Summary

Akutt mus hjerne slicing å undersøke spontan hippocampal nettverksaktivitet

Published: August 28, 2020
doi:

Summary

Denne protokollen beskriver utarbeidelsen av horisontale hippocampal-entorhinal cortex (HEC) skiver fra mus som viser spontan skarpbølge krusning aktivitet. Skiver inkuberes i et forenklet grensesnitt holder kammer og opptak utføres under nedsenket forhold med raskt flytende kunstig cerebrospinalvæske for å fremme vev oksygenering og spontan fremveksten av nettverksnivå aktivitet.

Abstract

Akutt gnagerhjerneslicing gir en tractable eksperimentell tilnærming for å få innsikt i organiseringen og funksjonen til nevrale kretser med encelleoppløsning ved hjelp av elektrofysiologi, mikroskopi og farmakologi. Imidlertid er en viktig vurdering i utformingen av in vitro eksperimenter i hvilken grad forskjellige skivepreparater rekafulerer naturalistiske mønstre av nevrale aktivitet som observert in vivo. I den intakte hjernen genererer hippocampalnettverket svært synkronisert befolkningsaktivitet som reflekterer dyrets atferdstilstand, som eksemplifisert av skarpbølgekrustningskompleksene (SWRs) som oppstår under våkne forbrukstilstander eller ikke-REM-søvn. SWRs og andre former for nettverksaktivitet kan dukke opp spontant i isolerte hippocampal skiver under passende forhold. For å bruke den kraftige hjerneskive verktøykassen til undersøkelse av hippocampal nettverksaktivitet, er det nødvendig å bruke en tilnærming som optimaliserer vevshelse og bevaring av funksjonell tilkobling i hippocampalnettverket. Mus er transcardially perfused med kald sukrose-basert kunstig cerebrospinalvæske. Horisontale skiver som inneholder hippocampus er kuttet med en tykkelse på 450 μm for å bevare synaptisk tilkobling. Skiver gjenopprette i et grensesnitt-stil kammer og overføres til et nedsenket kammer for opptak. Opptakskammeret er designet for dobbel overflate superfusjon av kunstig cerebrospinalvæske ved høy strømningshastighet for å forbedre oksygeneringen av skiven. Denne protokollen gir sunt vev egnet for undersøkelse av komplekse og spontane nettverksaktivitet in vitro.

Introduction

Elektrofysiologiske målinger fra levende hippocampal skiver in vitro er en kraftig eksperimentell tilnærming med mange fordeler. Eksperimentereren kan bruke et mikroskop, mikromanipulatorer og et opptakssystem for å visualisere og samle målinger direkte fra individuelle nevroner i vevet. Vevskiver er også svært tilgjengelige for fotostimulering eller legemiddellevering for optogenetiske, kjemiskogenetiske eller farmakologiske eksperimenter.

Hippocampal nettverket genererer svært synkron befolkningsaktivitet in vivo, synlig som svingninger i det ekstracellulære lokale feltetpotensial 1,2,3,4,5. Brain slice metoder har blitt utnyttet for å få innsikt i cellulære og krets mekanismer underliggende disse nevronale nettverk svingninger. Grunnleggende arbeid fra Maier et al. viste at skarpe bølge-krusning komplekser (SWRs) kan dukke opp spontant i skiver av ventral hippocampus6,7. Etterfølgende studier fra flere forskere har gradvis belyst mange aspekter av SWRs, inkludert rollen som nevromodulatorer i å regulere nettverkstilstanden til hippocampus8,9,10 og de synaptiske mekanismene som driver in vitro reaktivering av nevronale ensembler som tidligere var aktive under atferd in vivo11. Hjerneskiver eksperimenter har også gitt innsikt i gamma rekkevidde oscillasjon (30-100 Hz), en distinkt hippocampal nettverkstilstand antas å støtte minne koding og tilbakekalling12,13. Til slutt, gjenkjenne den sentrale rollen hippocampus og tilhørende strukturer i patofysiologien til temporal lobe epilepsi14,15, forskere har brukt hippocampal skive preparater for å undersøke generering og forplantning av epileptiform aktivitet. Carter et al. demonstrerte at kombinerte hippocampal-entorhinal cortex skiver tilberedt av kronisk epileptiske dyr kan spontant generere epileptiform utslipp in vitro16. Deretter utforsket Karlócai et al. mekanismene underliggende epileptiform utslipp i hippocampal skiver ved hjelp av modifisert kunstig cerebrospinalvæske (ACSF) med endrede isjonskonsentrasjoner (redusert Mg2 + eller forhøyet K+) eller lagt narkotika (4AP eller gabazine)17.

