Summary
Cette étude décrit la mesure directe de la production hépatique de glucose dans un modèle murin du syndrome des ovaires polykystiques en utilisant un traceur de glucose isotopique stable via la veine caudale à jeun et riche en glucose en tandem.
Abstract
Le syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) est une maladie courante qui entraîne des troubles du métabolisme du glucose, tels que la résistance à l’insuline et l’intolérance au glucose. Le métabolisme du glucose dérégulé est une manifestation importante de la maladie et est la clé de sa pathogenèse. Par conséquent, les études impliquant une évaluation du métabolisme du glucose dans le SOPK sont de la plus haute importance. Très peu d’études ont quantifié la production hépatique de glucose directement dans les modèles SOPK à l’aide de traceurs de glucose non radioactifs. Dans cette étude, nous discutons des instructions étape par étape pour la quantification du taux de production hépatique de glucose dans un modèle murin SOPK en mesurant l’enrichissement M + 2 du [6,6-2H2]glucose, un traceur de glucose isotopique stable, par chromatographie en phase gazeuse - spectrométrie de masse (SMGC). Cette procédure implique la création d’une solution de traceur de glucose isotopique stable, l’utilisation de la mise en place d’un cathéter veineux de la queue et la perfusion du traceur de glucose à jeun et riche en glucose chez la même souris en tandem. L’enrichissement du [6,6-2H2]glucose est mesuré à l’aide du dérivé du pentaacétate dans le SMGC. Cette technique peut être appliquée à une grande variété d’études impliquant une mesure directe du taux de production hépatique de glucose.
Introduction
Le syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) est un trouble fréquent chez 12 % à 20 % des femmes en âge de procréer1,2. Il s’agit d’une maladie complexe entraînant des phénotypes variables impliquant des ovaires polykystiques, des règles irrégulières et des preuves cliniques ou de laboratoire d’hyperandrogénémie, et elle est généralement diagnostiquée lorsqu’une femme répond à deux des trois critères3. Un aspect prédominant du SOPK, et un facteur clé de sa pathogenèse, est les dérangements métaboliques que l’on trouve chez les femmes atteintes de la maladie. Les femmes atteintes du SOPK ont une incidence plus élevée de résistance à l’insuline, d’intolérance au glucose, d’obésité et de syndrome métabolique3,4,5,6. La résistance à l’insuline n’est pas seulement une manifestation de la maladie, mais on pense qu’elle contribue à sa pathogenèse en potentialisant l’action de l’hormone lutéinisante dans l’ovaire, entraînant ainsi une augmentation de la production d’androgènes7,8. On pense que la résistance à l’insuline a plusieurs origines possibles, mais des études suggèrent qu’elle pourrait être due à des schémas anormaux de signalisation des récepteurs de l’insuline9,10. Des études ont évalué la résistance à l’insuline chez les patients atteints du SOPK en utilisant la technique de référence de la pince hyperinsulinémique-euglycémique11,12,13,14,15. Les femmes atteintes du SOPK, indépendamment de l’IMC, ont des niveaux plus élevés de résistance à l’insuline que les témoins. Le contrôle de l’insuline sur la production de glucose est altéré dans les troubles de la résistance à l’insuline conduisant à une production excessive de glucose. Par exemple, les patients diabétiques ont des taux accrus de gluconéogenèse et une altération de la suppression de la glycogénolyse16. En outre, une altération de la suppression de la production de glucose a été observée chez des rats diabétiques17. Bien que les études sur les pinces puissent donner une mesure de la résistance à l’insuline, peu d’études sur le SOPK se concentrent sur la mesure directe de la production de glucose à jeun et en état d’alimentation. Cela nécessite l’utilisation d’une perfusion de traceur de glucose isotopique non radioactif et la mesure par spectrométrie de masse.
