حاد الدماغ الماوس تشريح للتحقيق عفوية نشاط شبكة فرس النهر
Summary
يصف هذا البروتوكول إعداد شرائح قشرة الأنف -entorhinal الأفقية (HEC) من الفئران التي تظهر نشاطًا عفويًا لموجة حادة. يتم احتضان الشرائح في غرفة احتجاز واجهة مبسطة ويتم تنفيذ التسجيلات في ظروف مغمورة مع السائل النخاعي الاصطناعي المتدفق بسرعة لتعزيز الأوكسجين الأنسجة والظهور التلقائي للنشاط على مستوى الشبكة.
Abstract
القوارض الحادة تشريح الدماغ يقدم نهجا تجريبيا يمكن الحصول على نظرة ثاقبة في تنظيم ووظيفة الدوائر العصبية مع دقة خلية واحدة باستخدام الفيزيولوجيا الكهربائية، والمجهر، والصيدلة. ومع ذلك ، فإن أحد الاعتبارات الرئيسية في تصميم التجارب في المختبر هو مدى استشرافات شريحة مختلفة من الأنماط الطبيعية للنشاط العصبي كما لوحظ في الجسم الحي. في الدماغ سليمة، شبكة فرس النهر يولد النشاط السكاني متزامنة للغاية تعكس الحالة السلوكية للحيوان، كما يتضح من مجمعات موجة حادة تموج (SWRs) التي تحدث أثناء الاستيقاظ الدول المستهلكة أو النوم غير REM. يمكن أن تظهر SWRs وغيرها من أشكال نشاط الشبكة بشكل عفوي في شرائح فرس النهر المعزولة في ظل الظروف المناسبة. من أجل تطبيق مجموعة أدوات شريحة الدماغ القوية للتحقيق في نشاط شبكة فرس النهر ، من الضروري استخدام نهج يحسن صحة الأنسجة والحفاظ على الاتصال الوظيفي داخل شبكة فرس النهر. يتم ذبذبة الفئران عبر القلب مع السائل النخاعي الاصطناعي البارد القائم على السكروز. يتم قطع الشرائح الأفقية التي تحتوي على قرن آمون بسمك 450 ميكرومتر للحفاظ على الاتصال المتشابك. تسترد الشرائح في غرفة على غرار الواجهة ويتم نقلها إلى غرفة مغمورة للتسجيلات. تم تصميم غرفة التسجيل للضخ السطحي المزدوج للسائل النخاعي الاصطناعي بمعدل تدفق مرتفع لتحسين أكسجة الشريحة. هذا البروتوكول ينتج أنسجة صحية مناسبة للتحقيق في نشاط الشبكة المعقد والعفوي في المختبر.
Introduction
القياس الكهربائي من شرائح فرس النهر الحية في المختبر هو نهج تجريبي قوي مع العديد من المزايا. يمكن للمجرب استخدام المجهر ، micromanipulators ، ونظام تسجيل لتصور مباشرة وجمع القياسات من الخلايا العصبية الفردية في الأنسجة. شرائح الأنسجة هي أيضا في متناول جدا للتجارب الضوئية أو المخدرات أو تسليم للتجارب optogenetic، كيموجينيك، أو الدوائية.
شبكة فرس النهر يولد النشاط السكاني متزامن للغاية في الجسم الحي، مرئية كما التذبذبات في المجال المحلي خارج الخلية المحتملة1،2،3،4،5. وقد تم الاستفادة من أساليب شريحة الدماغ للحصول على نظرة ثاقبة في الآليات الخلوية والدوائر الكامنة في هذه التذبذبات شبكة الخلايا العصبية. العمل التأسيسي من ماير وآخرون أظهرت أن مجمعات موجة حادة تموج (SWRs) يمكن أن تظهر تلقائيا في شرائح من الحصين البطني6,7. وقد أوضحت الدراسات اللاحقة من العديد من المحققين تدريجيا العديد من جوانب SWRs، بما في ذلك دور neuromodulators في تنظيم حالة شبكة قرن آمون8،9،10 والآليات متشابك التي تدفع إعادة تنشيط في المختبر من الفرق العصبية النشطة سابقا خلال السلوك في الجسم الحي11. كما وفرت تجارب شريحة الدماغ نظرة ثاقبة في تذبذب نطاق جاما (30-100 هرتز)، وهي حالة شبكة فرس النهر متميزة يعتقد أنها تدعم ترميز الذاكرة واستدعاء12،13. وأخيرا، الاعتراف بالدور المركزي لحصان القرن والهياكل المرتبطة بها في الفيزيولوجيا المرضية للصرع الفص الصدغي14،15، وقد استخدم الباحثون الاستعدادات شريحة قرن آمون للتحقيق في توليد وانتشار نشاط الصرع. أثبت كارتر وآخرون أن شرائح قشرة الأنف المدمجة المعدة من الحيوانات المصابة بالصرع المزمن يمكن أن تولد تلقائياً إفرازات الصرع في المختبر16. في وقت لاحق، Karlócai وآخرون استكشاف الآليات الكامنة الكامنة في إفرازات الصرع في شرائح فرس النهر باستخدام السائل النخاعي الاصطناعي المعدل (ACSF) مع تركيزات أيونة معدلة (مخفضة Mg2+ أو مرتفعة K+) أو الأدوية المضافة (4AP أو gabazine)17.