Etterforskere har utviklet mange hippocampal skive tilnærminger som varierer på viktige måter: (1) regionen av hippocampus som finnes i stykket (dorsal, middels, eller ventral); (2) tilstedeværelse eller fravær av ekstrahippocampal vev som entorhinal cortex; (3) orienteringen som brukes til å kutte skiver (koronar, sagittal, horisontal eller skrå); og (4) forholdene der vevet opprettholdes etter kutting (nedsenket fullt ut i ACSF eller holdt i grensesnittet til ACSF og fuktet, karbagenrik luft).

Valget av hvilken kutte tilnærming til bruk bør bestemmes av det eksperimentelle målet. For eksempel har tverrgående eller koronale skiver av den dorsale hippocampus opprettholdt under nedsenket forhold blitt brukt svært effektivt for undersøkelse av intrahippocampal kretser og synaptisk plastisitet18,19,20. Imidlertid genererer slike preparater ikke spontant nettverkssvingninger så lett som skiver fra ventral hippocampus21,22,23. Selv om en tilstand av vedvarende SWR-aktivitet kan induseres ved tetanisk stimulering i tverrgående skiver fra dorsal og ventral hippocampus24,observeres spontane SWRs lettere i ventrale skiver7,25.

Et iboende fysiologisk og anatomisk skille mellom dorsal og ventral hippocampus støttes av studier utført både in vivo og in vitro26. Opptak hos rotter avslørte sterkt sammenhengende theta rytmer gjennom dorsal og mellomliggende hippocampus, men dårlig sammenheng mellom ventral regionen og resten av hippocampus27. SwRs in vivo forplanter seg lett mellom dorsal og mellomliggende hippocampus, mens SWRs som stammer fra ventral hippocampus ofte forblir lokale28. De assosiasjonelle projeksjonene stammer fra CA3 pyramidale nevroner som bor i den dorsale og mellomliggende hippocampus prosjektet lange avstander langs den langsgående aksen av hippocampus. CA3-projeksjoner som kommer fra ventrale regioner forblir relativt lokale, og dermed er mindre sannsynlig å bli kuttet underkuttingsprosessen 29,30. Ventrale skiver kan derfor bedre bevare det tilbakevendende nettverket som er nødvendig for å generere befolkningssynkronisering. Tilbøyeligheten til ventrale skiver for å generere spontane nettverksaktiviteter in vitro kan også gjenspeile høyere iboende spenning av pyramidale nevroner eller svakere GABAergic hemming i ventral hippocampus sammenlignet med mer dorsale regioner31. Ventrale hippocampalskiver er faktisk mer utsatt for epileptiform aktivitet32,33. Dermed har mange studier av spontanefysiologiske 8,9,11,24 ellerpatologisk 16,34,35,36 nettverkssvingninger tradisjonelt brukt en horisontal kutting tilnærming, noen ganger med en liten vinkel i fronto-occipital retning, som gir vevskiver parallelt med det tverrgående planet av ventral hippocampus.

