Summary
Трансплантат стенозом критических препятствием в инженерии ткани дыхательных путей замены. Расследовать клеточных механизмов лежащие в основе стенозом, мы используем модель мышиных трахеи замена ткани инженерии с семенами костного мононуклеарных клеток (БМ-MNC). Здесь мы подробно нашего протокола, включая эшафот производство, БМ-MNC изоляции, трансплантат посева и имплантации.
Abstract
Варианты лечения врожденных или вторичные длинные сегмент трахеи дефектов исторически были ограничены из-за неспособности заменить функциональные ткани. Тканевая инженерия открывает большие перспективы как потенциальное решение с его способностью интегрировать клетки и сигнальных молекул в 3-мерной леску. Последние работы с трахеи трансплантатов тканей инженерии (TETGs) наблюдается некоторый успех, но их перевод было ограничено трансплантата стенозом, прививка крах и задержки эпителизации. С целью изучения механизмов, вождение эти вопросы, мы разработали модель мыши для имплантации трахеи лоскута ткани инженерии. TETGs были построены с использованием electrospun полимеров полиэтилентерефталат (ПЭТ) и полиуретан (PU) в смеси ПЭТ и ПУ (вдохновившей % веса). Подмости затем были посеяны, используя мононуклеарных клеток костного мозга, изолированных от 6-8 недели-старых мышей C57BL/6, градиентного центрифугирования. Десять миллионов клеток за графт были посеяны на просвет эшафот и разрешено инкубировать на ночь перед имплантацией между третьей и седьмой трахеи кольца. Эти смогли резюмировать выводы стеноза и задержки эпителизации, как свидетельствует гистологический анализ и отсутствием кератин 5 и 14 кератин базальных клеток эпителия на иммунофлюоресценции. Эта модель будет служить инструментом для исследования клеточном и молекулярном механизмами, задействованными в принимающей ремоделирования.
Introduction
Лонг сегмент трахеи дефекты можно представить как редких врожденных заболеваний как полный трахеи кольца трахеи агенезия, а также травмы, злокачественности и инфекции. Когда более 6 см в 30% от длины трахеи у детей или взрослых, эти дефекты не могут рассматриваться по хирургической реконструкции. Попытки заменить дыхательных путей с аутологичной ткани, трансплантации трупной и искусственные конструкции были страдает от хронической инфекции, грануляции, механических повреждений и стенозом.
Трахеи трансплантатов тканей инженерии (TETGs) потенциально может решить эти проблемы избегая необходимость непрерывного иммунодепрессией. В течение последнего десятилетия были протестированы на животных моделях и клинически используется в редких случаях сострадательного использование1,2,3TETGs. В как в клинических, так и в крупных исследованиях на животных, послеоперационное восстановление из ткани инженерии сократимость замены требуются многочисленные мероприятия по борьбе с стеноза (определяется как > 50% Люминал сужения) и поддержание проходимости дыхательных путей. Дополнительная работа TETG стремился уменьшить этот стеноз путем оценки роли ячейки посева выбора, васкуляризации и дизайн эшафот. Высева выбор ячейки и дизайн эшафот, направленных на восстановление родной трахеи структуры/функции главным образом уделялось эпителиальных клеток дыхательных путей и хондроцитов посеян на различных рассасывающимся, не рассасывающимся и decellularized леса. Как васкуляризации вероятно играет важную роль в развитии стенозом, другие группы были сосредоточены на оптимизации в пробирке или heterotopic модели для ускорения реваскуляризации или neoangiogenesis4. Тем не менее достижение успешных васкуляризации, сохраняя при этом механически компетентным и функциональной TETG остается проблемой. Несмотря на недавние успехи минимизации стенозом остается критическим препятствием для клинических перевод.
Расследовать этот гистопатологические ответ TETG имплантации в естественных условиях, мы разработали баранину модель инженерии ткани трахеи замены. Трансплантат состояла из смешанного полиэтилентерефталат (ПЭТ) и полиуретан (PU) electrospun леску семенами с костного мозга-производные мононуклеарных клеток (БМ-МНК). В этой небольшой когорты мы показали, что посеяны аутологичной BM-МНК ускоренного эпителизация и задержки стенозом5. Хотя заполнение с аутологичной BM-МНК улучшение выживаемости, сотовой механизм, по которому BM-МНК модулировать формирования функциональных neotissue остается неясным.
