Summary
Transplantat stenose udgør en afgørende hindring i tissue Engineering luftvejene udskiftning. For at undersøge cellulære mekanismer bag stenose, benytter vi en murine model af væv manipuleret trakeal udskiftning med seedede knoglemarv mononukleære celler (BM-MNC). Her, detalje vi vores protokol, herunder stillads produktion, BM-MNC isolation, graft såning og implantation.
Abstract
Behandlingsmulighederne for medfødt eller sekundære lang segment trakeal defekter har historisk set været begrænset på grund af manglende evne til at erstatte funktionelle væv. Vævsmanipulering holder meget lovende som en mulig løsning med sin evne til at integrere celler og signalering molekyler i en 3-dimensional stillads. Seneste arbejde med væv manipuleret trakeal grafts (TETGs) har set nogle succes men deres oversættelse har været begrænset af transplantat stenose, pode sammenbrud, og forsinket epithelialization. For at undersøge de mekanismer, der driver disse spørgsmål, har vi udviklet en musemodel for væv manipuleret trakeal graft implantation. TETGs blev bygget ved hjælp af electrospun polymerer polyethylenterephthalat (PET) og polyurethan (PU) i en blanding af PET og PU (20:80 procent vægt). Stilladser blev derefter seedede ved hjælp af knoglemarven mononukleære celler isoleret fra 6-8 ugers-gamle C57BL/6 mus af gradient centrifugering. Ti millioner celler pr. graft var seedet til lumen af skafottet og tilladt at udruge natten før implantation mellem de tredje og syvende trakeal ringe. Disse udtagne transplantater var i stand til at sammenfatte resultaterne af stenose og forsinket epithelialization, som det fremgår af histologiske analyse og mangel på Keratin 5 og Keratin 14 basal epitelceller på immunfluorescens. Denne model vil tjene som et redskab til at undersøge cellulære og molekylære mekanismer involveret i vært remodeling.
Introduction
Long-segment trakeal defekter kan præsentere som sjældne medfødte sygdomme som komplet trakeal ringe og luftrør agenesi, samt traume, malignitet, og infektion. Når over 6 cm i voksne eller 30% af luftrør længde i børn, ikke kan disse mangler behandles ved kirurgisk rekonstruktion. Forsøg på at erstatte luftvejene med autologt væv, dødt transplantationer og kunstige konstruktioner har været plaget af kronisk infektion, granulering, mekaniske svigt og stenose.
Tissue Engineering trakeal grafts (TETGs) kan potentielt udbedre disse problemer samtidig undgå behovet for livslang immunosuppression. I det sidste årti, er TETGs blevet testet i dyremodeller og udnyttes klinisk i sjældne tilfælde af udleveringstilladelse1,2,3. I både klinisk og store dyreforsøg, postoperativ nyttiggørelse fra væv manipuleret luftvejene udskiftning kræves mange tiltag til at bekæmpe stenose (defineret som > 50% luminale forsnævring) og vedligeholde luftvejene passage. Yderligere TETG arbejde har søgt at reducere denne stenose gennem evaluering af celle seeding valgmuligheder, vascularization og stillads design rolle. Celle seeding valgmuligheder og stillads design med henblik på at genoprette indfødte luftrøret struktur og funktion har primært været fokuseret på respiratorisk epitel celler og chondrocytter seedede på forskellige resorberbare, ikke-resorberbare og decellularized stilladser. Som vascularization sandsynligvis spiller en stor rolle i udviklingen af stenose, har andre grupper fokuseret på at optimere in vitro- eller heterotopisk modeller til at fremskynde revaskularisering eller neoangiogenesis4. Ikke desto mindre, at opnå vellykkede vascularization samtidig også opretholde en mekanisk kompetente og funktionelle TETG er fortsat en udfordring. Trods de seneste fremskridt, minimere stenose er fortsat en afgørende hindring for kliniske oversættelse.
