Summary

Akut Musehjerne udskæring for at undersøge spontan hippocampal netværksaktivitet

Published: August 28, 2020
doi:

Summary

Denne protokol beskriver forberedelsen af vandrette hippocampal-entorhinal cortex (HEC) skiver fra mus, der udviser spontan skarpbølge krusningsaktivitet. Skiver inkuberes i et forenklet grænsefladeholderkammer, og optagelser udføres under neddykkede forhold med hurtigtflydende kunstig cerebrospinalvæske for at fremme iltning af væv og spontan fremkomst af aktivitet på netværksniveau.

Abstract

Akut gnaver hjerne udskæring tilbyder en tractable eksperimentel tilgang til at få indsigt i organiseringen og funktionen af neurale kredsløb med enkelt-celle opløsning ved hjælp af elektrofysiologi, mikroskopi, og farmakologi. En vigtig overvejelse i udformningen af in vitro-eksperimenter er imidlertid, i hvilket omfang forskellige skivepræparater sammenfatter naturalistiske mønstre af neural aktivitet som observeret in vivo. I den intakte hjerne genererer hippocampalnetværket stærkt synkroniseret befolkningsaktivitet, der afspejler dyrets adfærdsmæssige tilstand, som eksemplificeret ved de skarpe bølge krusningskomplekser (SWR’er), der opstår under vågne fuldbyrdelsestilstande eller ikke-REM-søvn. Stålwirer og andre former for netværksaktivitet kan opstå spontant i isolerede hippocampale skiver under passende forhold. For at anvende den kraftfulde hjerneskiveværktøjssæt til undersøgelse af hippocampal netværksaktivitet er det nødvendigt at bruge en tilgang, der optimerer vævssundheden og bevarelsen af funktionel forbindelse inden for hippocampalnetværket. Mus er transcardially perfunderes med kold saccharose-baserede kunstige cerebrospinalvæske. Vandrette skiver, der indeholder hippocampus, skæres i en tykkelse på 450 μm for at bevare synaptisk forbindelse. Skiver inddrive i en grænseflade-stil kammer og overføres til en nedsænket kammer til optagelser. Optagelseskammeret er designet til dobbelt overflade superfusion af kunstig cerebrospinalvæske ved en høj strømningshastighed for at forbedre iltningen af skiven. Denne protokol giver sundt væv egnet til undersøgelse af komplekse og spontane netværk aktivitet in vitro.

Introduction

Elektrofysiologiske målinger fra levende hippocampale skiver in vitro er en kraftfuld eksperimentel tilgang med mange fordele. Eksperimentatoren kan bruge et mikroskop, mikromanipulatorer og et optagelsessystem til direkte at visualisere og indsamle målinger fra individuelle neuroner i vævet. Vævsskiver er også meget tilgængelige for fototimulation eller lægemiddellevering til optogenetiske, kemogenetiske eller farmakologiske eksperimenter.

Hippocampal-netværket genererer meget synkron befolkningsaktivitet in vivo, synlig som svingninger i det ekstracellulære lokale feltpotentiale1,2,3,4,5. Brain slice metoder er blevet udnyttet til at få indsigt i de cellulære og kredsløb mekanismer, der ligger til grund for disse neuronale netværk svingninger. Foundational arbejde fra Maier et al. viste, at skarpe bølge-krusning komplekser (SWRs) kan opstå spontant i skiver af ventral hippocampus6,7. Efterfølgende undersøgelser fra flere efterforskere har gradvist belyst mange aspekter af stålwirer, herunder neuromodulatorernes rolle i reguleringen af hippocampus 8 ,9,10 og de synaptiske mekanismer, der driver in vitro-reaktivering af neuronale ensembler, der tidligere var aktive under adfærd in vivo11. Brain slice eksperimenter har også givet indsigt i gamma rækkevidde svingning (30-100 Hz), en særskilt hippocampal netværk tilstand menes at støtte hukommelse kodning og huske12,13. Endelig anerkender den centrale rolle hippocampus og tilknyttede strukturer i patofysiologien af temporal lobe epilepsi14,15, forskere har brugt hippocampale skivepræparater til at undersøge generering og formering af epileptiform aktivitet. Carter et al. påviste, at kombinerede hippocampal-entorhinal cortex skiver fremstillet af kronisk epileptiske dyr spontant kan generere epileptiform udledninger in vitro16. Efterfølgende undersøgte Karlócai et al. de mekanismer, der ligger til grund for epileptiformudladninger i hippocampale skiver ved hjælp af modificeret kunstig cerebrospinalvæske (ACSF) med ændrede ionkoncentrationer (reduceret Mg2+ eller forhøjet K+) eller tilsat stoffer (4AP eller gabazin)17.