Расследование на сотовой уровне требуется развитие мышиных модели ткани инженерии трахеи замены. Подобно к изучению баранину, мы использовали PET:PU electrospun леску семенами с БМ-МНК. в соответствии с моделью баранину, TETG стеноза разработаны в течение первых двух недель после имплантации1,2,3 ,5. Это предполагает, что мышиных модель резюмировалась патологии, отмечалось ранее, позволяя нам далее опросить клеточных механизмов лежащие в основе стеноз дыхательных путей.
В настоящем докладе мы подробно наш протокол для ткани инженерии трахеи замена в модель мыши, включая производство эшафот, БМ-MNC изоляции, трансплантат посева и имплантации (рис. 1, рис. 2).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все методы, описанные здесь были одобрены институциональный уход животных и использование Комитет (IACUC) в стране детской больнице.
1. эшафот производства
- Приготовляют раствор полимера нановолокно прекурсоров путем: 1) растворения 8 wt % ПЭТ в 1,1,1,3,3,3-hexafluoroisopropanol и Отопление раствора до 60 ° C и 2) растворяют 3 wt % ПУ в 1,1,1,3,3,3-hexafluoroisopropanol при комнатной температуре.
- После охлаждения, сочетают в себе решения для создания окончательного полимерная смесь ПЭТ и ПУ (вдохновившей).
- Electrospin пу PET+ раствор на стержень из нержавеющей стали (диаметром 1 мм) используя 20 G тупым кончик иглы на 60 мл шприц, заполненные раствором PET:PU с использованием набора питания питания постоянного тока высокого напряжения до + 14 кв на иглу, другой питания постоянного тока высокого напряжения комплект для поставки -3 кв , 5 мл/ч скорость потока и на расстоянии 20 см наконечник к подложке. Вращаться стержень на 350 об/мин во время волокна осаждения.
- Продолжайте electrospinning, пока не будет достигнуто желаемого леска толщина стенок 300 мкм. Слайд леску с стержня, а затем провести его под вакуумом на ночь, чтобы удалить любой остаточный растворитель.
- Стерилизуйте эшафот, с использованием ультрафиолетового света доза 350 МДж/см2 до имплантации.
2. костного мозга-производные мононуклеарных клеток (БМ MNC) заготовки
- Усыпить 6-8 недель старые, женский, C57BL/6 мышь с коктейлем кетамин (200 мг/кг), Ксилазина (20 мг/кг) и кетопрофен (10 мг/кг). Проверьте полный эвтаназии методом хвост пинча. Не забудьте следовать местные руководящие принципы для эвтаназии.
- В стерильных условиях снять кожу бедра и tibias подвергать кости с помощью тонкой ножницы и микро Adson щипцами. Использование Дюмон #5 щипцы и Дюмон #5/45 щипцы для удаления фасции и сухожилий. Отдельные кости и разрезать каждый из них на обоих концах. С помощью 5 мл шприца и иглы 25G, флеш костного мозга в чашке Петри, содержащих 30 мл Розуэллом парк Мемориальный институт (RPMI) средства массовой информации. Фильтр этот RPMI с костного мозга через стрейнер клеток нейлон 70 мкм в 50 мл трубки.
- В кабинете биобезопасности место 5 мл polysurcrose и натрия diatrizoate в 15 мл. Аккуратно добавьте RPMI, содержащие мононуклеарных клеток костного вниз стороне трубки, чтобы избежать смешивания двух слоев. Центрифуги, на 461 x g 30 мин с «тормоз 1» на 24 ° C.
Примечание: На наших центрифуг, стенды тормозные 1 для самой длинной истекло время замедления. - Из трех слоев сформирована отказаться от верхнего слоя (розовый) плазмы и собирать среднего (прозрачный) слой, состоящий из мононуклеарных клеток костного мозга. Слейте осадок красных кровяных клеток.