For at undersøge dette histopatologisk svar til TETG implantation i vivo, udviklede vi en fåre model af væv manipuleret trakeal udskiftning. Graften var sammensat af et blandet polyethylenterephthalat (PET) og polyurethan (PU) electrospun stillads seedede med knoglemarv-afledte mononukleære celler (BM-Middelhavspartnerlandene). I denne lille kohorte viste vi at seedede autolog BM-Middelhavspartnerlandene fremskyndet fornyet epithelialization og forsinket stenose5. Selv om såning med autolog BM-Middelhavspartnerlandene forbedret overlevelse, uklart den cellulære mekanisme som BM-Middelhavspartnerlandene modulere dannelsen af funktionelle neotissue.
Undersøgelse af det cellulære niveau kræves udvikling af en murine model af væv manipuleret trakeal udskiftning. Lig får undersøgelsen, vi udnyttet en PET:PU electrospun stillads seedede med BM-Middelhavspartnerlandene. konsekvent med fåre-model, TETG stenose udviklet i løbet af de første to uger efter implantation1,2,3 ,5. Dette foreslog, at modellens murine sammenfattet patologi observeret tidligere, gør det muligt for os at yderligere afhøre de cellulære mekanismer bag luftvejene stenose.
I denne betænkning detaljer vi vores protokol for væv manipuleret trakeal udskiftning i musemodel herunder stillads produktion, BM-MNC isolation, graft såning og implantation (figur 1, figur 2).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle metoder beskrevet her er blevet godkendt af institutionelle Animal Care og brug udvalg (IACUC) på Nationwide children's Hospital.
1. stillads fremstilling
- Forberede en polymer nanofiber forløber løsning af: 1) opløsning 8 wt % PET i 1,1,1,3,3,3-hexafluoroisopropanol og varme løsning til 60 ° C og ved 2) opløsning 3 wt % PU i 1,1,1,3,3,3-hexafluoroisopropanol ved stuetemperatur.
- Når afkølet, kombinere løsninger for at oprette en endelige polymer blanding af PET og PU (20:80).
- Electrospin PET+ PU løsning på et rustfrit stål stang (diameter 1 mm) udnytter en 20 G stump spids nål på en 60 mL sprøjte fyldt med PET:PU løsning ved hjælp af en høj spænding DC power supply sæt til + 14 kV på nålen, en anden høj spænding DC power supply sæt til -3 kV , en strømningshastigheden af 5 mL/h, og 20 cm tip til substrat afstand. Rotere stangen på 350 rpm under fiber deposition.
- Fortsætte electrospinning, indtil den ønskede stillads vægtykkelse af 300 µm er opnået. Skub stillads off stangen, så hold det under vakuum natten over for at fjerne enhver resterende opløsningsmiddel.
- Sterilisere stillads ved hjælp af en ultraviolet lys dosering af 350 mJ/cm2 forud for implantation.
2. knoglemarv-afledte mononukleære celler (BM-MNC) høst
- Aflive en 6-8 uger gamle, kvindelige, C57BL/6 mus med en cocktail af ketamin (200 mg/kg), xylazin (20 mg/kg) og ketoprofen (10 mg/kg). Check for komplet eutanasi af hale-knivspids metode. Sørg for at følge lokale retningslinjer for aktiv dødshjælp.
- Under sterile forhold, skal du fjerne huden over lårben og skinneben at eksponere knogle ved hjælp af fine saks og mikro-Adson pincet. Bruge Dumont #5 pincet og Dumont #5/45 pincet til at fjerne fascia og sener. Adskille knoglerne og skær hver af dem på begge enderne. Brug en 5 mL sprøjte og en 25G kanyle, skylle knoglemarv i en petriskål, som indeholder 30 mL Rosewell Park Memorial Institute (RPMI) medier. Filtrere denne RPMI med knoglemarv gennem en 70 µm nylon celle si i en 50 mL tube.
- I en biosikkerhed kabinet, sted 5 mL af polysurcrose og natrium diatrizoate i en 15 mL tube. Forsigtigt tilføje RPMI som indeholder knoglemarven mononukleære celler ned side af røret for at undgå sammenblanding af de to lag. Centrifuge på 461 x g i 30 min med "bremse 1" på 24 ° C.
Bemærk: På vores centrifuge, bremse 1 står for den længste køre ud tid under deceleration. - Ud af de tre lag dannet, kassere den øverste (pink) lag af plasma og indsamle de midterste (klart) lag bestående af knoglemarven mononukleære celler. Kassér bundfaldet af røde blodlegemer.