Les modèles animaux ont été largement utilisés dans la recherche sur le SOPK. Des modèles murins de SOPK maigre et de type obèse ont été créés en administrant des androgènes avant la naissance, prépubère ou post-puberté18. Les modèles de SOPK des rongeurs démontrent également des différences métaboliques par rapport à leurs témoins respectifs. Des données antérieures de notre laboratoire ont démontré des tests de tolérance au glucose anormaux (GTT) dans des modèles murins du SOPK (maigres et obèses), conformes à la littérature sur le SOPK humain19. L’utilisation d’un modèle animal maigre et obèse permet d’approfondir les recherches sur les différences métaboliques. Plus précisément, ce modèle permet d’évaluer le taux de production de glucose directement à l’aide de traceurs de glucose isotopiques. L’un des traceurs de glucose isotopiques stables les plus couramment utilisés est le glucose [6,6-2H2]. L’enrichissement en glucose [6,6-2H2] peut être mesuré à l’aide d’un dérivé de pentaacétate comme décrit précédemment20.
Dans cette étude, notre objectif était de mesurer le taux de production de glucose hépatique à jeun et à l’état riche en glucose chez les souris SOPK en utilisant une perfusion de glucose isotopique. Ces techniques peuvent être appliquées à un large éventail d’expériences impliquant la cinétique du glucose.
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Protocol
Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) du Baylor College of Medicine.
1. Préparation du [6,6-2H2]glucose
- Un jour avant la procédure, préparez le traceur de glucose isotopique stable dans une solution saline normale. Pour cette expérience, le glucose [6,6-2H2] a été utilisé comme traceur pour mesurer le taux d’apparition du glucose plasmatique.
REMARQUE: Dans cette expérience, la production de glucose pendant le jeûne et les conditions riches en glucose ont été mesurées, de sorte que l’isotope du glucose a été préparé dans deux préparations différentes. Préparer les solutions de manière à ce que la dose finale d’infusion soit proche de 1 mg/(kg·min) et 2 mg/(kg·min), respectivement. Ces concentrations ont été optimisées par plusieurs études pilotes antérieures. - Préparer le premier infusat avec seulement [6,6-2H2]glucose comme traceur pour représenter l’état de jeûne en dissolvant le glucose stérile et sans pyrogène [6,6-2H2]dans une solution stérile de chlorure de sodium à 0,9%.
- Préparez le deuxième infusat en dissolvant à la fois le traceur de glucose [6,6-2H2] et le glucose non isotopique (~20 mg/kg·min) dans une solution stérile de chlorure de sodium à 0,9 % pour simuler l’état d’alimentation.
REMARQUE: Dans la présente expérience, une perfusion amorcée à débit constant de [6,6-2H2]glucose à (~) 1,08 mg / (kg · min) (condition à jeun) et (~) 1,9 mg / kg · min (condition riche en glucose) a été utilisée. Afin d’imiter la « condition riche en glucose », le débit de perfusion de D-glucose a été fixé à (~) 18,8 mg / (kg · min). - Une fois les solutions préparées, filtrer stérilement les solutions avec un filtre de 0,22 μm et les conserver à 4 °C. Réchauffer les solutions à température ambiante avant la perfusion. Chargez les solutions sur des seringues prémarquées de 1 mL.
- Configurer la pompe pour faciliter une perfusion amorcée à débit constant du premier infusat (pour l’état basal) contenant uniquement le traceur, et programmer la pompe pour une perfusion à débit constant de l’isotope à 150 μL/h pendant 3 h.
- À la fin de la mise en place du jeûne de 3 heures, remplacez la première seringue infusée par la deuxième seringue infusée contenant le traceur isotopique et le D-glucose (pour l’état d’alimentation simulé), et amorcez la perfusion pour les 15 min initiaux à 600 μL / h. Réglez la pompe sur une perfusion à débit constant à 150 μL/h pendant les 3 h supplémentaires.
2. Mise en place d’expériences de perfusion
- Retirez les souris de leurs cages d’origine et placez-les dans leurs cages à jeun 3 h avant le début de l’expérience. Pour cette expérience, une souris femelle de 4 mois de la souche C57BL/6J a été utilisée.