- Разбавить мононуклеарных клеток костного мозга (БМ-MNC) в-фосфатный буфер (PBS) в соотношении 1:1 и центрифуги на 461 x g 10 мин с «тормоз 9» на 24 ° C.
- Удалить супернатант и разбавленных лепешка с 5 мл ФСБ. Центрифуги, на 461 x g 10 мин с «тормоз 9» на 24 ° C.
- Удалить супернатант и разбавленных лепешка с ~ 10 мл RPMI.
- Развести 10 мкл раствора BM-МНК с равным объемом 0,4% Трипановый синий в 1 мл. Место 10 мкл раствора в ячейке подсчета палата слайд. Подсчет количества ячеек, используя счетчик автоматизированных клеток. Повторите шаг и вычислить среднее количество клеток.
Примечание: Средняя клеток количество клеток 1 X 10-8 был получен от использования двух доноров мышей. Это будет эквивалентна двум бедра, и два tibias, которые костного изолирован от. - Центрифуга BM-MNC решение на 461 x g 10 мин с «Тормоз 9» на 24 ° C. Удалить супернатант и разбавленных концентрации клеток до 107 клеток/трансплантата.
Примечание: Мы изучили посева эффективности между 1, 10 и 100 миллионов клеток и обнаружили, что 10 миллионов клеток за графт дает наивысшую эффективность посева.
3. клетки, посев на графтов
- Мера длины подмостей и в случае необходимости, разрежьте их длиной 5 мм.
- Предварительно влажные леса с 5 мкл RPMI для 5 минут удалить RPMI.
- Добавьте 5 мкл раствора BM-MNC в Люмене эшафот за 10 мин.
- Передайте иглой 21G через просвет трансплантата и инкубировать трансплантата в 1000 мкл RPMI на ночь при 37 ° C в инкубаторе.
4. трансплантата имплантации
Примечание: Следует поддерживать асептической техники во время процедуры имплантации трансплантата.
- 6-8-недельных самок мышей C57BL/6 можно используйте в качестве получателей для ячейки посеян графтов. Придать Энрофлоксацин (10 мг/кг) подкожно 24 ч до операции и как раз перед разрез.
- Весят мыши и администрирование доза 0,1 мл/10 g обезболивающий коктейль кетамин (100 мг/кг), Ксилозин (10 мг/кг) и кетопрофен (5 мг/кг) как анальгезии внутрибрюшинно.
- Проверьте, если был достигнут в плоскости анестезии методом хвост пинча. На подтверждающий уровень седации, применить стерильная глазная мазь для глаз и обрезать волосы на месте операции от подбородка до ключицы. Поместите животное на площадку в спинной лежачем положении. Дезинфекция хирургические сайта, сначала через площадку приготовительный повидон йод, следуют приготовительный площадку алкоголя (70% спирта) и еще раз площадку приготовительный повидон йод.
- Место животного под микроскопом рассечения с ее головы от хирурга. Сделайте разрез средней линии, от ключицы до подъязычной кости с помощью тонкой ножницы и микро Adson щипцами. Очистите фасции с Дюмон #5 и тонкой щипцы Дюмон #7, наряду с стерильным ватным тампоном если необходимо и вставить Colibri втягивающее устройство самостоятельно сохранить.
- Откройте ремешок мышцы (рис. 3А) пинцетом Дюмон #5 и #7 Дюмон тонкой подвергать щитовидный хрящ, перстневидного хряща и трахеи. Тупо отделяют трахею от периодических гортани нервы, параллельно по обе стороны, следуют окружные отделения трахеи от пищевода (рис. 3B).
- С помощью иглы 20G и хирургического маркера, пятно передней части трахеи.
- Идентифицировать трахеи и надрезают ниже третьего кольца трахеи хряща и разрез трахеи, используя беззаботными Тюбинген весной ножницами и пара Дюмон #7 штрафа щипцами. Держа его с тонкой Изогнутый пинцет, безопасный дистальной части трахеи к грудине, с использованием стерильных шовный материал нейлон 9-0 для создания временной трахеостомические (рис. 3C). Примечание: Альтернативная шовный материал, который может быть использован является 9-0 PDS для трахеи имплантации и мышечную reapproximation.
- С иглой 20G и хирургического маркера пятно трансплантата для представления в передней части.