Efterforskere har udviklet adskillige hippocampale skive tilgange, der adskiller sig på centrale måder: (1) regionen hippocampus indeholdt i skiven (dorsal, mellemliggende eller ventral); 2) tilstedeværelsen eller fraværet af ekstrahippocampal væv såsom entorhinal cortex; (3) den orientering, der anvendes til at skære skiver (koronar, sagittal, vandret eller skrå) og (4) de forhold, hvorunder vævet holdes efter udskæring (nedsænket fuldt ud i ACSF eller holdes ved grænsefladen mellem ACSF og befugtet, carbogen-rig luft).

Valget af, hvilken udskæringsmetode der skal anvendes, bør bestemmes af forsøgsmålsætningen. For eksempel, tværgående eller koronar skiver af dorsale hippocampus opretholdes under neddykkede forhold er blevet brugt meget effektivt til undersøgelse af intrahippocampal kredsløb og synaptisk plasticitet18,19,20. Sådanne præparater genererer dog ikke spontant netværkssvingninger så let som skiver fra ventral hippocampus21,22,23. Selv om en tilstand af vedvarende SWR-aktivitet kan fremkaldes ved stivkrampe stimulation i tværgående skiver fra den dorsale og ventrale hippocampus24, observeres spontane stålwirer lettere i ventralskiver7,25.

En iboende fysiologisk og anatomisk skelnen mellem den dorsale og ventral hippocampus understøttes af undersøgelser udført både in vivo og in vitro26. Optagelser i rotter afslørede stærkt sammenhængende theta rytmer i hele dorsale og mellemliggende hippocampus, men dårlig sammenhæng mellem ventral regionen og resten af hippocampus27. Stålwirer in vivo formerer sig let mellem den dorsale og mellemliggende hippocampus, mens stålwirer, der stammer fra den ventrale hippocampus, ofte forbliver lokale28. De foreningsmæssige fremskrivninger stammer fra CA3 pyramide neuroner, der bor i den dorsale og mellemliggende hippocampus projekt lange afstande langs langs langsgående akse hippocampus. CA3-fremskrivninger fra ventrale regioner er fortsat relativt lokale og er derfor mindre tilbøjelige til at blive afbrudt under udskæringsprocessen29,30. Ventralskiver kan derfor bedre bevare det tilbagevendende netværk, der er nødvendigt for at generere befolkningssynkronisering. Tilbøjeligheden af ventrale skiver til at generere spontane netværksaktiviteter in vitro kan også afspejle højere iboende excitabilitet af pyramide neuroner eller svagere GABAergic hæmning i ventral hippocampus i forhold til mere dorsale regioner31. Faktisk ventral hippocampal skiver er mere modtagelige for epileptiform aktivitet32,33. Således har mange undersøgelser af spontane fysiologiske8,9,11,24 eller patologiske16,34,35,36 netværkssvingninger traditionelt brugt en vandret udskæringsmetode, nogle gange med en lille vinkel i fronto-occipital retning, som giver vævsskiver parallelt med det tværgående plan af ventral hippocampus.

