Summary

In Vitro Wedge Slice Förberedelse för Härma In Vivo Neuronal Circuit Connectivity

Published: August 18, 2020
doi:

Summary

Integration av olika synaptiska ingångar till nervceller mäts bäst i en beredning som bevarar alla pre-synaptiska kärnor för naturlig timing och krets plasticitet, men hjärnan skivor vanligtvis bryta många anslutningar. Vi utvecklade en modifierad hjärna skiva för att efterlikna in vivo krets verksamhet samtidigt som in vitro experimentförmåga.

Abstract

In vitro-skiva elektrofysiologi tekniker mäta encellig aktivitet med exakt elektriska och tidsmässiga upplösning. Hjärnan skivor måste vara relativt tunn för att korrekt visualisera och tillgång nervceller för patch-fastspänning eller bildbehandling, och in vitro-undersökning av hjärnan kretsar är begränsad till endast vad som är fysiskt närvarande i den akuta skiva. För att bibehålla fördelarna med in vitro-skiva experiment samtidigt som en större del av presynaptiska kärnor, utvecklade vi en ny skiva beredning. Denna “kil skiva” var avsedd för patch-clamp elektrofysiologi inspelningar för att karakterisera olika monaural, ljud-driven ingångar till mediala olivocochlear (MOC) nervceller i hjärnstammen. Dessa nervceller får sin primära afferent excitatoriska och hämmande ingångar från nervceller aktiveras av stimuli i kontralateral örat och motsvarande cochlear kärnan (CN). En asymmetrisk hjärnan skiva utformades som är tjockaste i rostro-caudal domänen vid den laterala kanten av en halvklotet och sedan tunnar mot den laterala kanten av den motsatta halvklotet. Denna skiva innehåller, på den tjocka sidan, den auditiva nervrot förmedla information om auditiva stimuli till hjärnan, den inneboende CN kretsar, och både disynaptic excitatoriska och trisynaptiska hämmande afferenta vägar som konvergerar på kontralaterala MOC nervceller. Inspelning utförs från MOC nervceller på den tunna sidan av skivan, där de visualiseras med hjälp av DIC optik för typiska patch-clamp experiment. Direkt stimulering av hörselnerven utförs när den kommer in i hörselhjärnstammen, vilket möjliggör inneboende CN-kretsaktivitet och synaptisk plasticitet att ske vid synapser uppströms MOC nervceller. Med denna teknik kan man härma in vivo kretsaktivering så nära som möjligt inom segmentet. Denna kil skiva beredning är tillämplig på andra hjärnkretsar där kretsanalyser skulle dra nytta av bevarande av uppströms anslutning och långväga ingångar, i kombination med de tekniska fördelarna med in vitro-skiva fysiologi.

Introduction

Observation av aktivitet av neurala kretsar är idealiskt utförs med inhemska sensoriska ingångar och feedback, och intakt anslutning mellan hjärnan regioner, in vivo. Men utför experiment som ger encellig upplösning av neurala kretsfunktion är fortfarande begränsad av tekniska utmaningar i intakt hjärnan. Medan in vivo extracellulär elektrofysiologi eller multifoton avbildningsmetoder kan användas för att undersöka aktivitet i intakta nervsystem, tolka hur olika ingångar integrera eller mäta subthreshold synaptiska ingångar förblir svårt. In vivo helcellsinspelningar övervinna dessa begränsningar men är utmanande att utföra, även i hjärnan regioner som är lätt att komma åt. Tekniska utmaningar av encelliga upplösningsexperiment förstärks ytterligare i vissa neuronpopulationer som ligger djupt i hjärnan, eller i rumsligt diffusa populationer som kräver antingen genetiska verktyg för att lokalisera celler in vivo (t.ex. genetiska uttryck för channelrhodopsin paras ihop med optrodeinspelning) eller post-hoc histokemisk identifiering efter inspelning av sitens märkning (t.ex. med neurotransmission-specifika markörer). Att ligga diffust nära den ventrala ytan av hjärnstammen, mediala olivocochlear (MOC) nervceller lider av ovanstående begränsningar1, vilket gör dem extremt svårt att komma åt för in vivo experiment.