REMARQUE: Cette procédure ne nécessite aucune analgésie avant ou pendant la procédure étant donné sa nature mini-invasive. - Assemblez l’équipement de mise en cage en regroupant les souris en un nombre défini de souris par pompe à insuline. Placez des cloisons sur une base plate et stable pour faire des stalles individuelles pour les souris. Il est important d’avoir accès au cathéter de la veine caudale pour que la perfusion fonctionne, alors assurez-vous qu’il y a une encoche dans le bas de la porte de la cage.
REMARQUE: Les cages montrées dans la vidéo ont été fabriquées spécifiquement pour cette expérience. Les cages sont claires et en plexiglas. Il y a une base plate et stable (équipement de cage standard) sur laquelle reposent les cloisons. Cette configuration se compose de plusieurs pièces pour permettre une installation facile dans plusieurs environnements différents en fonction de la hauteur de la table et des besoins de l’expérimentateur. La porte de la cage glisse pour se fermer et a une encoche en bas pour permettre à la queue de passer à travers. - Assemblez les seringues de 1 mL contenant 1 mL d’infusat basal, puis connectez-les au tube de la pompe à perfusion à l’aide du tube en polyéthylène 0,28 mm ID x 0,61 mm.
- Préparez la pompe à perfusion en réglant le débit à 150 μL/h, qui est le débit basal.
- Chauffer un bain-marie à 48 °C.
- Préparez la station d’insertion du cathéter adjacente au bain-marie contenant les aiguilles de 30 G de 0,5 pouce, les tubes silastiques de 0,3 mm ID x 0,64 mm et le ruban adhésif transparent de 1 pouce.
- Après 3 h de jeûne, commencez le processus d’insertion du cathéter, qui est détaillé ci-dessous.
3. Insertion du cathéter
- Sélectionnez une souris et placez-la dans un support sécurisé avec accès à la queue. Un exemple de ce qu’il faut utiliser est une bouteille coupée en deux avec une encoche pour la queue. Placez le support sur une base plate. Placez un morceau de ruban adhésif sur la partie proximale de la queue pour laisser de l’espace pour l’insertion du cathéter de manière plus distale.
REMARQUE: Le type de ruban choisi pour cette tâche doit avoir une résistance et une adhérence modérées. Du ruban d’étiquetage polyvalent à base de papier a été utilisé dans cette expérience car il est doux et facile à décoller. - Préparer le cathéter (aiguille de 30 G attachée à un tube silastique de 0,3 mm et le PE-10 ont été stérilisés au gaz) en le fixant à une seringue de 1 mL contenant une solution saline héparinisée stérile. Rincez doucement le cathéter.
- Amenez la souris au bain-marie et insérez la queue dans le bain-marie pendant environ 30 à 45 s. Cela aide à dilater le système vasculaire de la queue pour la mise en place du cathéter.
- Effectuez l’insertion du cathéter dans des conditions stériles. Une fois la queue réchauffée, nettoyez la queue avec des lingettes au benzalkonium et placez une petite pince en alligator en cuivre et édentée, qui était auparavant profilée à la forme de la queue, comme un garrot à l’extrémité proximale de la queue. Visualisez la veine latérale de la queue sous une loupe, puis insérez soigneusement le cathéter dans la veine caudale et retirez l’aiguille. Rincez doucement la solution pour assurer la perméabilité du cathéter.
- Enroulez un morceau de ruban adhésif transpore de 1 pouce autour du site d’insertion pour fixer le cathéter. Retirez le petit garrot de la queue.
4. Configuration de la perfusion et première perfusion
- Placez la souris dans sa cage individuelle et fermez la porte coulissante, en vous assurant que la queue dépasse à travers l’encoche et reste à l’extérieur de la cage.
- Placez un morceau de ruban adhésif supplémentaire sur l’ensemble du cathéter et de la queue pour le fixer à la plaque de base de la cage. Du ruban adhésif d’étiquettes coloré polyvalent a été utilisé pour cette étape.
- Débranchez la chasse d’eau du cathéter de la veine arrière et placez une petite pince sur le tube silastique du cathéter pour éviter le refoulement tout en connectant la conduite d’infusement de la pompe.
- Une fois bien connecté, retirez la pince et rincez avec la solution d’amorçage, qui consiste en l’infuseur. Assurez-vous que la solution est claire dans le tube et non tachée de sang.