وقد طور المحققون العديد من نهج شريحة قرن آمون التي تختلف بطرق رئيسية: (1) منطقة الحصين الواردة في الشريحة (الظهرية، وسيطة، أو فينتيال)؛ (1) منطقة الحصين الموجود في شريحة فرسان( (2) وجود أو عدم وجود أنسجة خارج المخيمات مثل قشرة الأنف؛ (3) التوجه المستخدم لقطع شرائح (إكلية، القوس، الأفقي، أو مائل)؛ و (4) الظروف التي يتم الحفاظ على الأنسجة بعد التقطيع (مغمورة بالكامل في ACSF أو عقدت في واجهة ACSF ورطوبة، وcarogen الغنية الهواء).
اختيار أي نهج تشريح للاستخدام ينبغي أن يحددها الهدف التجريبي. على سبيل المثال، تم استخدام شرائح عرضية أو إكليلية من الحصين الظهري الحفاظ على الظروف المغمورة بشكل فعال جدا للتحقيق في الدوائر داخل الحمل واللدونة متشابك18،19،20. ومع ذلك، فإن مثل هذه الاستعدادات لا تولد تلقائيا التذبذبات الشبكة بسهولة كما شرائح من الحصين البطني21،22،23. على الرغم من أن حالة من نشاط SWR المستمر يمكن أن يكون سببها التحفيز tetanic في شرائح عرضية من الحصين الظهري والبينتال24, ويلاحظ أكثر SWRs عفوية بسهولة في شرائح بطنية7,25.
ويدعم التمييز الفسيولوجية والتشريحية المتأصلة بين الحصين الظهري وقنين البطني من خلال الدراسات التي أجريت في كل من الجسم الحي وفي المختبر26. وكشفت التسجيلات في الفئران إيقاعات ثيتا متماسكة بقوة في جميع أنحاء الحصين الظهري والمتوسط، ومع ذلك ضعف التماسك بين منطقة البطن وبقية الحصين27. SWRs في الجسم الحي تنتشر بسهولة بين الحصين الظهري والمتوسط، في حين SWRs التي تنشأ في الحصين البطني غالبا ما تبقى المحلية28. الإسقاطات الجمعياتية التي تنشأ من الخلايا العصبية الهرمية CA3 التي توجد في مشروع الحصين الظهري والمتوسط مسافات طويلة على طول المحور الطولي من الحصين. CA3 التوقعات التي تنشأ من المناطق فينترال لا تزال محلية نسبيا، وبالتالي أقل احتمالا أن تكون مقطوعة خلال عملية تشريح29،30. لذلك، قد تحافظ شرائح البطينال على الشبكة المتكررة اللازمة لتوليد تزامن السكان. قد يعكس ميل شرائح البطن لتوليد أنشطة الشبكة العفوية في المختبر أيضًا إثارة جوهرية أعلى للخلايا العصبية الهرمية أو تثبيط GABAergic الأضعف في الحصين البطني مقارنة بالمناطق الظهرية31. في الواقع، شرائح فرس النهر البطني هي أكثر عرضة لنشاط الصرع32،33. وهكذا، استخدمت العديد من الدراسات الفيزيولوجية العفوية8،9،11،24 أو المرضية16،34،35،36 تذبذب شبكة تقليديا نهج التقطيع الأفقي ، وأحيانا مع زاوية طفيفة في اتجاه الأمامية القذال ، والتي تنتج شرائح الأنسجة موازية للطائرة عرضية من الحصين البطني.
