Summary

וחזר אורוקנה אל בעכברים

Published: March 27, 2020
doi:

Summary

המטרה של מאמר זה היא לתאר שיטה מעודנת של צנרור העכבר המעבדה. השיטה אינה פולשנית, ולכן אידיאלית למחקרים הדורשים ניטור סדרתי של תפקודי הנשימה ו/או הערכת טיפולים בריאה.

Abstract

הספרות מתארת מספר שיטות לצנרור העכבר המחייב הדמיה של הגלוטיס דרך חלל הפה או החתך בצוואר הגחוני לאישור ישיר של צינורית המיקום בקנה הנשימה. הקושי היחסי או טראומת הרקמה הנגרמת לנושא על ידי הליכים כאלה יכול להיות מכשול ליכולת של חוקר לבצע לימודי אורך. מאמר זה ממחיש טכניקה שבה מניפולציה פיזית של העכבר בעקבות השימוש דפילציה כדי להסיר שיער מפני הצוואר הגחוני היתרי ויזואליזציה של קנה הנשימה עבור צנרור הקנה מידה ללא קשר למידת העור פיגמנטציה. שיטה זו אינה מזיק לנושא ומושגת בקלות בהבנה מוגבלת של אנטומיה מורבית. גישה מעודנת זו מקלה על צנרור חוזר, אשר עשוי להיות נחוץ לניטור ההתקדמות של המחלה או החוסר הטיפול בטיפולים. שימוש בשיטה זו עלול לגרום לירידה של מספר בעלי החיים והמיומנות הטכנית נדרש למדוד את תפקוד הריאות בדגמי העכבר של מחלת הנשימה.

Introduction

עכבר המעבדה הוא מודל נפוץ בעלי חיים למחלת הנשימה האנושית. לפיכך, ישנן מספר שיטות שפורסמו עבור צנרור העכבר לצורך הן החוסר של טיפולים ומדידה של מכניקת הנשימה. רוב ההליכים המתוארים דורשים ויזואליזציה של glottis דרך חלל הפה עם ציוד מיוחד כגון לרינגוסקופ או מקור האור סיבים אופטיים1,2,3,4,5,6,7. עם זאת, זה יכול להיות קשה כאשר צינורית גדולה יחסית נדרש, כפי שהוא יכול לטשטש את ההשקפה של החוקר. לימוזין ואח ‘8 התייחסו דאגה זו עם שיטה של צנרור שבו חתך עורית קטן מורכב לאורך קו האמצע של הצוואר הגחוני המאפשר ויזואליזציה של קנה הנשימה. בעקבות ההליך, החתך סגור עם דבק רקמה.

למחקרים הדורשים הזנה חוזרת ונשנית של האתר, מחייב ביתור וסגירה רצופים של שולי העור ופגיעת רקמות בצוואר הגחון. מטרת הגישה ויזואליזציה של קנה הנשימה הטרנסעורית לצנרור אוראלי היא לספק טכניקה מעודנת, לא פולשנית המתאימה במיוחד למחקרי צנרור חוזרות ולאירועי צנרור בודדים בעכברים.

Protocol

כל הפעילויות בעלי חיים המתוארים כאן אושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים מוסדיים (IACUC) של אוניברסיטת אוהיו ונערכו במתקנים מוסמכים AAALAC. 1. הכנה לפרוצדורה . בנו את פלטפורמת הצנרור כדי להשיג את מדרון הפלטפורמה המתאים, השתמש באוגדן בגודל 3 אינץ ‘ (7.6 ס מ). מקפלים 15 כדי 20 ס מ באו?…

Representative Results

ניטור טורי של פונקציית הריאות הבסיסיתשמונה עשר שבועות נקבה BALB/c ו 10-שבוע בן C57BL/6 עכברים (n = 3 של כל זן) השתמשו בשיטה המתוארת ביום 0, 3, 10, ו -17. בעקבות צנרור בכל יום, הנושא היה מחובר מאוורר מכני שסופקו עם 100% חמצן (טבלת חומרים). עמידות בדרכי הנשימה (Rrs) נמדדה באמצעות טכניקת התנודה …

Discussion

צנרור באמצעות טכניקת ההדמיה הטרנסעורית מציעה גישה מעודנת לשיטת חתך העור הסטנדרטית. בתשומת לב מיוחדת למספר שלבים מרכזיים, ניתן להשיג צנרור בקלות ובמהירות. החיה חייבת להיות ממוקם הגון בתוך שכיבה על פלטפורמת הצנרור עם העכבר מאובטח בנסיגה עדינה. זה יהיה להאריך את בעל החיים ליישור אנכי מיקום ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

המחברים מודים לוצ Rosas, לורן דוליטל, ליסה ג’וזף ולינדזי פרגוסון על הסיוע הטכני שלהם ועל משאבי בעלי חיים מעבדה באוניברסיטה עבור תמיכה בבעלי חיים שלהם. עבודה זו ממומנת על ידי NIH T35OD010977 ו-R01-HL102469.

Materials

18Gx1 1/4" intravenous catheter, Safelet Fisher Scientific #14-841-14 Cannula for intubation
70% ethanol, 10L Fisher Scientific 25467025 Cleaning cannula
Abrasive paper (sandpaper) Porter-Cable 74001201 Cannula preparation
AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml) Akorn Animal Health NDC# 59399-111-50 Anesthesia
Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds) Fisher Scientific 15966 Restraint on intubation platform
Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0) Henry Schein Item #1007842 Intubation platform
Deltaphase Isothermal Pad Braintree Scientific 39DP Mouse thermoregulation and recovery
Deltaphase Operating Board Braintree Scientific 39OP Mouse recovery (prior to extubation)
Distilled water ThermoFisher 15230253 Cleaning mouse following depilation
Eye Scissors, angled, sharp/sharp Harvard Apparatus 72-8437 Cannula preparation
FlexiVent (FX Module 2) Scireq N/A Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)
Gauze sponges Fisher scientific 13-761-52 Hair removal
Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders Staples 24690CT Intubation platform
Instat Software Graphpad N/A Statistical analysis software
Insulin syringe (0.5 cc, U100) Fisher Scientific 329461 Anesthesia administration
Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml) Llyod Laoratories List No. 4871 Anesthesia
Lung inflation bulb Harvard Apparatus 72-9083 Confirm cannula placement
Micro Forceps, Curved, Smooth Harvard Apparatus 72-0445 Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization
Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle Church & Dwight 42010440 Hair removal
Sterile saline (0.9%), 10 ml Fisher Scientific NC9054335 Anesthesia, cleaning skin following hair removal

References

  1. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
  2. Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).
  3. Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).
  4. Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179 (1999).
  5. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).
  6. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  7. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
  8. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).
  9. Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).
  10. McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).

Play Video

Cite This Article
Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated Orotracheal Intubation in Mice. J. Vis. Exp. (157), e60844, doi:10.3791/60844 (2020).

View Video