Hjärnan skivor (~ 100-500 μm tjocklek) har länge använts för att studera hjärnan kretsar, inklusive auditiva hjärnstammen kretsar, på grund av den fysiska segregeringen av anslutna nervceller som finns inom samma skiva2,3,4,5,6,7,8,9. Experiment med mycket tjockare skivor (>1 mm) har varit anställda i andra labb för att förstå hur bilaterala ingångar integreras i områden av den överlägsna olivary komplex (SOC) inklusive den mediala överlägsen oliv10,11. Dessa skivor var beredda så att axoner av hörselnerven (AN) förblev intakt inom skiva och var elektriskt stimuleras att inleda synaptic signalsubstansen release i CN, härma verksamhet första ordningens hörsel nervceller som de skulle svara på ljud. En stor nackdel med dessa tjocka skivor är synlighet av nervceller för patch-clamp elektrofysiologiska inspelningar (“patching”). Patching blir allt svårare eftersom de många axoner i detta område blir myelinated medålder 12,13,14,15, vilket gör vävnaden optiskt tät och döljande nervceller även i en typisk, tunn hjärna skiva. Vårt mål är att skapa in vitro-preparat som mer liknar kretsens anslutning av in vivo-inspelningar, men med hög genomströmning och högupplösta inspelningsförmågor hos visuellt guidad patch-clamp elektrofysiologi i hjärnskivor.

Vårt labb undersöker fysiologi neuroner av hörsel efferent systemet, inklusive MOC nervceller. Dessa kolinerga nervceller ger efferent feedback till cochlea genom modulera aktiviteten hos yttre hårceller (OHCs)16,17,18,19,20. Tidigare studier har visat att denna modulering spelar en roll i att få kontroll i snäckan21,22,23,24,25,26 och skydd mot akustiskt trauma27,28,29,30,31,32,33. Hos möss, MOC nervceller är diffust ligger i den ventrala kärnan i trapetsoid kroppen (VNTB) i hörselhjärnstammen1. Vår grupp har utnyttjat ChAT-IRES-Cre muslinjen korsade med tdTomato reporter mus linje för att rikta MOC nervceller i hjärnstammen skivor under epifluorescerande belysning. Vi visade att MOC nervceller får afferent hämmande ingång från ipsilateral mediala kärnan i trapetsoid kroppen (MNTB), som är upphetsad, i sin tur, av axoner från klotformiga buskiga celler (GBC) i den kontralaterala cochlear kärnan (CN)34,35,36,37,38. Dessutom, MOC nervceller sannolikt får sina excitatoriska input från T-stellate celler i kontralateral CN39,40,41. Sammantaget visar dessa studier MOC nervceller får både excitatoriska och hämmande ingångar som härrör från samma (kontralateral) öra. Emellertid, den presynaptiska nervceller, och deras axoner konvergerande på MOC nervceller, är inte riktigt tillräckligt nära varandra för att vara helt intakt i en typisk koronal skiva beredning. För att undersöka hur integration av synaptiska ingångar till MOC nervceller påverkar deras åtgärder potentiella bränning mönster, med fokus på nyligen beskrivna hämning, utvecklade vi en beredning där vi kunde stimulera de olika afferents till MOC nervceller från ena örat på det mest fysiologiskt realistiska sätt som möjligt, men med de tekniska fördelarna med in vitro hjärnan skiva experiment.

Kilskivan är en modifierad tjock skiva beredning avsedd för undersökning av krets integration i MOC nervceller (schematized i figur 1A). På den tjocka sidan av skivan innehåller kilen hörselnervens avhuggna axoner (kallas “auditiv nervrot” härefter) när de kommer in i hjärnstammen från periferin och synapsen i CN. Den auditiva nervrot kan elektriskt stimuleras att framkalla signalsubstansen release och synaptisk aktivering av celler i den helt intakta CN42,43,44,45,46. Detta stimuleringsformat har flera fördelar för kretsanalys. Först, istället för att direkt stimulera T-stellate och GBC axoner som ger afferent input till MOC nervceller, stimulerar vi AN att tillåta aktivering av inneboende kretsar rikligt i CN. Dessa kretsar modulera produktionen av CN nervceller till sina mål i hela hjärnan, inklusive MOC nervceller46,47,48,49,50,51. För det andra, den polysynaptiska aktiveringen av afferenta kretsar från AN genom CN uppströms MOC nervceller möjliggör mer naturlig aktivering timing och för plasticitet att inträffa vid dessa synapser som de skulle in vivo under auditiv stimulering. För det tredje kan vi variera våra stimuleringsmönster för att efterlikna EN aktivitet. Slutligen, både excitatoriska och hämmande monaural prognoser till MOC nervceller är intakt i kilen skiva, och deras integration kan mätas vid en MOC neuron med precision patch-clamp elektrofysiologi. Som helhet ger detta aktiveringssystem en mer intakt krets till MOC nervceller jämfört med en typisk hjärnan skiva beredning. Denna hjärnstammen kil slice kan också användas för att undersöka andra hörselområden som får hämmande ingång från ipsilateral MNTB inklusive den laterala överlägsen oliv, överlägsen olivary kärnan och mediala överlägsen oliv10,11,52,53,54,55,56. Utöver vår specifika förberedelse, kan denna skivning metod användas eller ändras för att utvärdera andra system med fördelarna med att upprätthålla anslutning av långväga ingångar och förbättra visualisering av nervceller för en mängd encellig upplösning elektrofysiologi eller bildframställning tekniker.