- Notez le moment de l’initiation de la perfusion pour vous assurer qu’elle fonctionne pendant la durée totale d’environ 3 h. Si plusieurs cages sont utilisées simultanément, elles doivent être décalées pour gérer efficacement les temps de perfusion.
- Une fois que les lignes de perfusion sont notées pour fonctionner correctement, retirez le couvercle de la souris. Placez la literie standard autour de la souris.
- Commencez la perfusion avec le premier infusat contenant le traceur et faites-le fonctionner pendant 3 h en continu. Pendant toute la durée de la perfusion, continuez à vérifier le bien-être des souris ainsi que les lignes de perfusion. Assurez-vous que le tuyau de perfusion est correctement fixé et qu’il n’y a pas de fuites des points de connexion de la ligne.
5. Prélèvement sanguin
- Une fois la première perfusion terminée, arrêtez la perfusion, placez une pince sur le tube sylastique du cathéter pour éviter le reflux. Retirez doucement les souris de leur enclos sans perturber le cathéter afin de prélever du sang. Placez-les à un endroit près des cages pour une prise de sang. Pour cette expérience, les souris ont subi une ponction veineuse des joues à l’aide d’une lancette de 4 mm.
- Recueillir ~ 75 μL de sang dans le flacon souhaité. Pour déprotéiniser les échantillons en vue de la spectrométrie de masse, ajouter environ 15 μL de sang à 500 μL d’acétone. Le sang restant peut être utilisé pour vérifier la glycémie via le glucomètre et / ou centrifugé pour séparer le plasma pour de futurs tests hormonaux.
6. Deuxième perfusion
- Retirez les infusats des pompes à seringues en déconnectant le tube des seringues et remplacez-le par le deuxième infuseur contenant le traceur avec le glucose. Répétez les étapes 4.2 à 4.7 en utilisant la perfusion de glucose isotopique riche en glucose.
- Pour atteindre un état d’équilibre, faire couler un bolus du deuxième infusat à 600 μL/h pendant 15 min. Notez l’heure de début de chaque groupe de cages. Diminuer le débit de perfusion à 150 μL/h pour compléter les 3 h de temps total de perfusion.
- Répétez les étapes 5.1 et 5.2.
- Arrêtez la pompe à perfusion et retirez doucement le cathéter de la veine caudale, appliquez une pression sur les sites du cathéter jusqu’à ce que le saignement cesse et ramenez les souris dans leurs cages d’origine.
- Santize et désinfectez soigneusement la configuration de la cage avec de l’eau et du savon standard.
REMARQUE: Il s’agit d’une procédure de survie. Les souris peuvent être retournées dans des cages et gardées pour d’autres expériences si nécessaire. Il est recommandé qu’aucune autre expérience ne soit effectuée pendant au moins une semaine après cette procédure afin d’assurer un bien-être animal adéquat.
7. Spectrométrie de masse
- Envoyez les échantillons pour la spectrométrie de masse.
- Analyses
- Mesurer l’enrichissement isotopique du [6,6-2H2]glucose par chromatographie en phase gazeuse - spectrométrie de masse (SMGC) à l’aide du dérivé de pentaacétate21,22. En bref, cette méthode implique la préparation du dérivé pentaacétate du glucose, suivie d’une analyse d’échantillon à l’aide de GCMS 20,22.
- Calculs
- Effectuer toutes les mesures cinétiques dans des conditions d’équilibre. Le taux d’apparition du glucose plasmatique total (glucose Ra) a été calculé à partir de l’enrichissement M+2 du [6,6-2H2]glucose dans le plasma à l’aide d’équations de dilution isotopiques établies21. Dans des conditions d’équilibre, on suppose que le taux d’apparition du glucose est égal au taux de disparition du glucose. Taux de production endogène de glucose (mg/(kg·min)) (GPR) = glucoseRa - glucose exogène.