Nettverkstilkobling påvirkes uunngåelig av kuttprosedyren, da mange celler i stykket vil bli kuttet. Vinkelen og tykkelsen på skiven og vevet som beholdes i preparatet, bør vurderes for å optimalisere tilkoblingen i kretsene av interesse. Mange studier har benyttet horisontale kombinerte hippocampal-entorhinal cortex skiver (HEC) for å utforske interaksjoner mellom de to strukturene i sammenheng med fysiologiske eller patologiske nettverkssvingninger. Roth et al. utførte to opptak fra CA1-underfeltet i hippocampus og lag V av den mediale entorhinale cortex for å demonstrere forplantning av SWR-aktivitet gjennom HEC-skive37. Mange studier av epileptiform aktivitet har brukt HEC skive forberedelse til å undersøke hvordan epileptiform utslipp forplanter seg gjennom kortikohippocampal nettverk16,35,36,38. Det er viktig å merke seg at bevaring av intakt kortikohippocampal sløyfe ikke er en forutsetning for spontane SWRs, epileptiform utslipp, eller gamma svingninger; nettverkssvingninger kan genereres i tverrgående skiver av dorsal eller ventral hippocampus uten vedlagte parahippocampal vev21,22,23, 25,39,40,41. En viktigere faktor for spontan generering av nettverkssvingninger i hippocampal skiver kan være tykkelsen på hver skive, som en tykkere skive (400-550 μm) vil bevare mer tilkobling i CA2 / CA3 tilbakevendendenettverk 21,22,25.

Selv om vinklede horisontale HEC skiver (kuttet med en ca 12° vinkel i fronto-occipital retning) har blitt brukt til å studere funksjonell tilkobling av kortikohippocampal loop11,16,34,35,42, slike vinklede preparater er ikke nødvendig for spontan nettverksaktivitet43,44,45. Imidlertid tillater bruk av et vinklet skjæreplan utprøver å selektivt lage skiver som best bevarer den tverrgående orienterte lamelleren av enten ventral eller mellomliggende hippocampus, avhengig av om en nedadgående eller en oppadgående vinkel påføres (figur 1). Denne tilnærmingen er konseptuelt lik den som brukes av Papatheodoropoulos et al., 2002, som dissekerte hver hippocampus fri og deretter brukte et vevshelikopter for å lage tverrgående skiver langs hele dorsal-ventralaksen 21. I lys av de nevnte funksjonelle forskjellene mellom ventral og dorsal-intermediate hippocampus, bør etterforskerne vurdere den anatomiske opprinnelsen til skiver når de utformer eksperimenter eller tolker resultater. Ved hjelp av en agarrampe under kuttingsprosedyren er en enkel måte å fortrinnsvis produsere skiver fra enten mellomliggende eller ventral hippocampus.

Hippocampal skiver kan opprettholdes i enten et nedsenket kammer (med vevet fullt nedsenket i ACSF), eller et grensesnitt-stil kammer (f.eks Oslo eller Haas kammer, med skiver dekket bare av en tynn film av flytende medier). Grensesnittvedlikehold forbedrer oksygenering av vevet, noe som fremmer nevronal overlevelse og gir mulighet for vedvarende høye nivåer av internuronal aktivitet. Tradisjonelt bruker nedsenkede opptaksforhold en langsommere ACSF-strømningshastighet som ikke gir tilstrekkelig vevs oksygenering for stabilt uttrykk for svingninger på nettverksnivå. I nedsenket hippocampal skiver carbachol-indusert gamma svingninger er bare observertforbigående 46,47, mens de kan stabilt opprettholdes i grensesnitt opptakskamre10,48,49. Som sådan har mange studier av kompleks spontan aktivitet in vitro stolt på grensesnittopptakskamre for å undersøke skarpbølgekrustningskomplekser6,7,8,9,10,25,37,gammasvingninger10,13og epileptiform aktivitet16,38,45,47.