- Fortynd knoglemarv mononukleære celler (BM-MNC) i fosfatbufferet saltopløsning (PBS) i en 1:1 ratio og centrifugeres ved 461 x g i 10 min. med "bremse 9" på 24 ° C.
- Fjern supernatanten og fortyndes pellet med 5 mL PBS. Centrifuge på 461 x g i 10 min. med "bremse 9" på 24 ° C.
- Fjern supernatanten og fortyndes pellet med ~ 10 mL af RPMI.
- Fortyndet 10 µL af BM-MNC løsning med et lige saa stort volumen af 0,4% trypan blå i en 1 mL tube. Sted 10 µL af løsningen i en celle, tælle kammer dias. Tælle celler ved hjælp af en automatiseret celle counter. Gentag trin og beregne det gennemsnitlige antal celler.
Bemærk: En gennemsnitlig celletal af 1 X 108 celler blev opnået ved brug af to donor mus. Dette ville være svarende til to lårben, og to forbenede, der knogle marv er isoleret fra. - Centrifugeres BM-MNC løsning på 461 x g i 10 min. med "Bremse 9" ved 24 ° C. Fjern supernatanten og fortyndes den celle koncentration til 107 celler/transplantat.
Bemærk: Vi har studeret såning effektivitet mellem 1, 10 og 100 millioner celler og fundet, at 10 millioner celler pr. graft giver den højeste seeding effektivitet.
3. celle såning på podninger
- Måle længder af stilladser og om nødvendigt skære dem til en længde på 5 mm.
- Pre våd stillads med 5 µL af RPMI i 5 min. Fjern RPMI.
- Tilføj 5 µL af opløsningen BM-MNC til lumen af stillads i 10 min.
- Passere en 21G nål gennem lumen af graften og inkuberes graft i 1000 µL af RPMI natten over ved 37 ° C i en inkubator.
4. graft Implantation
Bemærk: Pleje bør tages til at opretholde aseptisk teknik under graft implantation procedure.
- Brug 6-8 uge gamle C57BL/6 hunmus som modtagere for celle seedede podninger. Injicere enrofloxacin (10mg/kg) subcutaneously 24 timer før operationen og lige før indsnit.
- Vejer musen og administrere en 0,1 mL/10 g dosis bedøvelsesmiddel cocktail af ketamin (100 mg/kg), xylazin (10 mg/kg) og ketoprofen (5 mg/kg) som analgesi intraperitoneal.
- Kontrollere hvis flyet af anæstesi er opnået ved hale-knivspids metode. På bekræfter niveauet af sedation, anvende en steril oftalmologiske salve til øjnene og klip håret på operationsstedet fra hage til kravebenene. Placere dyret på en pad i en dorsal liggende stilling. Desinficere operationsstedet bruger først en povidon-jod prep pad, efterfulgt af en prep alkoholserviet (70% alkohol), og endnu en gang en povidon-jod prep pad.
- Placere dyret under dissekere mikroskop med hovedet fra kirurgen. Gøre en midterlinjen snit lige fra Kravebenene til hyoid knoglen ved hjælp af fine saks og mikro-Adson pincet. Ren fascia med Dumont #5 og Dumont #7 fine pincet, sammen med en steril vatpind hvis nødvendigt, og Indsæt en selvstændig fastholde Colibri retractor.
- Åbn rem muskler (fig. 3A) med Dumont #5 og Dumont #7 fine pincet til at afsløre skjoldbruskkirtlen brusk, cricoid brusk og luftrør. Ligeud adskille luftrøret fra tilbagevendende larynx nerverne løber parallelt på begge sider, efterfulgt af omkredsen adskillelse af luftrøret fra spiserøret (fig. 3B).
- Ved hjælp af en 20G kanyle og kirurgiske markør, bejdse den forreste del af luftrøret.
- Identificere luftrøret og gøre et snit under den tredje trakeale brusk ring og Transekttællinger luftrøret ved hjælp af et par markriyor-Tubingen foråret saks og et par af Dumont #7 fine pincet. Holde den med fint buet pincet, sikre det distale luftrøret til brystbenet ved hjælp af steril 9-0 nylon sutur for at oprette en midlertidig tracheostomi (figur 3C). NOTE: En alternativ suture klæde, der kan bruges er 9-0 PDS for trakeal implantation og muskel reapproximation.