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Representative Results
À l’aide d’équations de dilution isotopique décrites précédemment, le taux de glucose plasmatique total (glucoseRa) a été calculé à partir de l’enrichissement M+2 du [6,6-2H2]glucose dans des conditions à jeun et riches en glucose à l’aide du dérivé de pentaacétate21. Dans des conditions d’équilibre, on suppose que le taux d’apparition du glucose est égal au taux de disparition du glucose. Dans le groupe témoin, le glucoseRa total était de 19,98 ± 2,53 mg / (kg · min) après 6 h de jeûne et 25,80 ± 1,76 mg / (kg · min) dans des conditions riches en glucose. En utilisant le calcul indiqué ci-dessus, le GPR était de 19,08 ± 2,53 mg / (kg · min) après 6 h de jeûne et de 8,56 ± 1,40 mg / (kg · min)) dans des conditions riches en glucose (tableau 1 et figure 1).
Figure 1: Taux de production de glucose à jeun et dans des conditions riches en glucose Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| Jeûne | Riche en glucose | |
| (moyenne ± SD) | (moyenne ± SD) | |
| Glucose Ra, mg/(kg.min) | 19,98 ± 2,53 | 25,80 ± 1,76 |
| GPR, mg/ (kg.min) | 19,08 ± 2,53 | 8,56 ± 1,40 |
| Ra, taux d’apparition du glucose; GPR, taux de production de glucose | ||
Tableau 1 : Ra et GPR à jeun et riches en glucose
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Discussion
L’hyperglycémie et le métabolisme anormal du glucose / homéostasie sont des caractéristiques du SOPK. Le taux de glucose dans le sang est maintenu par une combinaison de glucose provenant de l’alimentation et de la production de glucose via la glycogénolyse et la gluconéogenèse et la glycogenèse, sous le contrôle des hormones et des enzymes. La production hépatique de glucose est supprimée par la présence d’une augmentation des taux de glucose circulants. Dans les troubles du métabolisme anormal du glucose, la régulation de la suppression de la production de glucose est compromise, ce qui entraîne une hyperglycémie. Alors que de nombreuses études ont démontré des mesures indirectes de la production hépatique de glucose dans un modèle animal SOPK, peu ont mesuré directement la production hépatique de glucose. Dans cette étude, nous décrivons un moyen simple de mesurer le taux de production hépatique de glucose chez plusieurs souris en même temps. Cette technique peut être appliquée à de nombreuses études impliquant le métabolisme du glucose dans divers modèles murins. En outre, cette technique peut servir de base sur laquelle des mesures supplémentaires peuvent être appliquées, telles que la mesure de la gluconéogenèse et de la glycogénolyse20,23.
Les composants critiques de cette expérience sont l’insertion du cathéter et la définition des mesures exactes du glucose [6,6-2H2] et du glucose naturel lors de la création de solutions pour perfusion afin d’effectuer correctement le SMGC. La technique d’insertion de cathéter utilisée est décrite par Marini et al. 200624. Bien qu’il existe des méthodes invasives d’administration de perfusions et de prélèvement par cathéters de l’artère carotide et de la veine jugulaire25,26,27, l’insertion d’un cathéter de la veine caudale mini-invasive atteint les mêmes objectifs d’une manière moins invasive et moins chronophage. Bien que deux cathéters puissent être placés dans chaque veine caudale, un pour l’infusement et un pour l’échantillonnage, nous avons utilisé un cathéter pour la perfusion, puis nous avons effectué un prélèvement par ponction veineuse de la joue, car il n’y avait que deux points de temps pour l’échantillonnage. Cependant, si une étude comprenait plusieurs points temporels pour l’échantillonnage, l’insertion d’un deuxième cathéter de la veine caudale peut aider à faciliter cela28.
Les mesures exactes sont cruciales pour les calculs impliquant la spectrométrie de masse afin de garantir des résultats précis. Nous avons utilisé le traceur de glucose pour mesurer l’apparence du glucose est [6,6-2H2]glucose21. Bien que d’autres traceurs non radioactifs aient été utilisés dans d’autres études, il s’agit d’un isotope stable couramment utilisé dans notre laboratoire20. Les traceurs de glucose stables sont préférés aux traceurs de glucose radioactifs en raison de l’amélioration du profil de sécurité, de la présence naturelle, de l’absence de demi-vie affectant le temps d’étude et de la capacité de combiner différents traceurs29. Le choix du traceur dépend de la discrétion et de l’expertise des chercheurs qui réalisent l’étude.