Detta protokoll kräver användning av en vibratome skede eller plattform som kan lutas cirka 15°. Här använder vi en kommersiellt tillgänglig 2-bit magnetiska scenen där “scenen” är en metallskiva med en böjd botten placeras i en konkav magnetisk “scenbas.” Scenen kan sedan skiftas för att justera segmentvinkeln. Koncentriska cirklar på scenbasen används för att uppskatta vinkeln reproducerbara. Scen- och scenbasen placeras i skivningskammaren, där även den magnetiska scenbasen kan roteras.

Protocol

Alla experimentella förfaranden godkändes av National Institute of Neurological Disorders and Stroke/National Institute on Deafness and Other Communication Disorders Animal Care and Use Committee. 1. Experimentella preparat OBS: Detaljer angående skivberedning inklusive skivningslösning, skivningstemperatur, skiva inkubationstemperatur och apparatur (etc.) är specifika för hjärnstamsberedning utförd i detta experiment. Skiva inkubation detaljer kan ändras per…

Representative Results

Histologisk undersökning av kilskivaFör vår undersökning av auditiva hjärnstammen neuron funktion, kil slice beredningen var utformad för att innehålla hörselnerven rot och CN kontralateral till MOC nervceller riktade för inspelningar (exempel skiva visas i figur 1B). Inledande histologisk undersökning av preparatet är viktigt att bekräfta att skiva innehåller de kärnor som är nödvändiga för kretsaktivering och att axonalprojektioner är intakta. Två c…

Discussion

Skivning förfarandet beskrivs här kallas en kil skiva är kraftfull för att upprätthålla intakt presynaptic neuronal kretsar, men med tillgängligheten av hjärnan skiva experiment för analys av neuronal funktion. Stor försiktighet måste tas i flera inledande steg för att maximera nyttan av preparatet för kretsanalys. Kilens dimensioner bör bekräftas med hjälp av histologisk undersökning, som är integrerad för bekräftelse av att både presynaptiska kärnor och deras axonalprojektioner finns inom den bere…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denna forskning stöddes av Intramural Research Program av NIH, NIDCD, Z01 DC000091 (CJCW).