يتأثر اتصال الشبكة بشكل لا مفر منه من قبل إجراء التقطيع حيث سيتم قطع العديد من الخلايا في الشريحة. وينبغي النظر في زاوية وسمك شريحة والأنسجة التي تحتفظ بها في إعداد لتحسين الاتصال في دوائر الاهتمام. وقد استخدمت العديد من الدراسات الأفقية مجتمعة شرائح قشرة entorhinal فرس النهر (HEC) لاستكشاف التفاعلات بين الهيكلين في سياق التذبذبات الفسيولوجية أو المرضية الشبكة. روث وآخرون تنفيذ تسجيلات مزدوجة من ca1 subfield من الحصين وطبقة V من القشرة entorhinal وسيط لإثبات انتشار نشاط SWR من خلال شريحة HEC37. وقد استخدمت العديد من الدراسات من النشاط الصرع إعداد شريحة HEC للتحقيق في كيفية انتشار إفرازات الصرع من خلال شبكة كورتيكوهيبابوكامبال16,35,36,38. من المهم أن نلاحظ أن الحفاظ على حلقة الكورتيكوهيبابوكامبال سليمة ليست شرطا مسبقا لSWRs عفوية, إفرازات الصرع, أو ذبذبات غاما; يمكن أن تنشأ التذبذبات الشبكية في شرائح عرضية من الحصين الظهري أو البطني مع عدم وجود أنسجة باراهيبابوكامبي المرفقة21،22،23، 25،39،40،41. وهناك عامل أكثر أهمية لتوليد التلقائية من التذبذبات الشبكة في شرائح فرس النهر قد يكون سمك كل شريحة، كما شريحة سمكا (400-550 μm) سوف تحافظ على المزيد من الاتصال في CA2/CA3 شبكة متكررة21،22،25.
على الرغم من أن شرائح هيك الأفقي الزاوية (قطع مع ما يقرب من 12 درجة زاوية في اتجاه الأمامية القذالي) وقد استخدمت لدراسة الاتصال الوظيفي من حلقة كورتيكوهيبابوكامبال11,16,34,35,42, لا يلزم مثل هذه الاستعدادات الزاوية لنشاط شبكة عفوية43,44,45. ومع ذلك ، فإن استخدام طائرة تشريح الزاوية لا يسمح للمحقق لجعل انتقائي شرائح تحافظ على أفضل شكل من الأشكال على lamellae عرضية المنحى من قرن آمون البطني أو المتوسط ، اعتمادا على ما إذا كان يتم تطبيق زاوية نزولية أو تصاعدية(الشكل 1). هذا النهج هو مشابه من الناحية المفاهيمية لتلك التي يستخدمها Papatheodoropoulos وآخرون، 2002، الذين تشريح كل قرن آمون الحرة ثم استخدم مروحية الأنسجة لإنشاء شرائح عرضية على طول المحور البطني الظهري بأكمله21. في ضوء التمييز الوظيفي المذكور أعلاه بين قرن آمون البطني والحصن الظهري الوسيط، ينبغي للمحققين النظر في الأصل التشريحي للشرائح عند تصميم التجارب أو تفسير النتائج. استخدام منحدر أجار أثناء إجراء تشريح هو وسيلة بسيطة لإنتاج شرائح بشكل تفضيلي من إما قرن آمين المتوسطة أو البطنية.
يمكن الحفاظ على شرائح فرس النهر إما في غرفة مغمورة (مع الأنسجة مغمورة بالكامل في ACSF) ، أو غرفة على غرار الواجهة (مثل غرفة أوسلو أو هاس ، مع شرائح مغطاة فقط بغشاء رفيع من الوسائط المتدفقة). صيانة واجهة يعزز الأوكسجين من الأنسجة, الذي يعزز بقاء الخلايا العصبية ويسمح لمستويات عالية مستدامة من النشاط interneuronal. تقليدياً، تستخدم ظروف التسجيل المغمورة معدل تدفق أبطأ ACSF لا يوفر الأكسجين الكافي للأنسجة للتعبير المستقر عن التذبذبات على مستوى الشبكة. في فرس النهر المغمورة شرائح تذبذبات غاما الناجمة عن carbachol لوحظ فقط عابرة46،47، في حين أنها يمكن أن تكون ثابت في غرف تسجيل واجهة10،48،49. على هذا النحو، وقد اعتمدت العديد من الدراسات من النشاط العفوي المعقدة في المختبر على غرف تسجيل واجهة للتحقيق في مجمعات موجة حادة تموج6،7،8،9،10،25،37، ذبذبات غاما10،13، والنشاط الصرع16،38،45،47.