- Med en 20G kanyle og kirurgiske markør, pletten graft for at repræsentere den forreste del.
- Implantat graften indsætte den proksimale-posterior, proksimale-lateral og proksimale-anterior suturer, i nævnte rækkefølge ved hjælp af 9-0 sterile nylon sutur (figur 3D), Dumont #7 fine pincet og en nål holder.
- Drej den animalske 180° for at placere sin hale fra kirurgen. Frigive de midlertidige tracheostomi. Det distale luftrøret er ufuldstændigt transected tilladelse til brug af resektion segment som en stump for retraktion. Når det er ikke længere nødvendigt, er 5 MM luftrøret segment fjernet helt.
- Fuldføre den distale anastomose ved at placere suturer på lignende måde som proksimal anastomose.
- Re anslået graft holdning og rem muskler. Luk snittet med 9-0 sterile nylon sutur i en løbende mønster.
- Injicere 0,1 mL af buprenorphin (0,1 mg/kg) subcutaneously og placere dyret i en recovery bur placeret på en varmepude uden andre dyr i buret.
- Observere musen, indtil det er bevidst og købedygtig ambulate, derefter overføre musen til et nyt bur med blødt sengetøj, fugtig chow og medicineret vand (ibuprofen, 30 mg/kg) i 48 timer. Efter denne periode, skal du returnere musen til en normal bur med andre mus.
Bemærk: Mus, der bevarer åndedrætsbesvær eller nedsat aktivitet efter implantation er observeret af laboratoriet og/eller dyr personale i en 32 ° C inkubator. Hvis dette fortsætter i mere end 48 timer, bør derefter mus aflives.
5. histologi og Immunhistokemi
Bemærk: Hæmatoxylin og eosin pletter blev udført ved hjælp af standard teknik af landsdækkende children's Hospital morfologi kerne. Immunhistokemi blev udført i henhold til de nedenstående trin.
- Deparaffinize dias ved hjælp af 1) xylen for 5 min, 2) xylen i 5 min., 3) 100% ethanol for 5 min, 4) 90% ethanol i 5 min, 5) 70% ethanol i 5 min, 6) destilleret H2O (dH2O) i 5 min.
- Dykke dias i citratbuffer og sted i vand-fyldte trykkoger. Varme i 10 min og derefter afkøles til stuetemperatur. Vask med 0,1% bovint serumalbumin i PBS (BSA-PBS) i 5 min. Skyl med dH2O.
Bemærk: Varme kan også gøres med et varmt vandbad eller mikrobølgeovn i 15 min. - Glassene inkuberes med 3% normal ged serum i PBS i 1 time ved stuetemperatur. Vask med 0,1% BSA-PBS i 5 min. Ruger i primære antistof med koncentrationer for keratin 5 (1:1000)6, keratin 14 (1:250)6 og F4/80 (1: 100)7 til 18 h natten over ved 4 ° C.
- Vask med 0,1% BSA-PBS to gange i 10 min hver vask. Inkuber med passende sekundær antistof ved koncentration på 1: 500 for K5/K14 og 1: 300 F4/80 i 1 time ved stuetemperatur. Vask med 0,1% BSA-PBS to gange i 10 min hver vask.
- Mount med 4', 6-diamidino-2-phenolindole (DAPI) indeholdende montering medier og glas dækning underkjoler. Lad det sidde i 30 min før billeddannelse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 1 viser et skematisk TETG såning og implantation. Knoglemarven er høstet fra C57BL/6 mus og kulturperler i vitro. BM-Middelhavspartnerlandene blev isoleret ved tæthed centrifugering og seedet på TETG. Seedede TETGs blev implanteret i en syngeneic C57BL/6 recipient mus.
Figur 2 er en oversigt over de PET:PU TETG stillads fremstillingsproces. Pet:pu løsning blev electrospun på en 20 G stump nål for at opnå en endelige TETG vægtykkelse på 300 µm og lumen diameter 1 mm at tilnærme de indfødte mus luftrøret. TETG overflade kan ses i scanning elektron mikroskop billede med animeret mononukleære celler.