Materials

Experimental Preparations
Agar, powder Fisher Scientific BP1423500 4% agar block used to stabilize brain tissue during vibratome sectioning
AlexaFluor Hydrazide 488 Invitrogen A10436 Fluorophore used in internal solution to confirm successful MOC neuron patch
Analytical Balance Geneses Scientific (Intramalls) AV114 Weighing chemicals
Double edged razor blade Ted Pella 121-6 Vibratome cutting blade
Kynurenic acid (5g) Sigma Aldrich K3375-5G Slicing ACSF additive used to reduce neuron activity during dissection and slicing in order to improve tissue health for patch clamping
pH Meter Fisher Scientific (Intramalls) 13-620-451 Solution pH tester
Plastic petri dishes 100mm dia X 20mm Fisher Scientific (Intramalls) 12-556-002 4% Agar Prep
Stirring Hotplate Fisher Scientific (Intramalls) 11-500-150 Heating for 4% Agar preparation
Dissection and Slicing
Biocytin Sigma Aldrich B4261-250MG Chemical used for axonal tracing (conjugated to Streptavidin 488)
Dissecting Microscope Amscope SM-1BN For precision dissection during brain removal
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11252-20 Fine forceps dissection tool
Economy tweezers #3 WPI 501976 Forceps dissection tool
Glass Petri Dish 150mm dia x 15mm H Fisher Scientific (Intramalls) 08-747E Dissection dish
Interface paper (203 X 254mm PCTE Membrane 10um) Thomas Scientific 1220823 Slice incubation/biocytin application
Leica VT1200S Vibratome Leica 1491200S001 Vibratome for wedge slice sectioning
Mayo scissors Roboz RS-6872 Dissection tool
Single-edged carbon steel blades Fisher Scientific (Intramalls) 12-640 Razor blade for dissection
Specimen disc, orienting Leica 14048142068 Specialized vibratome stage for reproducible tilting
Spoonula FisherSci 14-375-10 Dissection tool
Super Glue Newegg 15187 Used for glueing tissue to vibratome stage
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 91500-09 Dissection tool
Electrophysiology
A1R Upright Confocal Microscope Nikon Instruments Electrophysiology and imaging microscope, can be any microscope compatible with electrophysiology
Electrode Borosilicate glass w/ Filament OD 1.5mm, ID 1.1mm, 10 cm long Sutter Instrument BF150-110-10 Patch clamping pipette glass
Electrode Filler MicroFil WPI CMF20G Patch electrode pipette filler
In-line solution heater Warner Instruments (GSAdvantage) SH-27B Slice perfusion system heater
Multi-Micromanipulator Systems Sutter Intruments MPC-200 with MP285 Micromanipulators for patch clamp and stimulation electrode placement
P-1000 horizontal pipette puller for glass micropipettes Sutter instruments FG-P1000 Patch clamp pipetter puller
Patch-clamp amplifier and Software HEKA EPC-10 / Patchmaster Next Can be any amplifier/software
Recording Chamber Warner Instruments RC26G Slice "bath" during recording
Recording Chamber Harp Warner Instruments 640253 Stablizes slice during electrophysiology recording
Slice Incubation Chamber Custom Build Heated, oxygenated holding chamber for slices during recovery after slicing
Stimulus isolation unit A.M.P.I. Iso-Flex Stimulus isolation unit for electrophysiology
Syringe 60CC Fischer Scientific (Intramalls) 14-820-11 Electrophysiology perfusion fluid handling
Temperature controller Warner Instruments (GSAdvantage) TC-324C Slice perfusion system temperature controller
Tubing 1/8 OD 1/16 ID Fischer Scientific (Intramalls) 14-171-129 Electrophysiology perfusion fluid handling
Tugsten concentric bipolar microelectrode WPI TM33CCINS Stimulating electrode for electrophysiology
Histology
24 well Plate Fisher Scientific (Intramalls) 12-556006 Histology slice collection and immunostaining
Alexa Fluor 488 Streptavidin Jackson Immuno labs 016-540-084 Secondary antibody for biocytin visualization
Corning Orbital Shaker Sigma CLS6780FP Shaker for immunohistochemistry agitation
Cresyl Violet Acetate Sigma Aldrich (Intramalls) C5042-10G Cellular stain for histology
Disposable Microtome Blades Fisher Scientific 22-210-052 Sliding microtome blade
Filter-syringe Nalgene 4mm Cellulose Acetate 0.2um Fisher Scientific (Intramalls) 09-740-34A Syringe filter for filling recording pipettes with internal solution
Fluoromount-G Slide Mounting Medium Fisher Scientific OB100-01 Immunohistochemistry fluorescence mounting medium
glass slide staining dish with rack Fisher Scientific (Intramalls) 08-812 Cresyl Violet staining chamber
Microm HM450 Sliding Microtome ThermoFisher 910020 Freezing microtome for histology
Microscope Cover Glasses: Rectangles 50mm X 24mm Fisher Scientific (Intramalls) 12-543D Histochemistry slide cover glass
Permount mounting medium Fisher Scientific SP15-100 Cresyl violet section mounting medium
Superfrost Slides Fisher Scientific 22-034980 Histology slides