I et opptakskammer i nedsenket stil kan et mål om nedsenking av mikroskop brukes til å visualisere individuelle celler og selektivt målrette mot friske celler for opptak. Det nedsenkede preparatet gir også fin kontroll over det cellulære miljøet, da nedsenking letter rask diffusjon av narkotika eller andre forbindelser til vevet. Dermed representerer en modifisert metodikk der stabile nettverkssvingninger opprettholdes under nedsenkede forhold en kraftig eksperimentell tilnærming. Denne tilnærmingen er eksemplifisert av arbeidet til Hájos et al., der hippocampal skiver gjenopprette i et forenklet grensesnitt-stil holder kammer i flere timer før overføring til en modifisert nedsenket opptakskammer med en høy strømningshastighet på ACSF (~ 6 ml / min) for å forbedre oksygentilførselen tilvevet 12,48,49. Under disse forholdene kan høye nivåer av internuronaktivitet og stabile spontane nettverkssvingninger opprettholdes i et nedsenket opptakskammer. Denne modifiserte tilnærmingen gjør det mulig for etterforskerne å utføre visuelt veiledede helcellede patchklemmeopptak og karakterisere bidraget fra morfologisk identifiserte celletyper til karbachol-induserte gammasvingninger12. SwRs kan også oppstå spontant i nedsenket hippocampal skiver med en rask strømningshastighet på ACSF11,48,49. Maier et al. demonstrerte at hippocampal skiver som gjenopprettet i et grensesnittkammer før overføring til et nedsenket opptakskammer pålitelig utstilt spontane SWRs, mens skiver som gjenopprettet nedsenket i et beger før overføring til et nedsenket opptakskammer viste mindre fremkalte feltresponser, lavere nivåer av spontansynaptiske strømmer, og bare svært sjelden utstilt spontane SWRs43. Schlingloff et al. brukte denne forbedrede metodikken til å demonstrere rollen som parvalbumin-uttrykkende kurvceller i generasjonen spontane SWRs44.

Følgende protokoll presenterer en skjæremetode der spontant aktive nevroner i horisontale hippocampalskiver kan gjenopprettes under grensesnittforhold og deretter opprettholdes i et nedsenket opptakskammer egnet for farmakologiske eller optogenetiske manipulasjoner og visuelt veiledede opptak.

Protocol

Alle metoder som er beskrevet her har blitt godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee ved Columbia University (AC-AAAU9451). 1. Klargjør løsninger Forbered sukroseskjæreoppløsning for kutting som beskrevet i tabell 1.MERK: Etter at du har klargjør 1 L sukroseoppløsning, må du fryse en liten mengde (ca. 100–200 ml) i et isbrett. Disse frosne sukroseisbitene vil bli blandet inn i en isete slurry (se trinn 4.3). Klar…

Representative Results

Presentert her er representative opptak fra HEC skiver utarbeidet som beskrevet i denne protokollen. Etter utvinning i et grensesnitt holder kammer (Figur 1C), skiver overføres individuelt til et nedsenket opptakskammer (figur 2B). Opptakskammeret leveres med karbagenmettet ACSF ved hjelp av en peristaltisk pumpe (figur 2A). Pumpen trekker først ACSF fra et begerbeger til et oppvarmet reservoar. Karbagenledninger plasseres i både…

Discussion

Det er flere trinn i denne kutteprotokollen designet for å fremme vevshelse og favorisere fremveksten av spontan naturalistisk nettverksaktivitet: musen er transcardially perfused med kjølt sukrose kutte løsning; horisontal-entorhinal cortex (HEC) skiver er kuttet med en tykkelse på 450 μm fra mellomliggende eller ventral hippocampus; skiver gjenopprette på grensesnittet av oppvarmet ACSF og fuktet, karbagen-rik luft; under opptak skiver er superfundert med ACSF varmet til 32 ° C og leveres med en rask strømnings…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatteren vil gjerne takke Steve Siegelbaum for støtte. Det gis midler fra 5R01NS106983-02 samt 1 F31 NS113466-01.