Il y a certaines limites de cette étude, y compris la demande technique de la procédure. Cependant, comparée aux techniques plus invasives de cathétérisme (c.-à-d. cathétérisation de l’artère carotide et de la veine jugulaire externe), cette technique est simple, efficace et moins morbide. Si vous utilisez deux cathéters de la veine caudale, il a été signalé que des valeurs d’enrichissement erronées provenant de la perfusion interféraient avec le cathéter d’échantillonnage24. Cependant, dans la plupart des études, le besoin de plusieurs échantillons n’est pas justifié car l’état d’équilibre est connu. Enfin, bien que la spectrométrie de masse donne des mesures précises, elle nécessite des compétences, une expertise et des coûts supplémentaires.
Dans cette étude, nous décrivons un moyen simple et précis de mesurer le taux de production totale de glucose hépatique dans un modèle murin SOPK. Cette technique devrait servir de base à de multiples études portant sur le métabolisme du glucose de modèles murins.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par des subventions de formation du Département d’obstétrique et de gynécologie, Baylor College of Medicine (ALG) et une subvention de recherche R-01 (Subvention # DK114689) pour CSB, SC et JM des National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride solution | McKesson | 275595 | |
| 10 mL BD Luer-Lok tip syringe | VWR | 75846-756 | Two syringes per animal (one for isotopic glucose solution, one for glucose-rich isotopic solution) |
| 1-inch clear transpore tape | 3M | 70200400169 | |
| 1-inch Labeling tape | Fisher | GS07F161BA | Brand is example |
| 5 mL syringe containing heparanized saline flush | McKesson | 191-MIH-2235 | One can also prepare a heparin flush solution (10 units/mL heparin in 0.9% sodium chloride) |
| 5 mm Medipoint Goldenrod animal lancets | Fisher Scientific | NC9891620 | 5 mm if animal is between 2 and 6 months |
| Acetone | Sigma-Aldrich | 650501 | |
| Advanced hot plate stirrer | VWR | 97042-602 | Brand is example |
| BD 27 gauge 0.5 inch needles | Health Warehouse | A283952 | |
| BD 30 gauge 0.5 inch needles | Medvet | 305106 | |
| BD Intramedic Polyethylene (PE) tubing 0.28 mm ID x 0.61 mm | VWR | 63019-004 | |
| BD Intramedic Polyethylene (PE) tubing 0.28 mm ID x 0.61 mm | VWR | 63019-004 | |
| Beaker, 1000 mL | Any brand | ||
| Caging pellets | |||
| Clear VOA glass vials with closed-top cap | Fisher Scientific | 05-719-120 | For storage of acetone and blood draw samples |
| Copper toothless alligator clamp for tourniquet | Amazon | Any Brand; smooth toothless alligator clips made of solid copper | |
| D-(+)-glucose >99.5% | Sigma-Aldrich | G8270 | |
| D-glucose (6,6-D2, 99%) | Cambridge Isotope Laboratories, Inc. | DLM-349-PK | |
| Dow Corning silastic tubing 0.3 mm ID x 0.64 mm OD | VWR | 62999-042 | |
| Magnifying glass | Amazon | Any brand; similar to LANCOSC Magnifying Glass with Light and Stand | |
| Microbalance | Ohaus Adventurer Pro | AV264C | Any similar model with 0.0001g accuracy can be used |
| Nalgene bottle, 500 mL | Sigma-Aldrich | B0158-12EA | Or any Similar brand; saw in half (including lid) and cut tail-sized notch in the bottom |
| PHD Ultra multi-syringe pump | Harvard Apparatus | 70-3024A | |
| Plexiglass sheet | Any brand; to stabalize mouse during catheter insertion | ||
| Plexiglass sheets and dividers | Any brand; used to cage mice during infusion |
References
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