في غرفة تسجيل على غرار مغمورة، يمكن استخدام هدف المجهر الغمر لتصور الخلايا الفردية واستهداف انتقائي الخلايا صحية المظهر للتسجيلات. كما يسمح الإعداد المغمور بالسيطرة الدقيقة على الوسط الخلوي ، حيث يسهل الغمر الانتشار السريع للأدوية أو المركبات الأخرى في الأنسجة. وهكذا، فإن أي منهجية معدلة يتم فيها الحفاظ على التذبذبات الشبكية المستقرة في ظروف مغمورة تمثل نهجاً تجريبياً قوياً. ويتمثل هذا النهج في عمل Hájos وآخرون، حيث تسترد شرائح فرس النهر في غرفة احتجاز مبسطة على غرار الواجهة لعدة ساعات قبل نقلها إلى غرفة تسجيل مغمورة معدلة مع معدل تدفق مرتفع من ACSF (~6 مل/دقيقة) لتعزيز إمدادات الأكسجين إلى الأنسجة12،48،49. وفي ظل هذه الظروف، يمكن الحفاظ على مستويات عالية من نشاط التورين الداخلي والتذبذبات الشبكية التلقائية المستقرة في غرفة تسجيل مغمورة. هذا النهج المعدل يسمح للمحققين لأداء بصريا تسترشد كامل خلية التصحيح التسجيلات المشبك وتوصيف مساهمة أنواع الخلايا التي تم تحديدها شكليا لذبذبات غاما الناجمة عن كارباكول12. يمكن أن تحدث SWRs أيضا بشكل عفوي في شرائح فرس النهر المغمورة مع معدل تدفق سريع من ACSF11،48،49. ماير وآخرون أظهرت أن شرائح فرس النهر التي تعافت في غرفة واجهة قبل نقلها إلى غرفة تسجيل مغمورة أظهرت بشكل موثوق SWRs عفوية، في حين أن الشرائح التي تعافت غارقة في beaker قبل نقلها إلى غرفة تسجيل مغمورة أظهرت استجابات ميدانية أصغر، ومستويات أقل من التيارات متشابك عفوية، ونادرا جدا جدا أظهرت SWRs عفوية43. استخدم Schlingloff وآخرون هذه المنهجية المحسنة لإثبات دور خلايا السلة التي تعبر عن البارفالومين في توليد SWRsالتلقائي 44.
البروتوكول التالي يقدم طريقة تشريح من خلالها الخلايا العصبية النشطة تلقائيا في شرائح فرس النهر الأفقي يمكن استردادها في ظل ظروف واجهة والاحتفاظ بها في وقت لاحق في غرفة تسجيل مغمورة مناسبة للتلاعب الدوائية أو optogenetic والتسجيلات الموجهة بصريا.
Protocol
Representative Results
Discussion
هناك عدة خطوات في هذا البروتوكول تشريح مصممة لتعزيز صحة الأنسجة وتفضل ظهور النشاط التلقائي الشبكة الطبيعية: الماوس هو transcardially مع محلول قطع السكروز المبردة; يتم قطع شرائح قشرة الأنف الأفقي (HEC) بسمك 450 ميكرومتر من الحصين المتوسط أو البطني؛ شرائح استرداد في واجهة ACSF الدافئة ورطوبة، والكربون …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
ويود صاحب البلاغ أن يشكر ستيف سيغلباوم على دعمه. يتم توفير التمويل من قبل 5R01NS106983-02 وكذلك 1 F31 NS113466-01.