References

  1. Campbell, J. P., Henson, M. M. Olivocochlear neurons in the brainstem of the mouse. Hearing Research. 35 (2-3), 271-274 (1988).
  2. Grothe, B., Sanes, D. H. Synaptic inhibition influences the temporal coding properties of medial superior olivary neurons: An in vitro study. Journal of Neuroscience. 14, 1701-1709 (1994).
  3. Kotak, V. C., Sanes, D. H. Long-lasting inhibitory synaptic depression is age- and calcium-dependent. Journal of Neuroscience. 20 (15), 5820-5826 (2000).
  4. Smith, A. J., Owens, S., Forsythe, I. D. Characterisation of inhibitory and excitatory postsynaptic currents of the rat medial superior olive. The Journal of Physiology. 529 (3), 681-698 (2000).
  5. Scott, L. L., Mathews, P. J., Golding, N. L. Posthearing developmental refinement of temporal processing in principal neurons of the medial superior olive. Journal of Neuroscience. 25 (35), 7887-7895 (2005).
  6. Fischl, M. J., Combs, T. D., Klug, A., Grothe, B., Burger, R. M. Modulation of synaptic input by GABAB receptors improves coincidence detection for computation of sound location. Journal of Physiology. 590 (13), 3047-3066 (2012).
  7. Clause, A., et al. The Precise Temporal Pattern of Prehearing Spontaneous Activity Is Necessary for Tonotopic Map Refinement. Neuron. 82 (4), 822-835 (2014).
  8. Oertel, D. Use of brain slices in the study of the auditory system: Spatial and temporal summation of synaptic inputs in cells in the anteroventral cochlear nucleus of the mouse. Journal of the Acoustical Society of America. 78 (1), 328-333 (1985).
  9. Hermann, J., Pecka, M., Von Gersdorff, H., Grothe, B., Klug, A. Synaptic transmission at the calyx of held under in vivo-like activity levels. Journal of Neurophysiology. 98 (2), 807-820 (2007).
  10. Jercog, P. E., Svirskis, G., Kotak, V. C., Sanes, D. H., Rinzel, J. Asymmetric excitatory synaptic dynamics underlie interaural time difference processing in the auditory system. PLoS Biology. 8 (6), 1000406 (2010).
  11. Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. A mechanistic understanding of the role of feedforward inhibition in the mammalian sound localization circuitry. Neuron. 78 (5), 923-935 (2013).
  12. Sinclair, J. L., et al. Sound-evoked activity influences myelination of brainstem axons in the trapezoid body. Journal of Neuroscience. 37 (34), 8239-8255 (2017).
  13. Wang, J., et al. Myelination of the postnatal mouse cochlear nerve at the peripheral-central nervous system transitional zone. Frontiers in Pediatrics. 1, 5-8 (2013).
  14. Long, P., Wan, G., Roberts, M. T., Corfas, G. Myelin development, plasticity, and pathology in the auditory system. Developmental Neurobiology. 78 (2), 80-92 (2018).
  15. Leão, R. M., et al. Presynaptic Na+ channels: Locus, development, and recovery from inactivation at a high-fidelity synapse. Journal of Neuroscience. 25 (14), 3724-3738 (2005).
  16. Fex, J. Efferent Inhibition in the Cochlea Related to Hair-Cell dc Activity: Study of Postsynaptic Activity of the Crossed Olivocochlear Fibres in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 41 (3), 666-675 (1967).
  17. Mountain, D. C. Changes in endolymphatic potential and crossed olivocochlear bundle stimulation alter cochlear mechanics. Science. 210 (4465), 71-72 (1980).
  18. Siegel, J. H., Kim, D. O. Efferent neural control of cochlear mechanics? Olivocochlear bundle stimulation affects cochlear biomechanical nonlinearity. Hearing Research. 6 (2), 171-182 (1982).
  19. Guinan, J. J. Cochlear efferent innervation and function. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 18 (5), 447-453 (2010).
  20. Elgoyhen, A. B., Katz, E. The efferent medial olivocochlear-hair cell synapse. Journal of Physiology-Paris. 106 (1-2), 47-56 (2012).
  21. Galambos, R. Suppression of auditory nerve activity by stimulation of efferent fibers to cochlea. Journal of Neurophysiology. 19 (5), 424-437 (1956).
  22. Desmedt, J. E. Auditory-Evoked Potentials from Cochlea to Cortex as Influenced by Activation of the Efferent OlivoCochlear Bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 34 (9), 1478-1496 (1962).
  23. Wiederhold, M. L., Kiang, N. Y. S. Effects of Electric Stimulation of the Crossed Olivocochlear Bundle on Single Auditory-Nerve Fibers in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 48 (4), 950-965 (1970).