- Имплантат трансплантата, вставки проксимального кзади, проксимальной боковое и проксимальной передней швы, в таком порядке, с использованием 9-0 стерильные нейлон шов (рис. 3D), Дюмон #7 изысканных щипцы и иглодержателя.
- Поверните животных 180° разместить свой хвост от хирурга. Релиз временные трахеостомические. Дистальная трахеи неполно перерезанных гори разрешить использование резекции сегмента как пень для опровержения. Когда больше не нужен, 5 мм трахеи сегмент удаляется полностью.
- Выполните дистальной анастомоза, поместив швы в Аналогичным образом как Проксимальная анастомоза.
- Повторно приблизительный позиции трансплантата и ремешок мышц. Закройте разрез с помощью 9-0 стерильные нейлон швы в шаблон работает.
- Подкожно вводить 0,1 мл бупренорфин (0,1 мг/кг) и поместите животное в клетке восстановления на грелку без других животных в клетке.
- Наблюдать за мыши до тех пор, пока это сознательное и способны передвигаться, а затем перенесите мыши в новой клетке с мягкой подстилкой, влажные Чоу и лечебные воды (ибупрофен, 30 мг/кг) в течение 48 часов. После этого периода времени вернуться к нормальной клетке с другими мышами мыши.
Примечание: Мышей, которые поддерживают респираторного дистресса или снижение активности после имплантации наблюдаются сотрудниками лаборатории и/или животного в инкубаторе 32 ° С. Если это продолжается в течение более чем 48 часов, должен быть euthanized мышей.
5. гистология и иммуногистохимии
Примечание: Гематоксилином и эозином пятна были исполнены с использованием стандартной техники Национальная Детская больница морфология ядро. Иммуногистохимия была выполнена согласно ниже шаги.
- Deparaffinize слайды с помощью 1) ксилол за 5 мин., 2) ксилол за 5 мин, 3) 100% этанола за 5 мин, 4) 90% этанола за 5 мин, 5) 70% этанола за 5 мин, 6) дистиллированной H2O (dH2O) за 5 мин.
- Опускайте слайды в буфера цитрата и место в заполненные водой скороварки. Тепло в течение 10 мин, затем охладите до комнатной температуры. Вымойте с 0.1% бычьего сывороточного альбумина в PBS (BSA-PBS) для 5 минут промыть с dH2O.
Примечание: Отопление также может быть сделано с горячей водой ванну или микроволновую печь на 15 мин. - Инкубируйте слайды с 3% нормальной козьего сыворотки в PBS на 1 ч при комнатной температуре. Стирка с 0.1% BSA-PBS на 5 мин инкубировать в основное антитело с концентрации для кератина, 5 (1: 1000)6, кератин, 14 (1: 250)6 и7 F4/80 (1: 100) для 18 h на ночь при 4 ° C.
- Вымойте с 0,1% BSA-PBS дважды за 10 мин каждый мыть. Проинкубируйте с соответствующие вторичные антитела в концентрации 1: 500 для К5/K14 и 1: 300 F4/80 за 1 ч при комнатной температуре. Вымойте с 0,1% BSA-PBS дважды за 10 мин каждый мыть.
- Крепление с помощью 4', 6-diamidino-2-phenolindole (DAPI) содержащий монтажа СМИ и стекла Крышка скользит. Позвольте сидеть за 30 мин до изображений.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Рисунок 1 иллюстрирует схема TETG посева и имплантации. Костный мозг был собран от мышей C57BL/6 и культивировали в пробирке. BM-МНК были изолированы центрифугированием плотности и посеян на TETG. TETGs в сеяный были имплантированы в получателей мышь сингенных C57BL/6.
На рисунке 2 представлен обзор PET:PU TETG леску, производственного процесса. Pet:PU решение было electrospun на 20 G тупой иглой для того, чтобы достичь окончательного TETG толщина 300 мкм и Люмене диаметром 1 мм для аппроксимации родной мыши трахеи. Поверхность TETG можно увидеть в изображении сканирующий электронный микроскоп с анимированные мононуклеарных клеток.