Materials
| 3D printer | Lulzbot | LulzBot TAZ 6 | |
| Acute brain slice incubation holder | NIH 3D Print Exchange | 3DPX-001623 | Designed by ChiaMing Lee, available at https://3dprint.nih.gov/discover/3dpx-001623 |
| Adenosine 5′-triphosphate magnesium salt | Sigma Aldrich | A9187-500MG | |
| Ag-Cl ground pellets | Warner | 64-1309, (E205) | |
| agar | Becton, Dickinson | 214530-500g | |
| ascorbic acid | Alfa Aesar | 36237 | |
| beaker (250 mL) | Kimax | 14000-250 | |
| beaker (400 mL) | Kimax | 14000-400 | |
| biocytin | Sigma Aldrich | B4261 | |
| blender | Oster | BRLY07-B00-NP0 | |
| Bonn scissors, small | becton, Dickinson | 14184-09 | |
| borosilicate glass capillaries with filament (O.D. 1.5 mm, I.D. 0.86 mm, length 10 cm) | Sutter Instruments | BF150-86-10HP | Fire polished capillaries are preferable. |
| calcium chloride solution (1 M) | G-Biosciences | R040 | |
| camera | Olympus | OLY-150 | |
| compressed carbogen gas (95% oxygen / 5% carbon dioxide) | Airgas | X02OX95C2003102 | |
| compressed oxygen | Airgas | OX 200 | |
| constant voltage isolated stimulator | Digitimer Ltd. | DS2A-Mk.II | |
| coverslips (22×50 mm) | VWR | 16004-314 | |
| cyanoacrylate adhesive | Krazy Glue | KG925 | Ideally use the brush-on form for precision |
| data acquisition software | Axograph | N/A | Any equivalent software (e.g. pClamp) would work. |
| Dell Precision T1500 Tower Workstation Desktop | Dell | N/A | Catalog number will depend on specific computer – any computer will work as long as it can run electrophysiology acquisition software. |
| Digidata 1440A | Molecular Devices | 1-2950-0367 | |
| digital timer | VWR | 62344-641 | 4-channel Traceable timer |
| disposable absorbant pads | VWR | 56616-018 | |
| dissector scissors | Fine Science Tools | 14082-09 | |
| double-edge razor blades | Personna | BP9020 | |
| dual automatic temperature controller | Warner Instrument Corporation | TC-344B | |
| dual-surface or laminar-flow optimized recording chamber | N/A | N/A | The chamber presented in this protocol is custom made. A commercial equivalent would be the RC-27L from Warner Instruments. |
| equipment rack | Automate Scientific | FR-EQ70" | A rack is not strictly necessary but useful for organizing electrophysiology |
| Ethylene glycol-bis(2-aminoethyiether)- N,N,N',N'-teetraacetic acid (EGTA) | Sigma Aldrich | 324626-25GM | |
| filter paper | Whatman | 1004 070 | |
| fine scale | Mettler Toledo | XS204DR | |
| Flaming/Brown micropipette puller | Sutter Instruments | P-97 | |
| glass petri dish (100 x 15 mm) | Corning | 3160-101 | |
| glucose | Fisher Scientific | D16-1 | |
| Guanosine 5′-triphosphate sodium salt hydrate | Sigma Aldrich | G8877-250MG | |
| ice buckets | Sigma Aldrich | BAM168072002-1EA | |
| isoflurane vaporizer | General Anesthetic Services | Tec 3 | |
| lab tape | Fisher Scientific | 15-901-10R | |
| lens paper | Fisher Scientific | 11-996 | |
| light source | Olympus | TH4-100 | |
| magnesium chloride solution (1 M) | Quality Biological | 351-033-721EA | |
| magnetic stir bars | Fisher Scientific | 14-513-56 | Catalog number will be dependent on the size of the stir bar. |
| micromanipulator | Luigs & Neumann | SM-5 | |
| micromanipulator (manual) | Scientifica | LBM-2000-00 | |
| microscope | Olympus | BX51WI | |
| microspatula | Fine Science Tools | 10089-11 | |
| monitor | Dell | 2007FPb | |
| MultiClamp 700B Microelectrode Amplifier | Molecular Devices | MULTICLAMP 700B | The MultiClamp 700B should include headstages, pipette holders, and a model cell. |
| N-(2-Hydroxyethyl)piperazine-N′-(2-ethanesulfonic acid), (HEPES) | Sigma Aldrich | H3375-25G | |
