Summary
Denne studien beskriver den direkte målingen av leverglukoseproduksjon i en polycystisk eggstokksyndrommusmodell ved å bruke en stabil isotopisk glukosesporer via haleåre i både faste og glukoserike tilstander i tandem.
Abstract
Polycystisk eggstokk syndrom (PCOS) er en vanlig sykdom som resulterer i forstyrrelser i glukosemetabolismen, som insulinresistens og glukoseintoleranse. Dysregulert glukosemetabolisme er en viktig manifestasjon av sykdommen og er nøkkelen til patogenesen. Derfor er studier som involverer evaluering av glukosemetabolisme i PCOS av største betydning. Svært få studier har kvantifisert leverglukoseproduksjon direkte i PCOS-modeller ved hjelp av ikke-radioaktive glukosesporere. I denne studien diskuterer vi trinnvise instruksjoner for kvantifisering av hastigheten på leverglukoseproduksjon i en PCOS-musemodell ved å måle M+2-berikelse av [6,6-2H2]glukose, en stabil isotopisk glukosesporer, via gasskromatografi - massespektrometri (GCMS). Denne prosedyren innebærer opprettelse av stabil isotopisk glukosesporerløsning, bruk av hale venekateterplassering og infusjon av glukosesporeren i både faste og glukoserike tilstander i samme mus i tandem. Berikelsen av [6,6-2H2]glukose måles ved hjelp av pentaacetatderivat i GCMS. Denne teknikken kan brukes på et bredt spekter av studier som involverer direkte måling av hastigheten på leverglukoseproduksjon.
Introduction
Polycystisk eggstokk syndrom (PCOS) er en vanlig lidelse som forekommer hos 12%-20% av reproduktive kvinner1,2. Det er en kompleks sykdom som resulterer i variable fenotyper som involverer polycystiske eggstokkene, uregelmessige mensen og kliniske eller laboratoriebevis for hyperandrogenemi, og diagnostiseres vanligvis når en kvinne oppfyller to av de tre kriteriene3. Et dominerende aspekt av PCOS, og en nøkkelfaktor i patogenesen, er metabolske derangementer som finnes hos kvinner som har sykdommen. Kvinner med PCOS har høyere forekomster av insulinresistens, glukoseintoleranse, fedme og metabolsk syndrom3,4,5,6. Insulinresistens er ikke bare en manifestasjon av sykdommen, men det antas å bidra til patogenesen ved å forsterke virkningen av luteiniserende hormon i eggstokken og dermed føre til økt androgenproduksjon7,8. Insulinresistens antas å ha flere mulige opprinnelser, men studier tyder på at det kan skyldes unormale mønstre av insulinreseptorsignalering9,10. Studier har evaluert insulinresistens hos PCOS-pasienter ved hjelp av gullstandardteknikken til hyperinsulinemisk-euglykemisk klemme11,12,13,14,15. Kvinner med PCOS, uavhengig av BMI, har høyere nivåer av insulinresistens sammenlignet med kontroller. Insulinkontroll over glukoseproduksjon er svekket i forstyrrelser av insulinresistens som fører til overflødig glukoseproduksjon. For eksempel har diabetikere økt forekomst av glukoneogenese og nedsatt undertrykkelse av glykogenolyse16. Videre er nedsatt undertrykkelse av glukoseproduksjon observert hos diabetikerrotter17. Selv om klemmestudier kan gi en måling av insulinresistens, er det få studier i PCOS som fokuserer på direkte måling av glukoseproduksjon i faste- og fed-tilstander. Dette krever bruk av en ikke-radioaktiv isotopisk glukosesporerinfusjon og måling via massespektrometri.
Dyremodeller har blitt mye brukt i PCOS-forskning. Både magre og overvektige PCOS murine modeller har blitt opprettet ved å administrere androgener prenatalt, prepubertally, eller post-pubertally18. Gnager PCOS-modeller viser også metabolske forskjeller sammenlignet med deres respektive kontroller. Tidligere data fra laboratoriet vårt viste unormale glukosetoleransetester (GTT) i PCOS-musemodeller (mager og overvektig), i samsvar med menneskelig PCOS-litteratur19. Bruk av en mager og overvektig dyremodell tillater videre undersøkelse av metabolske forskjeller. Spesielt tillater denne modellen evaluering av hastigheten på glukoseproduksjon direkte ved hjelp av isotopiske glukosesporere. En av de mest brukte stabile isotopiske glukosesporeren er [6,6-2H2]glukose. [6,6-2H2]glukoseberikelse kan måles ved hjelp av et pentaacetatderivat som tidligere beskrevet20.
I denne studien var vårt mål å måle frekvensen av leverglukoseproduksjon i faste og glukoserik tilstand hos PCOS-mus ved hjelp av isotopisk glukoseinfusjon. Disse teknikkene kan brukes på et bredt spekter av eksperimenter som involverer glukosekinetikk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyreprosedyrer ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) fra Baylor College of Medicine.