Materials

3D printer Lulzbot LulzBot TAZ 6
Acute brain slice incubation holder NIH 3D Print Exchange 3DPX-001623 Designed by ChiaMing Lee, available at https://3dprint.nih.gov/discover/3dpx-001623
Adenosine 5′-triphosphate magnesium salt Sigma Aldrich A9187-500MG
Ag-Cl ground pellets Warner 64-1309, (E205)
agar Becton, Dickinson 214530-500g
ascorbic acid Alfa Aesar 36237
beaker (250 mL) Kimax 14000-250
beaker (400 mL) Kimax 14000-400
biocytin Sigma Aldrich B4261
blender Oster BRLY07-B00-NP0
Bonn scissors, small becton, Dickinson 14184-09
borosilicate glass capillaries with filament (O.D. 1.5 mm, I.D. 0.86 mm, length 10 cm) Sutter Instruments BF150-86-10HP Fire polished capillaries are preferable.
calcium chloride solution (1 M) G-Biosciences R040
camera Olympus OLY-150
compressed carbogen gas (95% oxygen / 5% carbon dioxide) Airgas X02OX95C2003102
compressed oxygen Airgas OX 200
constant voltage isolated stimulator Digitimer Ltd. DS2A-Mk.II
coverslips (22×50 mm) VWR 16004-314
cyanoacrylate adhesive Krazy Glue KG925 Ideally use the brush-on form for precision
data acquisition software Axograph N/A Any equivalent software (e.g. pClamp) would work.
Dell Precision T1500 Tower Workstation Desktop Dell N/A Catalog number will depend on specific computer – any computer will work as long as it can run electrophysiology acquisition software.
Digidata 1440A Molecular Devices 1-2950-0367
digital timer VWR 62344-641 4-channel Traceable timer
disposable absorbant pads VWR 56616-018
dissector scissors Fine Science Tools 14082-09
double-edge razor blades Personna BP9020
dual automatic temperature controller Warner Instrument Corporation TC-344B
dual-surface or laminar-flow optimized recording chamber N/A N/A The chamber presented in this protocol is custom made. A commercial equivalent would be the RC-27L from Warner Instruments.
equipment rack Automate Scientific FR-EQ70" A rack is not strictly necessary but useful for organizing electrophysiology
Ethylene glycol-bis(2-aminoethyiether)- N,N,N',N'-teetraacetic acid (EGTA) Sigma Aldrich 324626-25GM
filter paper Whatman 1004 070
fine scale Mettler Toledo XS204DR
Flaming/Brown micropipette puller Sutter Instruments P-97
glass petri dish (100 x 15 mm) Corning 3160-101
glucose Fisher Scientific D16-1
Guanosine 5′-triphosphate sodium salt hydrate Sigma Aldrich G8877-250MG
ice buckets Sigma Aldrich BAM168072002-1EA
isoflurane vaporizer General Anesthetic Services Tec 3
lab tape Fisher Scientific 15-901-10R
lens paper Fisher Scientific 11-996
light source Olympus TH4-100
magnesium chloride solution (1 M) Quality Biological 351-033-721EA
magnetic stir bars Fisher Scientific 14-513-56 Catalog number will be dependent on the size of the stir bar.
micromanipulator Luigs & Neumann SM-5
micromanipulator (manual) Scientifica LBM-2000-00
microscope Olympus BX51WI
microspatula Fine Science Tools 10089-11
monitor Dell 2007FPb
MultiClamp 700B Microelectrode Amplifier Molecular Devices MULTICLAMP 700B The MultiClamp 700B should include headstages, pipette holders, and a model cell.
N-(2-Hydroxyethyl)piperazine-N′-(2-ethanesulfonic acid), (HEPES) Sigma Aldrich H3375-25G
needle (20 gauge, 1.5 in length) Becton, Dickinson 305176
nylon filament YLI Wonder Invisible Thread 212-15-004 size 0.004. This cat. # is from Amazon.com
nylon mesh Warner Instruments Corporation 64-0198
perstaltic pump Harvard Apparatus 70-2027
Phosphocreatine di(tris) salt Sigma Aldrich P1937-1G
pipette holders Molecular Devices 1-HL-U
platinum wire World Precision PT0203
polylactic acid (PLA) filament Ultimaker RAL 9010
potassium chloride Sigma Aldrich P3911-500G
potassium gluconate Sigma Aldrich 1550001-200MG
potassium hydroxide Sigma Aldrich 60377-1KG
razor blades VWR 55411-050
roller clamp World Precision Instruments 14041
scale Mettler Toledo PM2000
scalpel handle Fine Science Tools 10004-13
slice harp Warner SHD-26GH/2
sodium bicarbonate Fisher Chemical S233-500
sodium chloride Sigma Aldrich S9888-1KG
sodium phosphate monobasic anhydrous Fisher Chemical S369-500
sodium pyruvate Fisher Chemical BP356-100
spatula VWR 82027-520
spatula/spoon, large VWR 470149-442
sterile scalpel blades Feather 72044-10
stirrer / hot plate Corning 6795-220
stopcock valves, 1-way World Precision Instruments 14054
stopcock valves, 3-way World Precision Instruments 14036
sucrose Acros Organics AC177142500
support for swivel clamps Fisher Scientific 14-679Q
surgical scissors, sharp/blunt Fine Science Tools 14001-12
syringe (1 mL) Becton, Dickinson 309659
syringe (60 mL with Luer-Lok tip) Becton, Dickinson 309653
three-pronged clamp Fisher Scientific 05-769-8Q
tissue forceps, large Fine Science Tools 11021-15
tissue forceps, small Fine Science Tools 11023-10
transfer pipettes Fisher Scientific 13-711-7M
tubing Tygon E-3603 ID 1/16 inch, OD 3/16 inch
tubing Tygon R-3603 ID 1/8 inch, OD 1/4 inch
vacuum grease Dow Corning 14-635-5D
vibrating blade microtome Leica VT 1200S
vibration-dampening table with faraday cage Micro-G / TMC-ametek 2536-516-4-30PE
volumetric flask (1 L) Kimax KIM-28014-1000
volumetric flask (2 L) PYREX 65640-2000
warm water bath VWR 1209
 