| needle (20 gauge, 1.5 in length) | Becton, Dickinson | 305176 | |
| nylon filament | YLI Wonder Invisible Thread | 212-15-004 | size 0.004. This cat. # is from Amazon.com |
| nylon mesh | Warner Instruments Corporation | 64-0198 | |
| perstaltic pump | Harvard Apparatus | 70-2027 | |
| Phosphocreatine di(tris) salt | Sigma Aldrich | P1937-1G | |
| pipette holders | Molecular Devices | 1-HL-U | |
| platinum wire | World Precision | PT0203 | |
| polylactic acid (PLA) filament | Ultimaker | RAL 9010 | |
| potassium chloride | Sigma Aldrich | P3911-500G | |
| potassium gluconate | Sigma Aldrich | 1550001-200MG | |
| potassium hydroxide | Sigma Aldrich | 60377-1KG | |
| razor blades | VWR | 55411-050 | |
| roller clamp | World Precision Instruments | 14041 | |
| scale | Mettler Toledo | PM2000 | |
| scalpel handle | Fine Science Tools | 10004-13 | |
| slice harp | Warner | SHD-26GH/2 | |
| sodium bicarbonate | Fisher Chemical | S233-500 | |
| sodium chloride | Sigma Aldrich | S9888-1KG | |
| sodium phosphate monobasic anhydrous | Fisher Chemical | S369-500 | |
| sodium pyruvate | Fisher Chemical | BP356-100 | |
| spatula | VWR | 82027-520 | |
| spatula/spoon, large | VWR | 470149-442 | |
| sterile scalpel blades | Feather | 72044-10 | |
| stirrer / hot plate | Corning | 6795-220 | |
| stopcock valves, 1-way | World Precision Instruments | 14054 | |
| stopcock valves, 3-way | World Precision Instruments | 14036 | |
| sucrose | Acros Organics | AC177142500 | |
| support for swivel clamps | Fisher Scientific | 14-679Q | |
| surgical scissors, sharp/blunt | Fine Science Tools | 14001-12 | |
| syringe (1 mL) | Becton, Dickinson | 309659 | |
| syringe (60 mL with Luer-Lok tip) | Becton, Dickinson | 309653 | |
| three-pronged clamp | Fisher Scientific | 05-769-8Q | |
| tissue forceps, large | Fine Science Tools | 11021-15 | |
| tissue forceps, small | Fine Science Tools | 11023-10 | |
| transfer pipettes | Fisher Scientific | 13-711-7M | |
| tubing | Tygon | E-3603 | ID 1/16 inch, OD 3/16 inch |
| tubing | Tygon | R-3603 | ID 1/8 inch, OD 1/4 inch |
| vacuum grease | Dow Corning | 14-635-5D | |
| vibrating blade microtome | Leica | VT 1200S | |
| vibration-dampening table with faraday cage | Micro-G / TMC-ametek | 2536-516-4-30PE | |
| volumetric flask (1 L) | Kimax | KIM-28014-1000 | |
| volumetric flask (2 L) | PYREX | 65640-2000 | |
| warm water bath | VWR | 1209 |
References
- Buzsáki, G., Lai-Wo, S., Vanderwolf, C. H. Cellular bases of hippocampal EEG in the behaving rat. Brain Research Reviews. 6, 139-171 (1983).
- Buzsáki, G. Hippocampal sharp waves: Their origin and significance. Brain Research. 398, 242-253 (1986).
- Buzsáki, G., Horváth, Z., Urioste, R., Hetke, J., Wise, K. High-frequency network oscillation in the hippocampus. Science. 256, 1025-1027 (1992).
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
- Buzsáki, G. Hippocampal sharp wave-ripple: A cognitive biomarker for episodic memory and planning. Hippocampus. 25, 1073 (2015).
- Maier, N., et al. Reduction of high-frequency network oscillations (ripples) and pathological network discharges in hippocampal slices from connexin 36-deficient mice. Journal of Physiology. 541, 521-528 (2002).
- Maier, N., Nimmrich, V., Draguhn, A. Cellular and network mechanisms underlying spontaneous sharp wave-ripple complexes in mouse hippocampal slices. Journal of Physiology. 550, 873-887 (2003).
- ul Haq, R., et al. Adrenergic modulation of sharp wave-ripple activity in rat hippocampal slices. Hippocampus. 22, 516-533 (2012).
- ul Haq, R., et al. Serotonin dependent masking of hippocampal sharp wave ripples. Neuropharmacology. 101, 188-203 (2016).