1. Tilberedning av [6,6-2H2]glukose
- En dag før prosedyren, lag den stabile isotopglukosesporeren i normal saltvann. For dette eksperimentet ble [6,6-2H2]glukose brukt som sporstoff for å måle plasmaglukoseutseende.
MERK: I dette eksperimentet ble glukoseproduksjon under faste og glukoserike forhold målt, slik at glukoseisotoper ble tilberedt i to forskjellige preparater. Forbered løsningene på en slik måte at den endelige infusingdosen vil være nær henholdsvis 1 mg/(kg·min) og 2 mg/(kg·min). Disse konsentrasjonene ble optimalisert av flere tidligere pilotstudier. - Forbered det første infusatet med bare [6,6-2H2]glukose som en tracer for å representere fastetilstanden ved å oppløse steril og pyrogenfri [6,6-2H2]glukose i steril 0,9% natriumkloridoppløsning.
- Forbered det andre infusatet ved å oppløse både [6,6-2H2]glukosesporer sammen med ikke-isotopisk glukose (~20 mg/kg·min) i steril 0,9% natriumkloridoppløsning for å simulere den matede tilstanden.
MERK: I det nåværende eksperimentet ble det brukt en primet konstant hastighetsinfusjon på [6,6-2H2]glukose ved (~) 1,08 mg/(kg·min) (fastende tilstand) og (~) 1,9 mg/kg·min (glukoserik tilstand). For å etterligne den 'glukoserike tilstanden', ble D-glukoseinfusjonshastigheten satt til (~) 18,8 mg/(kg·min). - Når løsningene er tilberedt, sterilt filtrere løsningene med et 0,22 μm filter og lagre ved 4 °C. Varm løsningene til romtemperatur før infusjonen. Legg oppløsningene på forhåndsmerkede 1 ml sprøyter.
- Sett opp pumpen for å lette en primet konstant hastighetsinfusjon av den første infusate (for basal tilstand) som bare inneholder traceren, og programmer pumpen for en konstant hastighetsinfusjon av isotopen ved 150 μL / t i 3 timer.
- På slutten av 3 h faste satt opp, erstatt den første infusate sprøyten med den andre infusate sprøyten som inneholder isotopisk tracer og D-glukose (for simulert matet tilstand), og prime infusjonen for intial 15 min ved 600 μL / t. Sett pumpen til en infusjon med konstant hastighet på 150 μL/t i ytterligere 3 timer.
2. Oppsett av infusjonseksperimenter
- Fjern musene fra deres hjemmebur og legg dem i deres faste bur 3 timer før starten av eksperimentet. For dette eksperimentet ble det brukt en 4 måneder gammel hunnmus fra C57BL/6J-stammen.
MERK: Denne prosedyren krever ingen smertestillende midler før eller under prosedyren gitt sin minimalt invasive natur. - Monter cagingutstyret ved å gruppere musene i et bestemt antall mus per insulinpumpe. Plasser partisjoner på toppen av en flat, stabil base for å lage individuelle boder for musene. Det er viktig å ha tilgang til hale venekateteret for infusjonen å kjøre, så sørg for at det er et hakk i bunnen av burdøren.
MERK: Burene som vises i videoen, ble laget spesielt for dette eksperimentet. Burene er klare og laget av plexiglass. Det er en flat, stabil base (standard caging utstyr) som partisjonene sitter på. Dette oppsettet består av flere deler for å gjøre det enkelt å sette opp i flere forskjellige miljøer, avhengig av høyden på bordet og behovene til eksperimentet. Døren til buret glir for å lukke og har et hakk i bunnen for å la halen passe gjennom. - Monter de 1 ml sprøytene som inneholder 1 ml basalinfusat, og koble deretter til infusjonspumpeslangen ved hjelp av polyetylenrørene 0,28 mm ID x 0,61 mm.
- Forbered infusjonspumpen ved å sette hastigheten til 150 μL / t, som er basalhastigheten.
- Varm opp et vannbad til 48 °C.
- Forbered kateterets innsettingsstasjon ved siden av vannbadet som inneholder 30 G 0,5 tommers nåler, 0,3 mm ID x 0,64 mm silastisk rør og 1 tomme klart transportape.
- Etter 3 timers faste begynner kateterets innsettingsprosess, som er detaljert nedenfor.
3. Innsetting av kateter
- Velg en mus og plasser den i en sikker holder med tilgang til halen. Et eksempel på hva du skal bruke er en flaske kuttet i halvparten med et hakk for halen. Plasser holderen på en flat base. Plasser et stykke tape over den proksimale delen av halen for å gi plass til kateterinnsetting mer distalt.
MERK: Den typen tape som er valgt for denne oppgaven, må ha moderat styrke og lim. Flerbruks, papirbasert merkingstape ble brukt i dette eksperimentet, da det er mildt og lett å skrelle av. - Forbered kateteret (30 G kanyle festet til 0,3 mm silastisk rør og PE-10 ble gasssterilisert) ved å feste det til en 1 ml sprøyte som inneholder steril heparinisert saltvannsspyling. Skyll kateteret forsiktig.
- Ta musen til vannbadet og sett halen i vannbadet i ca 30-45 s. Dette bidrar til å utvide halevaskulaturen for kateterplassering.