  24. Wiederhold, M. L., Peake, W. T. Efferent Inhibition of Auditory-Nerve Responses: Dependence on Acoustic-Stimulus Parameters. Journal of the Acoustical Society of America. 40 (6), 1427-1430 (1966).
  25. Geisler, D. C. Hypothesis on the function of the crossed olivocochlear bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1908-1909 (1974).
  26. Guinan, J. J., Gifford, M. L. Effects of electrical stimulation of efferent olivocochlear neurons on cat auditory-nerve fibers. III. Tuning curves and thresholds at CF. Hearing Research. 37 (1), 29-45 (1988).
  27. Rajan, R. Involvement of cochlear efferent pathways in protective effects elicited with binaural loud sound exposure in cats. Journal of Neurophysiology. 74 (2), 582-597 (1995).
  28. Rajan, R. Effect of electrical stimulation of the crossed olivocochlear bundle on temporary threshold shifts in auditory sensitivity. II. Dependence on the level of temporary threshold shifts. Journal of Neurophysiology. 60 (2), 569-579 (1988).
  29. Reiter, E. R., Liberman, M. C. Efferent-mediated protection from acoustic overexposure: Relation to slow effects of olivocochlear stimulation. Journal of Neurophysiology. 73 (2), 506-514 (1995).
  30. Taranda, J., et al. A point mutation in the hair cell nicotinic cholinergic receptor prolongs cochlear inhibition and enhances noise protection. PLoS Biology. 7 (1), 1000018 (2009).
  31. Maison, S. F., Usubuchi, H., Liberman, C. M. Efferent feedback minimizes cochlear neuropathy from moderate noise exposure. Journal of Neuroscience. 33 (13), 5542-5552 (2013).
  32. Tong, H., et al. Protection from noise-induced hearing loss by Kv2. 2 potassium currents in the central medial olivocochlear system. Journal of Neuroscience. 33 (21), 9113-9121 (2013).
  33. Boero, L. E., et al. Enhancement of the medial olivocochlear system prevents hidden hearing loss. Journal of Neuroscience. 38 (34), 7440-7451 (2018).
  34. Spirou, G. A., Brownell, W. E., Zidanic, M. Recordings from cat trapezoid body and HRP labeling of globular bushy cell axons. Journal of Neurophysiology. 63 (5), 1169-1190 (1990).
  35. von Gersdorff, H., Borst, J. G. G. Short-term plasticity at the calyx of held. Nature Reviews Neuroscience. 3 (1), 53-64 (2002).
  36. Smith, P. H., Joris, P. X., Carney, L. H., Yin, T. C. T. Projections of physiologically characterized globular bushy cell axons from the cochlear nucleus of the cat. Journal of Comparative Neurology. 304 (3), 387-407 (1991).
  37. Kuwabara, N., DiCaprio, R. A., Zook, J. M. Afferents to the medial nucleus of the trapezoid body and their collateral projections. Journal of Comparative Neurology. 314 (4), 684-706 (1991).
  38. Friauf, E., Ostwald, J. Divergent projections of physiologically characterized rat ventral cochlear nucleus neurons as shown by intra-axonal injection of horseradish peroxidase. Experimental Brain Research. 73 (2), 263-284 (1988).
  39. De Venecia, R. K., Liberman, M. C., Guinan, J. J., Brown, M. C. Medial olivocochlear reflex interneurons are located in the posteroventral cochlear nucleus: A kainic acid lesion study in guinea pigs. Journal of Comparative Neurology. 487 (4), 345-360 (2005).
  40. Darrow, K. N., Benson, T. E., Brown, M. C. Planar multipolar cells in the cochlear nucleus project to medial olivocochlear neurons in mouse. Journal of Comparative Neurology. 520 (7), 1365-1375 (2012).
  41. Brown, M. C., De Venecia, R. K., Guinan, J. J. Responses of medial olivocochlear neurons: Specifying the central pathways of the medial olivocochlear reflex. Experimental Brain Research. 153 (4), 491-498 (2003).
  42. Wang, Y., Manis, P. B. Synaptic transmission at the cochlear nucleus endbulb synapse during age-related hearing loss in mice. Journal of Neurophysiology. 94 (3), 1814-1824 (2005).
  43. Golding, N. L., Robertson, D., Oertel, D. Recordings from slices indicate that octopus cells of the cochlear nucleus detect coincident firing of auditory nerve fibers with temporal precision. Journal of Neuroscience. 15 (4), 3138-3153 (1995).
  44. Ferragamo, M. J., Golding, N. L., Oertel, D. Synaptic inputs to stellate cells in the ventral cochlear nucleus. Journal of Neurophysiology. 79 (1), 51-63 (1998).