- Maier, P., Kaiser, M. E., Grinevich, V., Draguhn, A., Both, M. Differential effects of oxytocin on mouse hippocampal oscillations in vitro. European Journal of Neuroscience. 44, 2885-2898 (2016).
- Mizunuma, M., et al. Unbalanced excitability underlies offline reactivation of behaviorally activated neurons. Nature Neuroscience. 17, 503-505 (2014).
- Hájos, N., et al. Spike timing of distinct types of GABAergic interneuron during hippocampal gamma oscillations in vitro. Journal of Neuroscience. 24, 9127-9137 (2004).
- Geschwill, P., et al. Synchronicity of excitatory inputs drives hippocampal networks to distinct oscillatory patterns. Hippocampus. , (2020).
- Rutecki, P. A., Grossmann, R. G., Armstrong, D., Irish-Loewen, S. Electrophysiological connections between the hippocampus and entorhinal cortex in patients with complex partial seizures. Journal of Neurosurgery. 70, 667-675 (1989).
- Lothman, E. W., Bertram, E. H., Stringer, J. L. Functional anatomy of hippocampal seizures. Progress in Neurobiology. 37, 1-82 (1991).
- Carter, D. S., Deshpande, L. S., Rafiq, A., Sombati, S., Delorenzo, R. J. Characterization of spontaneous recurrent epileptiform discharges in hippocampal – cortical slices prepared from chronic epileptic animals. Seizure: European Journal of Epilepsy. 20, 218-224 (2011).
- Karlócai, M. R., et al. Physiological sharp wave-ripples and interictal events in vitro: What’s the difference. Brain. 137, 463-485 (2014).
- Leroy, F., et al. Input-timing-dependent plasticity in the hippocampal CA2 region and its potential role in social memory. Neuron. 95, 1089-1102 (2017).
- Sun, Q., et al. Proximodistal heterogeneity of hippocampal CA3 pyramidal neuron intrinsic properties, connectivity, and reactivation during memory recall. Neuron. 95, 656-672 (2017).
- Masurkar, A. V., et al. Medial and lateral entorhinal cortex differentially excite deep versus superficial CA1 pyramidal neurons. Cell Reports. 18, 1-13 (2017).
- Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous, low frequency (∼2-3 Hz) field activity generated in rat ventral hippocampal slices perfused with normal medium. Brain Research Bulletin. 57, 187-193 (2002).
- Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous GABAA-dependent synchronous periodic activity in adult rat ventral hippocampal slices. Neuroscience Letters. 319, 17-20 (2002).
- Kubota, D., Colgin, L. L., Casale, M., Brucher, F. A., Lynch, G. Endogenous waves in hippocampal slices. Journal of Neurophysiology. 89, 81-89 (2003).
- Behrens, C. J., Van Den Boom, L. P., De Hoz, L., Friedman, A., Heinemann, U. Induction of sharp wave – complexes in vitro and reorganization of hippocampal networks. Nature Neuroscience. 8, 1560-1567 (2005).
- Kouvaros, S., Papatheodoropoulos, C. Prominent differences in sharp waves, ripples and complex spike bursts between the dorsal and the ventral rat hippocampus. Neuroscience. 352, 131-143 (2017).
- Strange, B. A., Witter, M. P., Lein, E. S., Moser, E. I. Functional organization of the hippocampal longitudinal axis. Nature Reviews Neuroscience. 15, 655-669 (2014).
- Patel, J., Fujisawa, S., Berényi, A., Royer, S., Buzsáki, G. Traveling Theta Waves along the Entire Septotemporal Axis of the Hippocampus. Neuron. 75, 410-417 (2012).
- Patel, J., Schomburg, E. W., Berényi, A., Fujisawa, S., Buzsáki, G. Local generation and propagation of ripples along the septotemporal axis of the hippocampus. Journal of Neuroscience. 33, 17029-17041 (2013).
- Fricke, R., Cowan, W. M. An autoradiographic study of the commissural and ipsilateral hippocampo-dentate projections in the adult rat. Journal of Comparative Neurology. 181, 253-269 (1978).
- Ishizuka, N. O. R., Weber, J., Amaral, D. G. Organization of intrahippocampal projections originating from CA3 pyramidal cells in the rat. The Journal of Comparative Neurology. 623, 580-623 (1990).