Хирургической имплантации процедура изложена в рисунке 3 с наиболее важные шаги, указанные. Рисунок 3 показывает разделение и Ретракция мышц ремень (рис. 3А) и последующих продольных изоляции трахеи от окружающих тканей (рис. 3B). Рисунок 3 C демонстрирует дистальной временные трахеостомические с привязанность к грудной вырез для обеспечения патентной дыхательных путей во время процедуры. Наконец, Рисунок 3D показывает трансплантата в месте после окончательного анастомозов.
В небольшой когортное исследование четыре мышей были имплантированы с TETGs и затем в течение двух недель. Несколько базальной клетки эпителия могут быть оценены в базальные кератин 5 и 14 окрашивание, показано на рисунке 4A-C. Комбинированное изображение (рис. 4C) показывает наличие базальных клеток на поверхности Люминал трансплантата в 7 дней после имплантации.
Три из четырех животных показали признаки респираторного дистресса и стридор, два из которых требуется досрочное прекращение на послеоперационных суток 1 и 7. Эксплантация и гистологический анализ стеноз трансплантата была определена как основным фактором, способствующим осложнений. Рисунок 5 A-E дает представление о животных послеоперационный день 7 стенозирующего региона TETG. Следует отметить телескопическая трансплантата и родной трахеи является общий вывод из-за хирургической техники. Низкий (рис. 5A) и высокий (рис. 5B) питание Микрофотография стеноза демонстрирует один из главных осложнения имплантации TETG. Рисунок 5 C является представитель F4/80 пятно, показывая наличие хост макрофагов в регионе стенозирующего. Рисунок 5 D и Рисунок 5E снова показать маркеры кератин базальной эпителиальных клеток 5 и 14 в регионе стенозирующего трансплантата.
Рисунок 1 : TETG посева и имплантации схематический. Костного мозга, полученных мононуклеарных клеток, полученные от доноров мыши были изолированы центрифугированием плотности, посеян на леску и имплантируется в получателя мыши. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2 : Electrospinning ткани инженерии трахеи трансплантата. (A) обзор процесса electrospinning. (B) 20 Г тупым иглы, используемые как вращения оправки для изготовления мыши подмостей. (C) анимированные SEM схема эшафот поверхности после того, как были добавлены мононуклеарных клеток. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3 : Обзор хирургической имплантации эшафот. (A) разделение и втягивания лямки мышц. (B) продольных разделение трахеи от окружающих тканей/органов. (C) создание временных трахеостомические и привязанность к грудной вырез. (D) имплантированных трансплантата после проксимальном и дистальном анастомозов. Шкалы бар = 2 mm. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 4 : Гистологические доказательства базальных клеток эпителия. Объединены иммунофлюоресценции образ Базальные маркеры кератин 5 (A) и кератин 14 (B) и Объединенные кератин 5 и кератин 14 (C). Стрелка обозначает рост эпителиальной ткани на стыке эшафот родной ткани. Люмен и лески, обозначаются знаком (*) и (
), соответственно. Шкалы бар = 50 µm. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 5 : Гистологическая визуализация стенозирующего региона трансплантата. (A) продольно секционного H & E длина трахеи, включая лоскута с дистальный стеноз вблизи анастомоза. Шкалы бар = 500 мкм. Высокая мощность изображений выбранного стенозирующего региона с помощью H & E (B), F4/80 (C), кератин 5 (D) и кератин 14 (E). Масштаб баров = 50 µm. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Разработка модели мыши для инженерии ткани трахеи имеет важное значение в понимании тех факторов, которые имеют ограниченные клинические перевод TETGs; а именно крах трансплантата, стеноз и задержки эпителизации4. Несколько факторов, которые способствуют эти ограничения включают в себя выбор материала имплантата, производственного процесса, эшафот дизайн и клеток, заполнение протоколов. Эта модель позволяет быстрее оценки этих факторов для того, чтобы понять механизмы клеточной и молекулярной, затрагивающих их интересы.