  45. Oertel, D. Synaptic responses and electrical properties of cells in brain slices of the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 3 (10), 2043-2053 (1983).
  46. Xie, R., Manis, P. B. Radiate and planar multipolar neurons of the mouse anteroventral cochlear nucleus: Intrinsic excitability and characterization of their auditory nerve input. Frontiers in Neural Circuits. 11, 1-17 (2017).
  47. Wu, S., Oertel, D. Inhibitory circuitry in the ventral cochlear nucleus is probably mediated by glycine. The Journal of Neuroscience. 6 (9), 2691-2706 (1986).
  48. Xie, R., Manis, P. B. Target-specific IPSC kinetics promote temporal processing in auditory parallel pathways. Journal of Neuroscience. 33 (4), 1598-1614 (2013).
  49. Wickesberg, R. E., Oertel, D. Delayed, frequency-specific inhibition in the cochlear nuclei of mice: A mechanism for monaural echo suppression. Journal of Neuroscience. 10 (6), 1762-1768 (1990).
  50. Campagnola, L., Manis, P. B. A map of functional synaptic connectivity in the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 34 (6), 2214-2230 (2014).
  51. Doucet, J. R., Ryugo, D. K. Projections from the ventral cochlear nucleus to the dorsal cochlear nucleus in rats. Journal of Comparative Neurology. 385 (2), 245-264 (1997).
  52. Kopp-Scheinpflug, C., et al. The sound of silence: Ionic mechanisms encoding sound termination. Neuron. 71 (5), 911-925 (2011).
  53. Alamilla, J., Gillespie, D. C. Maturation of Calcium-Dependent GABA, Glycine, and Glutamate Release in the Glycinergic MNTB-LSO Pathway. PLoS One. 8 (9), 0075688 (2013).
  54. Spangler, K. M., Warr, W. B., Henkel, C. K. The projections of principal cells of the medial nucleus of the trapezoid body in the cat. Journal of Comparative Neurology. 238 (3), 249-262 (1985).
  55. Kramer, F., et al. Inhibitory glycinergic neurotransmission in the mammalian auditory brainstem upon prolonged stimulation: Short-term plasticity and synaptic reliability. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-22 (2014).
  56. Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. The relative contributions of MNTB and LNTB neurons to inhibition in the medial superior olive assessed through single and paired recordings. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-14 (2014).
  57. Torres Cadenas, L., Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. Synaptic Inhibition of Medial Olivocochlear Efferent Neurons by Neurons of the Medial Nucleus of the Trapezoid Body. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 40 (3), 509-525 (2020).
  58. Brown, M. C., Mukerji, S., Drottar, M., Windsor, A. M., Lee, D. J. Identification of inputs to olivocochlear neurons using transneuronal labeling with pseudorabies virus (PRV). JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 14 (5), 703-717 (2013).
  59. Morest, D. K. The collateral system of the medial nucleus of the trapezoid body of the cat, its neuronal architecture and relation to the olivo-cochlear bundle. Brain Research. 9 (2), 288-311 (1968).
  60. Warr, B. W. Fiber degeneration following lesions in the multipolar and globular cell areas in the ventral cochlear nucleus of the cat. Brain Research. 40 (2), 247-270 (1972).
  61. Osen, K. K. Cytoarchitecture of the cochlear nuclei in the cat. Journal of Comparative Neurology. 136 (4), 453-483 (1969).
  62. Cant, N. B., Morest, D. K. The bushy cells in the anteroventral cochlear nucleus of the cat. A study with the electron microscope. Neuroscience. 4 (12), 1925-1945 (1979).
  63. Cant, N. B., Morest, D. K. Organization of the neurons in the anterior division of the anteroventral cochlear nucleus of the cat. Light-microscopic observations. Neuroscience. 4 (12), 1909-1923 (1979).
  64. Lauer, A. M., Connelly, C. J., Graham, H., Ryugo, D. K. Morphological Characterization of Bushy Cells and Their Inputs in the Laboratory Mouse (Mus musculus) Anteroventral Cochlear Nucleus. PLoS One. 8 (8), 1-16 (2013).
  65. Harrison, J. M., Warr, W. B. A study of the cochlear nuclei and ascending auditory pathways of the medulla. Journal of Comparative Neurology. 119 (3), 341-379 (1962).
  66. Robertson, D., Gummer, M. Physiological and morphological characterization of efferent neurones in the guinea pig cochlea. Hearing Research. 20 (1), 63-77 (1985).