- Papatheodoropoulos, C. Electrophysiological evidence for long-axis intrinsic diversification of the hippocampus. Frontiers in Bioscience – Landmark. 23, 109-145 (2018).
- Gilbert, M., Racine, R. J., Smith, G. K. Epileptiform burst responses in ventral vs dorsal hippocampal slices. Brain Research. 361, 389-391 (1985).
- Papatheodoropoulos, C., Moschovos, C., Kostopoulos, G. Greater contribution of N-methyl-D-aspartic acid receptors in ventral compared to dorsal hippocampal slices in the expression and long-term maintenance of epileptiform activity. Neuroscience. 135, 765-779 (2005).
- Jones, R. S. G., Heinemann, U. Synaptic and intrinsic responses of medial entorhinal cortical cells in normal and magnesium-free medium in vitro. Journal of Neurophysiology. 59, (1988).
- Rafiq, A., Delorenzo, R. J., Coulter, D. A. Generation and propagation of epileptiform discharges in a combined entorhinal cortex / hippocampal slice. Journal of Neurophysiology. 70, 1962-1974 (1993).
- Stoop, R., Pralong, E. Functional connections and epileptic spread between hippocampus, entorhinal cortex and amygdala in a modified horizontal slice preparation of the rat brain. European Journal of Neuroscience. 12, 3651-3663 (2000).
- Roth, F. C., Beyer, K. M., Both, M., Draguhn, A., Egorov, A. V. Downstream effects of hippocampal sharp wave ripple oscillations on medial entorhinal cortex layer V neurons in vitro. Hippocampus. 26, 1493-1508 (2016).
- Bertsche, A., Bruehl, C., Pietz, J., Draguhn, A. Region- and pattern-specific effects of glutamate uptake blockers on epileptiform activity in rat brain slices. Epilepsy Research. 88, 118-126 (2010).
- Wu, C., Shen, H., Luk, W. P., Zhang, L. A fundamental oscillatory state of isolated rodent hippocampus. Journal of Physiology. 540, 509-527 (2002).
- Colgin, L. L., Jia, Y., Sabatier, J. M., Lynch, G. Blockade of NMDA receptors enhances spontaneous sharp waves in rat hippocampal slices. Neuroscience Letters. 385, 46-51 (2005).
- Ellender, T. J., Nissen, W., Colgin, L. L., Mann, E. O., Paulsen, O. Priming of hippocampal population bursts by individual perisomatic-targeting interneurons. The Journal of Neuroscience. 30, 5979-5991 (2010).
- Xiong, G., Metheny, H., Johnson, B. N., Cohen, A. S. A. Comparison of different slicing planes in preservation of major hippocampal pathway fibers in the mouse. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 1-17 (2017).
- Maier, N., Morris, G., Johenning, F. W., Schmitz, D. An approach for reliably investigating hippocampal sharp wave-ripples in vitro. PLoS One. 4, 6925 (2009).
- Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. Journal of Neuroscience. 34, 11385-11398 (2014).
- McCloskey, D. P., Scharfman, H. E. Progressive, potassium-sensitive epileptiform activity in hippocampal area CA3 of pilocarpine-treated rats with recurrent seizures. Epilepsy Research. 97, 92-102 (2011).
- McMahon, L. L., Williams, J. H., Kauer, J. A. Functionally distinct groups of interneurons identified during rhythmic carbachol oscillations in hippocampus in vitro. Journal of Neuroscience. 18, 5640-5651 (1998).
- Pöschel, B., Heinemann, U., Draguhn, A. High frequency oscillations in the dentate gyrus of rat hippocampal slices induced by tetanic stimulation. Brain Research. 959, 320-327 (2003).
- Hájos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29, 319-327 (2009).
- Hájos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. Journal of Neuroscience Methods. 183, 107-113 (2009).
- Dengler, C. G., Yue, C., Takano, H., Coulter, D. A. Massively augmented hippocampal dentate granule cell activation accompanies epilepsy development. Nature Publishing Group. , 1-17 (2017).
- Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N -methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. 132, 1-13 (2018).
- Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Medical and Biological Engineering and Computing. 47, 131-141 (2009).
- Shi, W. X., Bunney, B. S. A small volume chamber for electrical recording from submerged brain slices and a pulse-free medium supply system using a peristalic pump. Journal of Neuroscience Methods. 35, 235-240 (1990).