Мы показали здесь, наличие эпителиальных клеток (рис. 4), а также модели способность резюмировать трансплантата стеноз (рис. 5); Однако успешное использование модели зависит от нескольких ключевых шагов в процессе имплантации. Во-первых в ходе первоначального разреза и изоляции мыши трахеи, это необходимо, чтобы избежать травмы или растяжения из прилегающих периодически гортани нервы, расположенные в трахеопищеводный канавки. Еще одним важным фактором при резекции родной трахеи, чтобы избежать повреждения пищевода, сидя сзади трахеи.
Эндотрахеальной интубации можно избежать путем создания временного трахеостомические разрешить поток воздуха во время процедуры. Важно, однако, сохранить что-нибудь (например, ткани) блокирует временный дистальной трахеостомические, а также поддержание трахеи вне полости тела для облегчения дыхания. Телескопический трансплантата является широко распространенным явлением в имплантации трансплантата и могут рассматриваться на гистологических срезах.
Другие животные модели, которые были использованы в изучении TETGs включают в себя Новой Зеландии белые кролики, собаки, крысы, свиньи и овцы8,9,10,11; Многие из которых может быть стоимость непомерно высока и отсутствие всеобъемлющей количественной методы (т.е. ELISAs, иммуногистохимия антител, праймеры PCR и т.д.) и/или трансгенных варианты. Таким образом большие животные модели, используемые часто недостаточна или неспособны ответить механистический вопросы. Использование трансгенных мышей в этой модели, а также процесса проектирования и производства простой трансплантата делают его идеальным для быстрее механистический исследований, глядя на трансплантат стеноз и эпителизация. Трансплантация ортотопическая, используется в этой модели TETG обеспечивает преимущества трансплантата, подвергаясь внешней среды и возможность потенциально измерения эпителиальных клеток. Однако важно помнить, что перевод трансгенных исследований для крупных животных моделей и клинических испытаний может быть затруднено. Кроме того хотя эта модель мыши может быть более экономически эффективным, в увеличении численности населения, он не имеет в настоящее время те же клинические диагностические и терапевтические возможности как в более крупных животных моделей (то есть, бронхоскопия с эндоскопической вмешательства) делает его сложно сравнивать между результатами.
Будущая работа с этой моделью будет уделяться расследованию посева условий оптимальное ячейки (ячейки типа, плотность и т.д.) и его роль в ограничивающих трансплантата стенозом и улучшения эпителизации. Эшафот дизайн также является важной переменной, которая имеет значительное влияние на имплантате производительность в естественных условиях и потребует больше расследования относительно оптимального эшафот материала и микроструктуры. Эти исследования будет оказывать помощь в переводе TETGs крупных животных моделей и в конечном итоге человека клинических испытаний.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют не конкурирующих финансовых интересов.
Acknowledgments
Мы хотели бы признать Роберт Strouse и исследований информации решения и инновации отдела Национальная Детская больница для их поддержки в области графического дизайна. Эта работа была поддержана грантом от НИЗ (NHLBI K08HL138460).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium chloride injection | APP Pharmaceuticals | NDC 63323-186-10 | |
| 10cc serological pipet | Falcon | 357551 | |
| 18G 1.5in. Needle | BD | 305190 | |
| 1mL Syringe | BD | 309659 | |
| 24-well plate | Corning | 3526 | |
| 25cc serological pipet | Falcon | 356535 | |
| 25G 1in. Needle | BD | 305125 | |
| 50cc tube | BD | 352070 | |
| Alcohol prep pads | Fisher Healthcare | NDC 69250-661-02 | |
| Baytril (enrofloxacin) solution | Bayer Healthcare, LLC | NDC 0859-2267-01 | |
| Black polyamide monofilament suture, 9-0 | AROSurgical Instruments Corporation | T05A09N10-13 | |