References

  1. Buzsáki, G., Lai-Wo, S., Vanderwolf, C. H. Cellular bases of hippocampal EEG in the behaving rat. Brain Research Reviews. 6, 139-171 (1983).
  2. Buzsáki, G. Hippocampal sharp waves: Their origin and significance. Brain Research. 398, 242-253 (1986).
  3. Buzsáki, G., Horváth, Z., Urioste, R., Hetke, J., Wise, K. High-frequency network oscillation in the hippocampus. Science. 256, 1025-1027 (1992).
  4. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
  5. Buzsáki, G. Hippocampal sharp wave-ripple: A cognitive biomarker for episodic memory and planning. Hippocampus. 25, 1073 (2015).
  6. Maier, N., et al. Reduction of high-frequency network oscillations (ripples) and pathological network discharges in hippocampal slices from connexin 36-deficient mice. Journal of Physiology. 541, 521-528 (2002).
  7. Maier, N., Nimmrich, V., Draguhn, A. Cellular and network mechanisms underlying spontaneous sharp wave-ripple complexes in mouse hippocampal slices. Journal of Physiology. 550, 873-887 (2003).
  8. ul Haq, R., et al. Adrenergic modulation of sharp wave-ripple activity in rat hippocampal slices. Hippocampus. 22, 516-533 (2012).
  9. ul Haq, R., et al. Serotonin dependent masking of hippocampal sharp wave ripples. Neuropharmacology. 101, 188-203 (2016).
  10. Maier, P., Kaiser, M. E., Grinevich, V., Draguhn, A., Both, M. Differential effects of oxytocin on mouse hippocampal oscillations in vitro. European Journal of Neuroscience. 44, 2885-2898 (2016).
  11. Mizunuma, M., et al. Unbalanced excitability underlies offline reactivation of behaviorally activated neurons. Nature Neuroscience. 17, 503-505 (2014).
  12. Hájos, N., et al. Spike timing of distinct types of GABAergic interneuron during hippocampal gamma oscillations in vitro. Journal of Neuroscience. 24, 9127-9137 (2004).
  13. Geschwill, P., et al. Synchronicity of excitatory inputs drives hippocampal networks to distinct oscillatory patterns. Hippocampus. , (2020).
  14. Rutecki, P. A., Grossmann, R. G., Armstrong, D., Irish-Loewen, S. Electrophysiological connections between the hippocampus and entorhinal cortex in patients with complex partial seizures. Journal of Neurosurgery. 70, 667-675 (1989).
  15. Lothman, E. W., Bertram, E. H., Stringer, J. L. Functional anatomy of hippocampal seizures. Progress in Neurobiology. 37, 1-82 (1991).
  16. Carter, D. S., Deshpande, L. S., Rafiq, A., Sombati, S., Delorenzo, R. J. Characterization of spontaneous recurrent epileptiform discharges in hippocampal – cortical slices prepared from chronic epileptic animals. Seizure: European Journal of Epilepsy. 20, 218-224 (2011).
  17. Karlócai, M. R., et al. Physiological sharp wave-ripples and interictal events in vitro: What’s the difference. Brain. 137, 463-485 (2014).
  18. Leroy, F., et al. Input-timing-dependent plasticity in the hippocampal CA2 region and its potential role in social memory. Neuron. 95, 1089-1102 (2017).
  19. Sun, Q., et al. Proximodistal heterogeneity of hippocampal CA3 pyramidal neuron intrinsic properties, connectivity, and reactivation during memory recall. Neuron. 95, 656-672 (2017).
  20. Masurkar, A. V., et al. Medial and lateral entorhinal cortex differentially excite deep versus superficial CA1 pyramidal neurons. Cell Reports. 18, 1-13 (2017).