Netværksforbindelsen påvirkes uundgåeligt af udskæringsproceduren, da mange celler i skiven vil blive afbrudt. Vinklen og tykkelsen af skiven og vævet, der tilbageholdes i præparatet, bør overvejes for at optimere forbindelsen i de kredsløb, der er af interesse. Mange undersøgelser har udnyttet horisontale kombinerede hippocampal-entorhinal cortex skiver (HEC) til at udforske interaktioner mellem de to strukturer i forbindelse med fysiologiske eller patologiske netværk svingninger. Roth et al. udførte dobbelte optagelser fra CA1-underfeltet i hippocampus og lag V i den mediale entorhinale cortex for at demonstrere udbredelse af SWR-aktivitet gennem HEC-skiven37. Mange undersøgelser af epileptiform aktivitet har brugt HEC skive forberedelse til at undersøge, hvordan epileptiform udledninger formere sig gennem corticohippocampal netværk16,35,36,38. Det er vigtigt at bemærke, at bevarelse af den intakte kortikohippocampal sløjfe ikke er en forudsætning for spontane stålwirer, epileptiformudladninger eller gammasvingninger; netværk svingninger kan genereres i tværgående skiver af dorsale eller ventral hippocampus uden vedlagte parahippocampal væv21,22,23, 25,39,40,41. En vigtigere faktor for den spontane generering af netværkssvingninger i hippocampale skiver kan være tykkelsen af hver skive, da en tykkere skive (400-550 μm) vil bevare mere forbindelse i CA2/CA3 tilbagevendende netværk21,22,25.

Selv om vinklede vandrette HEC-skiver (skåret med en ca. 12° vinkel i fronto-occipital retning) er blevet brugt til at studere den funktionelle forbindelse mellem kortikohippocampal loop11,16,34,35,42, er sådanne vinklede præparater ikke nødvendige for spontan netværksaktivitet43,44,45. Brugen af et vinklet udskæringsplan gør det dog muligt for investigator selektivt at lave skiver, der bedst bevarer den tværgående orienterede lameller af enten ventral eller mellemliggende hippocampus, afhængigt af om der anvendes en nedadgående eller en opadgående vinkel (Figur 1). Denne tilgang er begrebsmæssigt svarer til den, der anvendes af Papatheodoropoulos et al., 2002, der dissekeret hver hippocampus fri og derefter brugt en væv chopper til at skabe tværgående skiver langs hele dorsal-ventral akse21. I lyset af ovennævnte funktionelle sondringer mellem den ventrale og dorsale mellemliggende hippocampus bør efterforskerne overveje skivernes anatomiske oprindelse, når de udformer eksperimenter eller fortolker resultater. Brug af en agar rampe under udskæringsproceduren er en enkel måde at fortrinsvis producere skiver fra enten den mellemliggende eller ventral hippocampus.

Hippocampal skiver kan opretholdes i enten en nedsænket kammer (med vævet fuldt nedsænket i ACSF), eller en grænseflade-stil kammer (f.eks Oslo eller Haas kammer, med skiver, der kun er omfattet af en tynd film af flydende medier). Interface vedligeholdelse øger iltning af vævet, som fremmer neuronal overlevelse og giver mulighed for vedvarende høje niveauer af internuronal aktivitet. Traditionelt bruger neddykkede optagelsesforhold en langsommere ACSF-strømningshastighed, der ikke giver tilstrækkelig iltning af væv til stabilt udtryk for svingninger på netværksniveau. I neddykkede hippocampale skiver observeres carbachol-inducerede gammasvingninger kun forbigående46,47, mens de kan holdes stabilt i grænsefladeregistreringskamre10,48,49. Som sådan har mange undersøgelser af komplekse spontane aktivitet in vitro påberåbt grænseflade registrering kamre til at undersøge skarpe bølge krusning komplekser6,7,8,9,10,25,37, gamma svingninger10,13, og epileptiform aktivitet16,38,45,47.