Kirurgisk implantation procedure er skitseret i figur 3 vigtigste trin vist. Figur 3 viser den adskillelse og sammentrækning af rem muskler (fig. 3A) og efterfølgende omkredsen isolation af luftrøret fra omkringliggende væv (fig. 3B). Figur 3 C viser den distale midlertidig tracheostomi med tilknytning til brystbenet hakket at sikre patent luftvejene under proceduren. Endelig viser figur 3D graften i sted efter sidste anastomoser.
I en lille kohorteundersøgelse, blev fire mus implanteret med TETGs og fulgt over en to-ugers periode. Et par basal epitelceller kan blive værdsat i basalcelle keratin 5 og 14 farvning vist i figur 4A-C. Den kombinerede billede (fig. 4C) viser tilstedeværelsen af basal celler om det luminale overflade af graften 7 dage efter implantation.
Tre af de fire dyr viste tegn på åndedrætsbesvær og stridor, hvoraf to kræves tidlig afslutning på postoperative dage 1 og 7. Explantation og histologiske analyse, blev graft stenose identificeret som den vigtigste bidragende faktor til komplikationer. Figur 5 A-E giver et overblik over det postoperative dag 7 dyr stenotic region i TETG. Af note er teleskopfunktion graft og indfødte luftrøret et fælles resultat på grund af kirurgisk teknik. Lav (figur 5A) og høj (figur 5B) drevet photomicrograph af stenose viser en af de vigtigste komplikationer af TETG implantation. Figur 5 C er en repræsentativ F4/80 pletten afslører tilstedeværelsen af vært makrofager i stenotic regionen. Figur 5 D og figur 5E igen vise basal epitelcelle markører keratin 5 og 14 på den stenotic region af graften.
Figur 1 : TETG såning og implantation skematisk. Knoglemarv-afledte mononukleære celler fra en donor mus blev isoleret ved tæthed centrifugering, seedet på et stillads og implanteret i en recipient mus. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2 : Electrospinning af væv manipuleret trakeal graft. (A) oversigt over electrospinning proces. (B) 20 G stump kanyle anvendt som roterende Dorn til fremstilling af musen stilladser. (C) animerede SEM skematisk af stillads overflade efter mononukleære celler er blevet tilføjet. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3 : Oversigt af kirurgisk implantation af stillads. (A) adskillelse og sammentrækning af rem muskler. (B) omkredsen adskillelse af luftrøret fra omkringliggende væv/organer. (C) oprettelse af midlertidige trakeostomi og tilknytning til brystbenet hakket. (D) implanterede graft efter proksimale og distale anastomoser. Skalalinjen = 2 mm. venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4 : Histologisk dokumentation for basal epitelceller. Fusionerede immunofluorescens billede af basalcelle markører keratin 5 (A) og keratin 14 (B) og flettede keratin 5 og keratin 14 (C). Pilen angiver epitelvæv vækst på stillads-native væv krydset. Lumen og stillads er markeret med (*) og (
), henholdsvis. Skalalinjen = 50 µm. venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5 : Histologisk visualisering af stenotic region af transplantat. (A) på langs sectioned H & E af længden af luftrøret herunder transplantat med distale stenose nær anastomose. Skalalinjen = 500 µm. High power billeder af udvalgte stenotic regionen ved hjælp af H & E (B), F4/80 (C), Keratin 5 (D) og Keratin 14 (E). Skalere barer = 50 µm. venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Udvikling af en musemodel for væv manipuleret tracheas er afgørende i forståelsen af de faktorer, der har begrænset klinisk oversættelse af TETGs; nemlig graft sammenbrud, stenose og forsinket epithelialization4. Et par faktorer, der bidrager til disse begrænsninger omfatter udvælgelsen af graft materiale, fremstillingsprocessen, stillads design og celle såning protokoller. Denne model giver mulighed for hurtigere evaluering af disse faktorer for at forstå de cellulære og molekylære mekanismer, der påvirker dem.
