病变及肺动脉压明显升高, 与人肺动脉高压患者相似,8,9. 本模型是研究肺溢流在对侧肺和流性肺动脉高压中的作用的可靠方法。
该方案可能对研究其他疾病有用。利用该模型研究对侧肺肺组织的代偿性生长是可能的。该技术也可用于研究和开发右心室衰竭 (rvf) 的治疗方法。严重的右心室肥厚发生在动物发展新的内膜病变增加动脉压力 7。在 pah13患者中, 约70% 的患者死于裂谷热。增加肺血流可用于研究和发展先天性心脏病患者的治疗方法。
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Disclosures
提交人没有潜在的利益冲突。
Acknowledgments
这份手稿得到了 nih 的支持 7r01 hl083078-10 赠款, 来自美国心脏协会 aha-17sdg33370112 和来自国家卫生研究院 nih k01 hl135474 至 y. s. 和从国家卫生研究院 r01 hl133554 至 l. h。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical Blade | Bard-Parker | 371215 | Incision |
| Forane (Isoflurane, USP) | Baxter | NDC 10019-360-40 | anesthesia |
| BD Angiocath 16 G | BD | 381157 | intubation tube, chest tube |
| BD 1 mL Insulin Syringe | BD | 329652 | administer buprinex post-operatively |
| Biogel Surgeons Surgical Gloves | Biogel | 30460-01 | sterile surgical gloves |
| Wahl BravMini+ Trimmer | Braintree Scientific | CLP-41590 P | shave surgical site |
| SU5416 | Cayman Chemical | 13342 | Sugen |
| Fiber Optic Illuminator | Cole-Parmer | EW-41723-02 | light for intubation |
| Surgipro II 4-0 Suture | Covidien | VP831X | Closing intercostal muscles |
| Polysorb 5-0 Suture | Covidien | GL-885 | Closing skin |
| Medium Slide Top Induction Chamber | DRE Veterinary | 12570 | oxygen & isoflurane delivery |
| DRE Compact 150 Rodent Anesthesia Machine | DRE Veterinary | 373 | oxygen & isoflurane delivery |
| Small Vessel Cauterizer Kit | Fine Science Tools | 18000-00 | cauterizer to minimize bleeding |
| VentElite Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus | 55-7040 | ventilator |
| MouseSTAT Jr | Kent Scientific | MSTAT-JR | pulse oximeter & heart rate monitor |
| Mouse Paw Pulse Oximeter Sensor | Kent Scientific | SPO2-MSE | pulse oximeter & heart rate paw sensor |
| PhysioSuite RightTemp | Kent Scientific | PS-02 | temperature pad |
| PVP Prep Solution | Medline | MDS093944 | Cleaning surgical site |
| Poly-lined Drape | Medline | NON21002Z | cover animal |
| 3 mL syringe | Medline | SYR103010 | administer fluids post-operatively |
| Microsurgical Kits, Integra | Miltex | 95042-540 | surgical tools: plain wire speculum, double-ended probe, McPherson-Vannas Iris scissors straight, straight iris scissors |
| Hemostatic forceps - Micro-Jacobson-Mosquito | Miltex | 17-2602 | mosquito |
| Buprenorphrine HCl 0.3 mg/mL | Par Pharmaceutical | NDC 42023-179-01 | Pain relief |
| Cooley-Mayo curved scissors | Pilling | 352090 | Large scissors |
| Gerald Tissue forceps | Pilling | 351900 | forceps |
| Wangesnsteen Tissue Forceps | Pilling | 342929 | atraumatic forceps |
| Pilling Thin Vascular Needle Holder | Pilling | 354962DG | needle holder |
| Crotaline | Sigma-Aldrich | C2401-1G | MCT |
| Surflash 20 G IV Catheter | Terumo | SR*FF2051 | For pressure reading during organ harvest |
| ADVantage PV System with 1.2 Fr Catheter | Transonic Inc | ADV500 | Record pulmonary artery and right ventricle pressure |
| Medium Hemoclip | Weck | 523700 | ligate vessels |
| Open Ligating Clip Applicator; Medium, curved | Weck Horizon | 237081 | hemoclip applicator |
| Surgical Microscope | Zeiss OPMI MD | 1808 | magnification |
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