  21. Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous, low frequency (∼2-3 Hz) field activity generated in rat ventral hippocampal slices perfused with normal medium. Brain Research Bulletin. 57, 187-193 (2002).
  22. Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous GABAA-dependent synchronous periodic activity in adult rat ventral hippocampal slices. Neuroscience Letters. 319, 17-20 (2002).
  23. Kubota, D., Colgin, L. L., Casale, M., Brucher, F. A., Lynch, G. Endogenous waves in hippocampal slices. Journal of Neurophysiology. 89, 81-89 (2003).
  24. Behrens, C. J., Van Den Boom, L. P., De Hoz, L., Friedman, A., Heinemann, U. Induction of sharp wave – complexes in vitro and reorganization of hippocampal networks. Nature Neuroscience. 8, 1560-1567 (2005).
  25. Kouvaros, S., Papatheodoropoulos, C. Prominent differences in sharp waves, ripples and complex spike bursts between the dorsal and the ventral rat hippocampus. Neuroscience. 352, 131-143 (2017).
  26. Strange, B. A., Witter, M. P., Lein, E. S., Moser, E. I. Functional organization of the hippocampal longitudinal axis. Nature Reviews Neuroscience. 15, 655-669 (2014).
  27. Patel, J., Fujisawa, S., Berényi, A., Royer, S., Buzsáki, G. Traveling Theta Waves along the Entire Septotemporal Axis of the Hippocampus. Neuron. 75, 410-417 (2012).
  28. Patel, J., Schomburg, E. W., Berényi, A., Fujisawa, S., Buzsáki, G. Local generation and propagation of ripples along the septotemporal axis of the hippocampus. Journal of Neuroscience. 33, 17029-17041 (2013).
  29. Fricke, R., Cowan, W. M. An autoradiographic study of the commissural and ipsilateral hippocampo-dentate projections in the adult rat. Journal of Comparative Neurology. 181, 253-269 (1978).
  30. Ishizuka, N. O. R., Weber, J., Amaral, D. G. Organization of intrahippocampal projections originating from CA3 pyramidal cells in the rat. The Journal of Comparative Neurology. 623, 580-623 (1990).
  31. Papatheodoropoulos, C. Electrophysiological evidence for long-axis intrinsic diversification of the hippocampus. Frontiers in Bioscience – Landmark. 23, 109-145 (2018).
  32. Gilbert, M., Racine, R. J., Smith, G. K. Epileptiform burst responses in ventral vs dorsal hippocampal slices. Brain Research. 361, 389-391 (1985).
  33. Papatheodoropoulos, C., Moschovos, C., Kostopoulos, G. Greater contribution of N-methyl-D-aspartic acid receptors in ventral compared to dorsal hippocampal slices in the expression and long-term maintenance of epileptiform activity. Neuroscience. 135, 765-779 (2005).
  34. Jones, R. S. G., Heinemann, U. Synaptic and intrinsic responses of medial entorhinal cortical cells in normal and magnesium-free medium in vitro. Journal of Neurophysiology. 59, (1988).
  35. Rafiq, A., Delorenzo, R. J., Coulter, D. A. Generation and propagation of epileptiform discharges in a combined entorhinal cortex / hippocampal slice. Journal of Neurophysiology. 70, 1962-1974 (1993).
  36. Stoop, R., Pralong, E. Functional connections and epileptic spread between hippocampus, entorhinal cortex and amygdala in a modified horizontal slice preparation of the rat brain. European Journal of Neuroscience. 12, 3651-3663 (2000).