I et indspilningskammer i neddykket stil kan et mål for nedsænkningsmikroskop bruges til at visualisere individuelle celler og selektivt målrette sunde celler mod optagelser. Det nedsænkede præparat giver også fin kontrol over det cellulære miljø, da nedsænkning letter hurtig spredning af stoffer eller andre forbindelser til vævet. En ændret metode, hvor stabile netsvingninger opretholdes under neddykkede forhold, repræsenterer således en stærk eksperimentel tilgang. Denne fremgangsmåde er eksemplificeret ved arbejdet i Hájos et al., hvor hippocampal skiver inddrive i en forenklet interface-stil bedrift kammer i flere timer før overførsel til en modificeret nedsænket optagelse kammer med en høj strømningshastighed af ACSF (~ 6 mL/ min) for at øge iltforsyningen til vævet12,48,49. Under disse omstændigheder kan høje niveauer af internuronaktivitet og stabile spontane netværkssvingninger opretholdes i et neddykket optagelseskammer. Denne ændrede tilgang gør det muligt for efterforskerne at udføre visuelt styrede helcelleplasterklemmeoptagelser og karakterisere bidraget fra morfologisk identificerede celletyper til carbachol-inducerede gammasvingninger12. Stålwirer kan også forekomme spontant i neddykkede hippocampale skiver med en hurtig strømningshastighed på ACSF11,48,49. Maier et al. påviste, at hippocampale skiver, der kom sig i et grænsefladekammer før overførsel til et nedsænket optagelseskammer pålideligt, udstillede spontane stålwirer, mens skiver, der kom sig nedsænket i et bægerglas før overførsel til et nedsænket optagelseskammer, viste mindre fremkaldte feltresponser, lavere niveauer af spontane synaptiske strømme og kun meget sjældent udstillede spontaneSWR’er 43. Schlingloff et al. anvendte denne forbedrede metode til at demonstrere parvalbumin-udtrykkende kurvcellers rolle i generering af spontane stålwirer44.

Følgende protokol præsenterer en udskæringsmetode, hvorigennem spontant aktive neuroner i vandrette hippocampale skiver kan genvindes under grænsefladeforhold og efterfølgende opretholdes i et nedsænket optagelseskammer, der er egnet til farmakologiske eller optogenetiske manipulationer og visuelt styrede optagelser.

Protocol

Alle de metoder, der er beskrevet her, er blevet godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee ved Columbia University (AC-AAAU9451). 1. Forbered løsninger Der fremstilles en saccharoseskæreopløsning til udskæring som beskrevet i tabel 1.BEMÆRK: Efter tilberedning af 1 L saccharoseopløsning fryses en lille mængde (ca. 100-200 ml) i en isbakke. Disse frosne saccharoseisninger vil blive blandet ind i en iskold gylle (se trin 4.3).<…

Representative Results

Præsenteret her er repræsentative optagelser fra HEC skiver udarbejdet som beskrevet i denne protokol. Efter genvinding i et grænsefladeholdekammer (figur 1C) overføres skiver individuelt til et neddykket optagelseskammer (Figur 2B). Optagelseskammeret forsynes med carbogenmættet ACSF ved hjælp af en peristaltisk pumpe (Figur 2A). Pumpen trækker først ACSF fra et holdeglas ind i et opvarmet reservoir. Carbogen linjer er plac…

Discussion

Der er flere trin i denne udskæringsprotokol designet til at fremme vævssundheden og favorisere fremkomsten af spontan naturalistisk netværksaktivitet: musen er transcardialt perfunderet med kølet saccharoseskæringsopløsning; vandret-entorhinal cortex (HEC) skiver skæres i en tykkelse på 450 μm fra den mellemliggende eller ventral hippocampus; skiver inddrive på grænsefladen af opvarmet ACSF og befugtet, carbogen-rige luft; under optagelser superfunderes skiver med ACSF opvarmet til 32 °C og leveres med en hu…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatteren vil gerne takke Steve Siegelbaum for støtte. Finansieringen ydes af 5R01NS106983-02 samt 1 F31 NS113466-01.