  67. Bledsoe, S. C., et al. Ventral cochlear nucleus responses to contralateral sound are mediated by commissural and olivocochlear pathways. Journal of Neurophysiology. 102 (2), 886-900 (2009).
  68. Zhou, J., Zeng, C., Cui, Y., Shore, S. Vesicular glutamate transporter 2 is associated with the cochlear nucleus commissural pathway. JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 11 (4), 675-687 (2010).
  69. Kuenzel, T. Modulatory influences on time-coding neurons in the ventral cochlear nucleus. Hearing Research. 384, 107824 (2019).
  70. Cant, N. B., Gaston, K. C. Pathways connecting the right and left cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 212 (3), 313-326 (1982).
  71. Feliciano, M., Saldana, E., Mugnaini, E. Direct projections from the rat primary auditory neocortex to nucleus sagulum, paralemniscal regions, superior olivary complex and cochlear nuclei. Auditory Neuroscience. 1 (3), 287-308 (1995).
  72. Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Evidence for direct cortical innervation of medial olivocochlear neurones in rats. Hearing Research. 144 (1-2), 65-72 (2000).
  73. Schofield, B. R., Coomes, D. L. Pathways from auditory cortex to the cochlear nucleus in guinea pigs. Hearing Research. 216-217 (1-2), 81-89 (2006).
  74. Meltzer, N. E., Ryugo, D. K. Projections from auditory cortex to cochlear nucleus: A comparative analysis of rat and mouse. Anatomical Record – Part A Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology. 288 (4), 397-408 (2006).
  75. Schofield, B. R., Cant, N. B. Descending auditory pathways: Projections from the inferior colliculus contact superior olivary cells that project bilaterally to the cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 409 (2), 210-223 (1999).
  76. Thompson, A. M., Schofield, B. R. Afferent projections of the superior olivary complex. Microscopy Research and Technique. 51 (4), 330-354 (2000).
  77. Woods, C. I., Azeredo, W. J. Noradrenergic and serotonergic projections to the superior olive: Potential for modulation of olivocochlear neurons. Brain Research. 836 (1-2), 9-18 (1999).
  78. Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Morphological relationships of peptidergic and noradrenergic nerve terminals to olivocochlear neurones in the rat. Hearing Research. 144 (1-2), 53-64 (2000).
  79. Thompson, A. M., Thompson, G. C. Light microscopic evidence of serotoninergic projections to olivocochlear neurons in the bush baby (Otolemur garnettii). Brain Research. 695 (2), 263-266 (1995).
  80. Wang, X., Robertson, D. Substance P-induced inward current in identified auditory efferent neurons in rat brain stem slices. Journal of Neurophysiology. 80 (1), 218-229 (1998).
  81. Taberner, A. M., Liberman, M. C. Response properties of single auditory nerve fibers in the mouse. Journal of Neurophysiology. 93 (1), 557-569 (2005).
  82. Galambos, R., Davis, H. The response of single auditory-nerve stimulation. Journal of Neurophysiology. 6 (1), 39-57 (1943).
  83. Sachs, M. B., Abbas, P. J. Rate versus level functions for auditory-nerve fibers in cats: Tone-burst stimuli. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1835-1847 (1974).
  84. Zhang, X., Heinz, M. G., Bruce, I. C., Carney, L. H. A phenomenological model for the responses of auditory-nerve fibers: I. Nonlinear tuning with compression and suppression. The Journal of the Acoustical Society of America. 109 (2), 648-670 (2001).
  85. Zilany, M. S. A., Bruce, I. C., Carney, L. H. Updated parameters and expanded simulation options for a model of the auditory periphery. The Journal of the Acoustical Society of America. 135 (1), 283-286 (2014).
  86. Franken, T. P., Smith, P. H., Joris, P. X. In vivo whole-cell recordings combined with electron microscopy reveal unexpected morphological and physiological properties in the lateral nucleus of the trapezoid body in the auditory brainstem. Frontiers in Neural Circuits. 10, 1-20 (2016).

Play Video

Cite This Article
Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. In Vitro Wedge Slice Preparation for Mimicking In Vivo Neuronal Circuit Connectivity. J. Vis. Exp. (162), e61664, doi:10.3791/61664 (2020).

View Video