Vi har vist her, tilstedeværelsen af epitelceller (figur 4) samt modellens evne til at sammenfatte graft stenose (figur 5); vellykket anvendelse af modellen afhænger imidlertid et par vigtige skridt under implantation proces. Først under første indsnit og isolation af musen luftrøret er det afgørende for at undgå skade eller strækning af tilstødende tilbagevendende larynx nerverne ligger i tracheoesophageal rillen. En anden vigtig faktor under resektion af indfødte luftrøret er at undgå skader til spiserøret sidder posteriort for luftrøret.
Endotracheal intubation kan undgås ved at oprette en midlertidig trakeostomi til at tillade luftstrøm under proceduren. Det er dog vigtigt at holde noget (dvs., væv) fra blokerer den midlertidige distale tracheostomi samt opretholde luftrøret uden for kroppen hulrum til lette respiration. Transplantat teleskopfunktion er en fælles begivenhed i graft implantations og kan ses på histologiske sektioner.
Andre animalske modeller, der har været udnyttet i studerer TETGs omfatte New Zealand hvide kaniner, hunde, rotter, grise, og får8,9,10,11; hvoraf mange kan være koste uoverkommelige og mangler omfattende kvantificering metoder (dvs. ringprøver, immunhistokemi antistoffer, PCR primere, osv.) og/eller transgene muligheder. Således store dyremodeller bruges er ofte underdimensioneret eller er ikke i stand til at besvare mekanistiske spørgsmål. Brugen af Transgene mus i denne model samt ligetil graft design og fremstilling oparbejde gør den ideel til hurtigere Mekanistiske undersøgelser ser på graft stenose og re epithelialization. Orthotopic transplantation bruges i denne TETG model giver fordel af graften udsættes for det ydre miljø og evnen til at potentielt måle epitelcelle differentiering. Men det er vigtigt at huske, at oversættelse af transgene undersøgelser til store dyremodeller og kliniske forsøg kan være svært. Endvidere, mens denne musemodel kan potentielt være mere omkostningseffektivt i at øge befolkningens størrelse, det har i øjeblikket ikke de samme kliniske diagnostiske og terapeutiske muligheder som i større dyremodeller (dvs. bronkoskopi med endoskopisk interventioner) at gøre det udfordrende for at sammenligne mellem resultater.
Fremtidige arbejde med denne model vil blive fokuseret på at undersøge optimal celle seeding betingelser (celletype, massefylde, osv.) og dens rolle i begrænsende graft stenose og forbedre epithelialization. Stillads design er også en vigtig variabel, der har betydelige virkninger på pode ydeevne i vivo og kræver flere undersøgelser med hensyn til optimal stillads materiale og mikrostruktur. Disse undersøgelser vil hjælpe med oversættelse af TETGs til store dyremodeller og til sidst humane kliniske forsøg.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer ikke konkurrerende finansielle interesser.
Acknowledgments
Vi vil gerne anerkende Robert Strouse og forskning Information Solutions & innovationer division på Nationwide children's Hospital for deres støtte i grafisk design. Dette arbejde blev støttet af en bevilling fra NIH (NHLBI K08HL138460).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium chloride injection | APP Pharmaceuticals | NDC 63323-186-10 | |
| 10cc serological pipet | Falcon | 357551 | |
| 18G 1.5in. Needle | BD | 305190 | |
| 1mL Syringe | BD | 309659 | |
| 24-well plate | Corning | 3526 | |
| 25cc serological pipet | Falcon | 356535 | |
| 25G 1in. Needle | BD | 305125 | |
| 50cc tube | BD | 352070 | |
| Alcohol prep pads | Fisher Healthcare | NDC 69250-661-02 | |
| Baytril (enrofloxacin) solution | Bayer Healthcare, LLC | NDC 0859-2267-01 | |
| Black polyamide monofilament suture, 9-0 | AROSurgical Instruments Corporation | T05A09N10-13 | |
| C57BL/6, female | Jackson laboratories | 664 | 6-8 weeks old |