Materials

3D printer Lulzbot LulzBot TAZ 6
Acute brain slice incubation holder NIH 3D Print Exchange 3DPX-001623 Designed by ChiaMing Lee, available at https://3dprint.nih.gov/discover/3dpx-001623
Adenosine 5′-triphosphate magnesium salt Sigma Aldrich A9187-500MG
Ag-Cl ground pellets Warner 64-1309, (E205)
agar Becton, Dickinson 214530-500g
ascorbic acid Alfa Aesar 36237
beaker (250 mL) Kimax 14000-250
beaker (400 mL) Kimax 14000-400
biocytin Sigma Aldrich B4261
blender Oster BRLY07-B00-NP0
Bonn scissors, small becton, Dickinson 14184-09
borosilicate glass capillaries with filament (O.D. 1.5 mm, I.D. 0.86 mm, length 10 cm) Sutter Instruments BF150-86-10HP Fire polished capillaries are preferable.
calcium chloride solution (1 M) G-Biosciences R040
camera Olympus OLY-150
compressed carbogen gas (95% oxygen / 5% carbon dioxide) Airgas X02OX95C2003102
compressed oxygen Airgas OX 200
constant voltage isolated stimulator Digitimer Ltd. DS2A-Mk.II
coverslips (22×50 mm) VWR 16004-314
cyanoacrylate adhesive Krazy Glue KG925 Ideally use the brush-on form for precision
data acquisition software Axograph N/A Any equivalent software (e.g. pClamp) would work.
Dell Precision T1500 Tower Workstation Desktop Dell N/A Catalog number will depend on specific computer – any computer will work as long as it can run electrophysiology acquisition software.
Digidata 1440A Molecular Devices 1-2950-0367
digital timer VWR 62344-641 4-channel Traceable timer
disposable absorbant pads VWR 56616-018
dissector scissors Fine Science Tools 14082-09
double-edge razor blades Personna BP9020
dual automatic temperature controller Warner Instrument Corporation TC-344B
dual-surface or laminar-flow optimized recording chamber N/A N/A The chamber presented in this protocol is custom made. A commercial equivalent would be the RC-27L from Warner Instruments.
equipment rack Automate Scientific FR-EQ70" A rack is not strictly necessary but useful for organizing electrophysiology
Ethylene glycol-bis(2-aminoethyiether)- N,N,N',N'-teetraacetic acid (EGTA) Sigma Aldrich 324626-25GM
filter paper Whatman 1004 070
fine scale Mettler Toledo XS204DR
Flaming/Brown micropipette puller Sutter Instruments P-97
glass petri dish (100 x 15 mm) Corning 3160-101
glucose Fisher Scientific D16-1
Guanosine 5′-triphosphate sodium salt hydrate Sigma Aldrich G8877-250MG
ice buckets Sigma Aldrich BAM168072002-1EA
isoflurane vaporizer General Anesthetic Services Tec 3
lab tape Fisher Scientific 15-901-10R
lens paper Fisher Scientific 11-996
light source Olympus TH4-100
magnesium chloride solution (1 M) Quality Biological 351-033-721EA
magnetic stir bars Fisher Scientific 14-513-56 Catalog number will be dependent on the size of the stir bar.
micromanipulator Luigs & Neumann SM-5
micromanipulator (manual) Scientifica LBM-2000-00
microscope Olympus BX51WI
microspatula Fine Science Tools 10089-11
monitor Dell 2007FPb
MultiClamp 700B Microelectrode Amplifier Molecular Devices MULTICLAMP 700B The MultiClamp 700B should include headstages, pipette holders, and a model cell.
N-(2-Hydroxyethyl)piperazine-N′-(2-ethanesulfonic acid), (HEPES) Sigma Aldrich H3375-25G
needle (20 gauge, 1.5 in length) Becton, Dickinson 305176
nylon filament YLI Wonder Invisible Thread 212-15-004 size 0.004. This cat. # is from Amazon.com
nylon mesh Warner Instruments Corporation 64-0198
perstaltic pump Harvard Apparatus 70-2027
Phosphocreatine di(tris) salt Sigma Aldrich P1937-1G
pipette holders Molecular Devices 1-HL-U
platinum wire World Precision PT0203
polylactic acid (PLA) filament Ultimaker RAL 9010
potassium chloride Sigma Aldrich P3911-500G
potassium gluconate Sigma Aldrich 1550001-200MG
potassium hydroxide Sigma Aldrich 60377-1KG
razor blades VWR 55411-050
roller clamp World Precision Instruments 14041
scale Mettler Toledo PM2000
scalpel handle Fine Science Tools 10004-13
slice harp Warner SHD-26GH/2
sodium bicarbonate Fisher Chemical S233-500
sodium chloride Sigma Aldrich S9888-1KG
sodium phosphate monobasic anhydrous Fisher Chemical S369-500
sodium pyruvate Fisher Chemical BP356-100
spatula VWR 82027-520
spatula/spoon, large VWR 470149-442
sterile scalpel blades Feather 72044-10
stirrer / hot plate Corning 6795-220
stopcock valves, 1-way World Precision Instruments 14054
stopcock valves, 3-way World Precision Instruments 14036
sucrose Acros Organics AC177142500
support for swivel clamps Fisher Scientific 14-679Q
surgical scissors, sharp/blunt Fine Science Tools 14001-12
syringe (1 mL) Becton, Dickinson 309659
syringe (60 mL with Luer-Lok tip) Becton, Dickinson 309653
three-pronged clamp Fisher Scientific 05-769-8Q
tissue forceps, large Fine Science Tools 11021-15
tissue forceps, small Fine Science Tools 11023-10
transfer pipettes Fisher Scientific 13-711-7M
tubing Tygon E-3603 ID 1/16 inch, OD 3/16 inch
tubing Tygon R-3603 ID 1/8 inch, OD 1/4 inch
vacuum grease Dow Corning 14-635-5D
vibrating blade microtome Leica VT 1200S
vibration-dampening table with faraday cage Micro-G / TMC-ametek 2536-516-4-30PE
volumetric flask (1 L) Kimax KIM-28014-1000
volumetric flask (2 L) PYREX 65640-2000
warm water bath VWR 1209
 