| C57BL/6, female | Jackson laboratories | 664 | 6-8 weeks old |
| Citrate Buffer pH 6.0 20x concentrate | ThermoFisher | 5000 | |
| Colibri retractors | F.S.T | 17000-04 | |
| Cotton tipped applicators | Fisher scientific | 23-400-118 | |
| Cytokeratin 14 Monoclonal Antibody | ThermoFisher | MA5-11599 | |
| Dumont #5 Forceps | F.S.T | 11251-20 | |
| Dumont #5/45 forceps | F.S.T | 11251-35 | |
| Dumont #7 - Fine Forceps | F.S.T | 11274-20 | |
| F4/80 Rat anti-mouse antibody | Bio-Rad | MCA497R | |
| Ficoll | Sigma | 10831-100mL | |
| Fine scissors- Sharp-blunt | F.S.T | 14028-10 | |
| Fisherbrand Premium Cover Glasses | ThermoFisher | 12-548-5M | |
| Fluoroshield Mounting Media with DAPI | Abcam | ab104139 | |
| Goat-anti mouse IgG Secondary Antibody Alexa Fluor 594 | ThermoFisher | A-11001 | |
| Goat-anti Rabbit IgG Secondary Antibody Alexa Fluor 594 | ThermoFisher | A-11012 | |
| Goat-anti Rat IgG Secondary Antibody Alexa Fluor 647 | ThermoFisher | A-21247 | |
| Ibuprofen | Precision Dose, Inc | NDC 68094-494-59 | |
| Iodine prep pads | Professional disposables international, Inc. | NDC 10819-3883-1 | |
| Keratin 5 Polyclonal Antibody, Purified | BioLegend | 905501 | |
| Ketamine hydrochloride injection | Hospira Inc. | NDC 0409-2053 | |
| Micro-Adson forceps | F.S.T | 11018-12 | |
| Microscope | Leica | M80 | |
| Non-woven sponges | Covidien | 441401 | |
| Opthalmic ointment | Dechra Veterinary products | NDC 17033-211-38 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| PET/PU (Polyethylene terephthalate & Polyurethane) scaffolds | Nanofiber solutions | Custom ordered | |
| Petri dish | BD | 353003 | |
| RPMI 1640 Medium | Gibco | 11875-093 | |
| TISH Needle Holder/Forceps | Micrins | MI1540 | |
| Trimmer | Wahl | 9854-500 | |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors | F.S.T | 15008-08 | |
| Warm water recirculator | Gaymar | TP-700 | |
| Xylazine sterile solution | Akorn animal health | NDC 59399-110-20 |
References
- Macchiarini, P., et al. Clinical transplantation of a tissue-engineered airway. The Lancet. 372 (9655), 2023-2030 (2008).
- Jungebluth, P., et al. Tracheobronchial transplantation with a stem-cell-seeded bioartificial nanocomposite: A proof-of-concept study. The Lancet. 378 (9808), 1997-2004 (2011).
- Elliott, M. J., et al. Stem-cell-based, tissue engineered tracheal replacement in a child: A 2-year follow-up study. The Lancet. 380 (9846), 994-1000 (2012).
- Chiang, T., Pepper, V., Best, C., Onwuka, E., Breuer, C. K. Clinical Translation of Tissue Engineered Trachea Grafts. Annals of Otology, Rhinology and Laryngology. 125 (11), 873-885 (2016).
- Clark, E. S., et al. Effect of cell seeding on neotissue formation in a tissue engineered trachea. Journal of Pediatric Surgery. 51 (1), 49-55 (2016).
- Cole, B. B., Smith, R. W., Jenkins, K. M., Graham, B. B., Reynolds, P. R., Reynolds, S. D. Tracheal basal cells: A facultative progenitor cell pool. American Journal of Pathology. 177 (1), 362-376 (2010).
- Onwuka, E., et al. The role of myeloid cell-derived PDGF-B in neotissue formation in a tissue-engineered vascular graft. Regenerative Medicine. 12 (3), 249-261 (2017).
- Grimmer, J. F., et al. Tracheal reconstruction using tissue-engineered cartilage. Archives of Otolaryngology - Head and Neck Surgery. 130 (10), 1191-1196 (2004).
- Wood, M. W., Murphy, S. V., Feng, X., Wright, S. C. Tracheal reconstruction in a canine model. Otolaryngology - Head and Neck Surgery (United States). 150 (3), 428-433 (2014).
- Haag, J., et al. Biomechanical and angiogenic properties of tissue-engineered rat trachea using genipin cross-linked decellularized tissue. Biomaterials. 33 (3), 780-789 (2012).
- Best, C. A., et al. Designing a tissue-engineered tracheal scaffold for preclinical evaluation. International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 104, 155-160 (2018).