| Citrate Buffer pH 6.0 20x concentrate | ThermoFisher | 5000 | |
| Colibri retractors | F.S.T | 17000-04 | |
| Cotton tipped applicators | Fisher scientific | 23-400-118 | |
| Cytokeratin 14 Monoclonal Antibody | ThermoFisher | MA5-11599 | |
| Dumont #5 Forceps | F.S.T | 11251-20 | |
| Dumont #5/45 forceps | F.S.T | 11251-35 | |
| Dumont #7 - Fine Forceps | F.S.T | 11274-20 | |
| F4/80 Rat anti-mouse antibody | Bio-Rad | MCA497R | |
| Ficoll | Sigma | 10831-100mL | |
| Fine scissors- Sharp-blunt | F.S.T | 14028-10 | |
| Fisherbrand Premium Cover Glasses | ThermoFisher | 12-548-5M | |
| Fluoroshield Mounting Media with DAPI | Abcam | ab104139 | |
| Goat-anti mouse IgG Secondary Antibody Alexa Fluor 594 | ThermoFisher | A-11001 | |
| Goat-anti Rabbit IgG Secondary Antibody Alexa Fluor 594 | ThermoFisher | A-11012 | |
| Goat-anti Rat IgG Secondary Antibody Alexa Fluor 647 | ThermoFisher | A-21247 | |
| Ibuprofen | Precision Dose, Inc | NDC 68094-494-59 | |
| Iodine prep pads | Professional disposables international, Inc. | NDC 10819-3883-1 | |
| Keratin 5 Polyclonal Antibody, Purified | BioLegend | 905501 | |
| Ketamine hydrochloride injection | Hospira Inc. | NDC 0409-2053 | |
| Micro-Adson forceps | F.S.T | 11018-12 | |
| Microscope | Leica | M80 | |
| Non-woven sponges | Covidien | 441401 | |
| Opthalmic ointment | Dechra Veterinary products | NDC 17033-211-38 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| PET/PU (Polyethylene terephthalate & Polyurethane) scaffolds | Nanofiber solutions | Custom ordered | |
| Petri dish | BD | 353003 | |
| RPMI 1640 Medium | Gibco | 11875-093 | |
| TISH Needle Holder/Forceps | Micrins | MI1540 | |
| Trimmer | Wahl | 9854-500 | |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors | F.S.T | 15008-08 | |
| Warm water recirculator | Gaymar | TP-700 | |
| Xylazine sterile solution | Akorn animal health | NDC 59399-110-20 |
References
- Macchiarini, P., et al. Clinical transplantation of a tissue-engineered airway. The Lancet. 372 (9655), 2023-2030 (2008).
- Jungebluth, P., et al. Tracheobronchial transplantation with a stem-cell-seeded bioartificial nanocomposite: A proof-of-concept study. The Lancet. 378 (9808), 1997-2004 (2011).
- Elliott, M. J., et al. Stem-cell-based, tissue engineered tracheal replacement in a child: A 2-year follow-up study. The Lancet. 380 (9846), 994-1000 (2012).
- Chiang, T., Pepper, V., Best, C., Onwuka, E., Breuer, C. K. Clinical Translation of Tissue Engineered Trachea Grafts. Annals of Otology, Rhinology and Laryngology. 125 (11), 873-885 (2016).
- Clark, E. S., et al. Effect of cell seeding on neotissue formation in a tissue engineered trachea. Journal of Pediatric Surgery. 51 (1), 49-55 (2016).
- Cole, B. B., Smith, R. W., Jenkins, K. M., Graham, B. B., Reynolds, P. R., Reynolds, S. D. Tracheal basal cells: A facultative progenitor cell pool. American Journal of Pathology. 177 (1), 362-376 (2010).
- Onwuka, E., et al. The role of myeloid cell-derived PDGF-B in neotissue formation in a tissue-engineered vascular graft. Regenerative Medicine. 12 (3), 249-261 (2017).
- Grimmer, J. F., et al. Tracheal reconstruction using tissue-engineered cartilage. Archives of Otolaryngology - Head and Neck Surgery. 130 (10), 1191-1196 (2004).
- Wood, M. W., Murphy, S. V., Feng, X., Wright, S. C. Tracheal reconstruction in a canine model. Otolaryngology - Head and Neck Surgery (United States). 150 (3), 428-433 (2014).
- Haag, J., et al. Biomechanical and angiogenic properties of tissue-engineered rat trachea using genipin cross-linked decellularized tissue. Biomaterials. 33 (3), 780-789 (2012).
- Best, C. A., et al. Designing a tissue-engineered tracheal scaffold for preclinical evaluation. International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 104, 155-160 (2018).