References

  1. Buzsáki, G., Lai-Wo, S., Vanderwolf, C. H. Cellular bases of hippocampal EEG in the behaving rat. Brain Research Reviews. 6, 139-171 (1983).
  2. Buzsáki, G. Hippocampal sharp waves: Their origin and significance. Brain Research. 398, 242-253 (1986).
  3. Buzsáki, G., Horváth, Z., Urioste, R., Hetke, J., Wise, K. High-frequency network oscillation in the hippocampus. Science. 256, 1025-1027 (1992).
  4. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
  5. Buzsáki, G. Hippocampal sharp wave-ripple: A cognitive biomarker for episodic memory and planning. Hippocampus. 25, 1073 (2015).
  6. Maier, N., et al. Reduction of high-frequency network oscillations (ripples) and pathological network discharges in hippocampal slices from connexin 36-deficient mice. Journal of Physiology. 541, 521-528 (2002).
  7. Maier, N., Nimmrich, V., Draguhn, A. Cellular and network mechanisms underlying spontaneous sharp wave-ripple complexes in mouse hippocampal slices. Journal of Physiology. 550, 873-887 (2003).
  8. ul Haq, R., et al. Adrenergic modulation of sharp wave-ripple activity in rat hippocampal slices. Hippocampus. 22, 516-533 (2012).
  9. ul Haq, R., et al. Serotonin dependent masking of hippocampal sharp wave ripples. Neuropharmacology. 101, 188-203 (2016).
  10. Maier, P., Kaiser, M. E., Grinevich, V., Draguhn, A., Both, M. Differential effects of oxytocin on mouse hippocampal oscillations in vitro. European Journal of Neuroscience. 44, 2885-2898 (2016).
  11. Mizunuma, M., et al. Unbalanced excitability underlies offline reactivation of behaviorally activated neurons. Nature Neuroscience. 17, 503-505 (2014).
  12. Hájos, N., et al. Spike timing of distinct types of GABAergic interneuron during hippocampal gamma oscillations in vitro. Journal of Neuroscience. 24, 9127-9137 (2004).
  13. Geschwill, P., et al. Synchronicity of excitatory inputs drives hippocampal networks to distinct oscillatory patterns. Hippocampus. , (2020).
  14. Rutecki, P. A., Grossmann, R. G., Armstrong, D., Irish-Loewen, S. Electrophysiological connections between the hippocampus and entorhinal cortex in patients with complex partial seizures. Journal of Neurosurgery. 70, 667-675 (1989).
  15. Lothman, E. W., Bertram, E. H., Stringer, J. L. Functional anatomy of hippocampal seizures. Progress in Neurobiology. 37, 1-82 (1991).
  16. Carter, D. S., Deshpande, L. S., Rafiq, A., Sombati, S., Delorenzo, R. J. Characterization of spontaneous recurrent epileptiform discharges in hippocampal – cortical slices prepared from chronic epileptic animals. Seizure: European Journal of Epilepsy. 20, 218-224 (2011).
  17. Karlócai, M. R., et al. Physiological sharp wave-ripples and interictal events in vitro: What’s the difference. Brain. 137, 463-485 (2014).
  18. Leroy, F., et al. Input-timing-dependent plasticity in the hippocampal CA2 region and its potential role in social memory. Neuron. 95, 1089-1102 (2017).
  19. Sun, Q., et al. Proximodistal heterogeneity of hippocampal CA3 pyramidal neuron intrinsic properties, connectivity, and reactivation during memory recall. Neuron. 95, 656-672 (2017).
  20. Masurkar, A. V., et al. Medial and lateral entorhinal cortex differentially excite deep versus superficial CA1 pyramidal neurons. Cell Reports. 18, 1-13 (2017).