  37. Roth, F. C., Beyer, K. M., Both, M., Draguhn, A., Egorov, A. V. Downstream effects of hippocampal sharp wave ripple oscillations on medial entorhinal cortex layer V neurons in vitro. Hippocampus. 26, 1493-1508 (2016).
  38. Bertsche, A., Bruehl, C., Pietz, J., Draguhn, A. Region- and pattern-specific effects of glutamate uptake blockers on epileptiform activity in rat brain slices. Epilepsy Research. 88, 118-126 (2010).
  39. Wu, C., Shen, H., Luk, W. P., Zhang, L. A fundamental oscillatory state of isolated rodent hippocampus. Journal of Physiology. 540, 509-527 (2002).
  40. Colgin, L. L., Jia, Y., Sabatier, J. M., Lynch, G. Blockade of NMDA receptors enhances spontaneous sharp waves in rat hippocampal slices. Neuroscience Letters. 385, 46-51 (2005).
  41. Ellender, T. J., Nissen, W., Colgin, L. L., Mann, E. O., Paulsen, O. Priming of hippocampal population bursts by individual perisomatic-targeting interneurons. The Journal of Neuroscience. 30, 5979-5991 (2010).
  42. Xiong, G., Metheny, H., Johnson, B. N., Cohen, A. S. A. Comparison of different slicing planes in preservation of major hippocampal pathway fibers in the mouse. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 1-17 (2017).
  43. Maier, N., Morris, G., Johenning, F. W., Schmitz, D. An approach for reliably investigating hippocampal sharp wave-ripples in vitro. PLoS One. 4, 6925 (2009).
  44. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. Journal of Neuroscience. 34, 11385-11398 (2014).
  45. McCloskey, D. P., Scharfman, H. E. Progressive, potassium-sensitive epileptiform activity in hippocampal area CA3 of pilocarpine-treated rats with recurrent seizures. Epilepsy Research. 97, 92-102 (2011).
  46. McMahon, L. L., Williams, J. H., Kauer, J. A. Functionally distinct groups of interneurons identified during rhythmic carbachol oscillations in hippocampus in vitro. Journal of Neuroscience. 18, 5640-5651 (1998).
  47. Pöschel, B., Heinemann, U., Draguhn, A. High frequency oscillations in the dentate gyrus of rat hippocampal slices induced by tetanic stimulation. Brain Research. 959, 320-327 (2003).
  48. Hájos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29, 319-327 (2009).
  49. Hájos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. Journal of Neuroscience Methods. 183, 107-113 (2009).
  50. Dengler, C. G., Yue, C., Takano, H., Coulter, D. A. Massively augmented hippocampal dentate granule cell activation accompanies epilepsy development. Nature Publishing Group. , 1-17 (2017).
  51. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N -methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. 132, 1-13 (2018).
  52. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Medical and Biological Engineering and Computing. 47, 131-141 (2009).
  53. Shi, W. X., Bunney, B. S. A small volume chamber for electrical recording from submerged brain slices and a pulse-free medium supply system using a peristalic pump. Journal of Neuroscience Methods. 35, 235-240 (1990).

Play Video

Cite This Article
Whitebirch, A. C. Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity. J. Vis. Exp. (162), e61704, doi:10.3791/61704 (2020).

View Video