  21. Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous, low frequency (∼2-3 Hz) field activity generated in rat ventral hippocampal slices perfused with normal medium. Brain Research Bulletin. 57, 187-193 (2002).
  22. Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous GABAA-dependent synchronous periodic activity in adult rat ventral hippocampal slices. Neuroscience Letters. 319, 17-20 (2002).
  23. Kubota, D., Colgin, L. L., Casale, M., Brucher, F. A., Lynch, G. Endogenous waves in hippocampal slices. Journal of Neurophysiology. 89, 81-89 (2003).
  24. Behrens, C. J., Van Den Boom, L. P., De Hoz, L., Friedman, A., Heinemann, U. Induction of sharp wave – complexes in vitro and reorganization of hippocampal networks. Nature Neuroscience. 8, 1560-1567 (2005).
  25. Kouvaros, S., Papatheodoropoulos, C. Prominent differences in sharp waves, ripples and complex spike bursts between the dorsal and the ventral rat hippocampus. Neuroscience. 352, 131-143 (2017).
  26. Strange, B. A., Witter, M. P., Lein, E. S., Moser, E. I. Functional organization of the hippocampal longitudinal axis. Nature Reviews Neuroscience. 15, 655-669 (2014).
  27. Patel, J., Fujisawa, S., Berényi, A., Royer, S., Buzsáki, G. Traveling Theta Waves along the Entire Septotemporal Axis of the Hippocampus. Neuron. 75, 410-417 (2012).
  28. Patel, J., Schomburg, E. W., Berényi, A., Fujisawa, S., Buzsáki, G. Local generation and propagation of ripples along the septotemporal axis of the hippocampus. Journal of Neuroscience. 33, 17029-17041 (2013).
  29. Fricke, R., Cowan, W. M. An autoradiographic study of the commissural and ipsilateral hippocampo-dentate projections in the adult rat. Journal of Comparative Neurology. 181, 253-269 (1978).
  30. Ishizuka, N. O. R., Weber, J., Amaral, D. G. Organization of intrahippocampal projections originating from CA3 pyramidal cells in the rat. The Journal of Comparative Neurology. 623, 580-623 (1990).
  31. Papatheodoropoulos, C. Electrophysiological evidence for long-axis intrinsic diversification of the hippocampus. Frontiers in Bioscience – Landmark. 23, 109-145 (2018).
  32. Gilbert, M., Racine, R. J., Smith, G. K. Epileptiform burst responses in ventral vs dorsal hippocampal slices. Brain Research. 361, 389-391 (1985).
  33. Papatheodoropoulos, C., Moschovos, C., Kostopoulos, G. Greater contribution of N-methyl-D-aspartic acid receptors in ventral compared to dorsal hippocampal slices in the expression and long-term maintenance of epileptiform activity. Neuroscience. 135, 765-779 (2005).
  34. Jones, R. S. G., Heinemann, U. Synaptic and intrinsic responses of medial entorhinal cortical cells in normal and magnesium-free medium in vitro. Journal of Neurophysiology. 59, (1988).
  35. Rafiq, A., Delorenzo, R. J., Coulter, D. A. Generation and propagation of epileptiform discharges in a combined entorhinal cortex / hippocampal slice. Journal of Neurophysiology. 70, 1962-1974 (1993).
  36. Stoop, R., Pralong, E. Functional connections and epileptic spread between hippocampus, entorhinal cortex and amygdala in a modified horizontal slice preparation of the rat brain. European Journal of Neuroscience. 12, 3651-3663 (2000).
  37. Roth, F. C., Beyer, K. M., Both, M., Draguhn, A., Egorov, A. V. Downstream effects of hippocampal sharp wave ripple oscillations on medial entorhinal cortex layer V neurons in vitro. Hippocampus. 26, 1493-1508 (2016).
  38. Bertsche, A., Bruehl, C., Pietz, J., Draguhn, A. Region- and pattern-specific effects of glutamate uptake blockers on epileptiform activity in rat brain slices. Epilepsy Research. 88, 118-126 (2010).
  39. Wu, C., Shen, H., Luk, W. P., Zhang, L. A fundamental oscillatory state of isolated rodent hippocampus. Journal of Physiology. 540, 509-527 (2002).
  40. Colgin, L. L., Jia, Y., Sabatier, J. M., Lynch, G. Blockade of NMDA receptors enhances spontaneous sharp waves in rat hippocampal slices. Neuroscience Letters. 385, 46-51 (2005).
  41. Ellender, T. J., Nissen, W., Colgin, L. L., Mann, E. O., Paulsen, O. Priming of hippocampal population bursts by individual perisomatic-targeting interneurons. The Journal of Neuroscience. 30, 5979-5991 (2010).
  42. Xiong, G., Metheny, H., Johnson, B. N., Cohen, A. S. A. Comparison of different slicing planes in preservation of major hippocampal pathway fibers in the mouse. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 1-17 (2017).
  43. Maier, N., Morris, G., Johenning, F. W., Schmitz, D. An approach for reliably investigating hippocampal sharp wave-ripples in vitro. PLoS One. 4, 6925 (2009).
  44. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. Journal of Neuroscience. 34, 11385-11398 (2014).
  45. McCloskey, D. P., Scharfman, H. E. Progressive, potassium-sensitive epileptiform activity in hippocampal area CA3 of pilocarpine-treated rats with recurrent seizures. Epilepsy Research. 97, 92-102 (2011).
  46. McMahon, L. L., Williams, J. H., Kauer, J. A. Functionally distinct groups of interneurons identified during rhythmic carbachol oscillations in hippocampus in vitro. Journal of Neuroscience. 18, 5640-5651 (1998).
  47. Pöschel, B., Heinemann, U., Draguhn, A. High frequency oscillations in the dentate gyrus of rat hippocampal slices induced by tetanic stimulation. Brain Research. 959, 320-327 (2003).
  48. Hájos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29, 319-327 (2009).
  49. Hájos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. Journal of Neuroscience Methods. 183, 107-113 (2009).
  50. Dengler, C. G., Yue, C., Takano, H., Coulter, D. A. Massively augmented hippocampal dentate granule cell activation accompanies epilepsy development. Nature Publishing Group. , 1-17 (2017).
  51. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N -methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. 132, 1-13 (2018).
  52. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Medical and Biological Engineering and Computing. 47, 131-141 (2009).
  53. Shi, W. X., Bunney, B. S. A small volume chamber for electrical recording from submerged brain slices and a pulse-free medium supply system using a peristalic pump. Journal of Neuroscience Methods. 35, 235-240 (1990).

Play Video

Cite This Article
Whitebirch, A. C. Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity. J. Vis. Exp. (162), e61704, doi:10.3791/61704 (2020).

View Video