- Utfør kateterets innsetting under sterile forhold. Når halen er oppvarmet, rengjør halen med benzalkoniumservietter og legg en liten kobber, tannløs alligatorklemme, som tidligere ble konturert til halens form, som en turniquet i den proksimale enden av halen. Visualiser sidehalevenen under et forstørrelsesglass, og sett deretter kateteret forsiktig inn i halevenen og trekk nålen. Skyll oppløsningen forsiktig for å sikre kateterets patency.
- Vikle et stykke 1 tommers transpor tape rundt innsettingsstedet for å feste kateteret. Fjern den lille turniquet fra halen.
4. Infusjonsoppsett og første infusjon
- Plasser musen i sitt individuelle bur og lukk skyvedøren, sørg for at halen stikker ut gjennom hakket og forblir utenfor buret.
- Legg et ekstra stykke tape over hele kateteret og halen for å feste det til grunnplaten på buret. Flerbruksfarget etikettbånd ble brukt til dette trinnet.
- Koble spylingen fra halevenkateteret og plasser en liten klemme på kateterets silastiske rør for å forhindre tilbakestrømning mens du kobler den infusate linjen fra pumpen.
- Når klemmen er ordentlig tilkoblet, fjern den og skyll den med påfyllingsløsningen, som består av det infusate. Pass på at oppløsningen er klar i slangen og ikke blodflekket.
- Legg merke til tidspunktet for initiering av infusjonen for å sikre at den går i total tid på ca. 3 timer. Hvis flere bur brukes samtidig, bør de forskyves for å håndtere infusjonstider effektivt.
- Når infusjonslinjer er notert å fungere ordentlig, fjern dekselet fra musen. Plasser standard sengetøy rundt musen.
- Start infusjonen med det første infusate som inneholder traceren og kjør den i 3 timer kontinuerlig. For varigheten av infusjonen, fortsett å sjekke mus velvære samt infusjonslinjer. Kontroller at infusjonsslangen er ordentlig festet og at det ikke er noen lekkasjer fra linjetilkoblingspunktene.
5. Blodprøvetaking
- Etter at den første infusjonen er fullført, stopp infusjonen, plasser en klemme på det sylastiske slangen på kateteret for å forhindre tilbakestrømning. Fjern musene forsiktig fra innkapslingene uten å forstyrre kateteret for å samle blod. Plasser dem på et sted i nærheten av burene for blodtrekning. For dette eksperimentet gjennomgikk musene kinn venipuncture ved hjelp av en 4 mm lansett.
- Samle ~75 μL blod i ønsket hetteglass. For å deproteinisere prøver som forberedelse til massespektrometri, tilsett ca. 15 μL blod til 500 μL aceton. Det gjenværende blodet kan brukes til å sjekke blodsukkernivået via glukometeret og/eller sentrifugert for å skille plasma for fremtidige hormonanalyser.
6. Andre infusjon
- Fjern infusatene fra sprøytepumpene ved å koble slangen fra sprøytene og erstatte den med det andre infusate som inneholder traceren sammen med glukose. Gjenta trinn 4.2 til 4.7 ved hjelp av den glukoserike isotopiske glukoseinfusjonen.
- For å nå en jevn tilstand, kjør en bolus av den andre infusate på 600 μL / t i 15 min. Legg merke til starttiden for hver gruppe bur. Reduser infusjonshastigheten til 150 μL/t for å fullføre den totale infusjonstiden på 3 timer.
- Gjenta trinn 5.1 og 5.2.
- Stopp infusjonspumpen og fjern halevenekateteret forsiktig, legg trykk på kateterstedene til blødningen stopper, og returner musene til hjemmeburene.
- Fukt og desinfiser cagingoppsettet grundig med standard såpe og vann.
MERK: Dette er en overlevelsesprosedyre. Mus kan returneres til bur og holdes for ytterligere utgifter om nødvendig. Det anbefales at det ikke utføres ytterligere utgifter i minst en uke etter denne prosedyren for å sikre tilstrekkelig dyrevelferd.
7. Massespektrometri
- Send ut prøvene for massespektrometri.
- Analyser
- Mål den isotopiske berikelsen av [6,6-2H2]glukose ved gaskromatografi - massespektrometri (GCMS) ved hjelp av pentaacetatet derivat21,22. Kort sagt innebærer denne metoden forberedelse av pentaacetatderivatet av glukose, etterfulgt av prøveanalyse ved hjelp av GCMS 20,22.
- Beregninger
- Utfør alle kinetiske målinger under steady state-forhold. Total plasmaglukoseutseende (glukose Ra) ble beregnet ut fra M+2-berikelsen av [6,6-2H2]glukose i plasma ved hjelp av etablerte isotopfortynningsligninger21. Under stabile tilstandsforhold antas det at utseendet på glukose er lik hastigheten på forsvinning av glukose. Frekvensen av endogen glukoseproduksjon (mg/(kg·min)) (GPR) = glukoseRa - eksogen glukose.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ved hjelp av tidligere beskrevne isotopfortynningsligninger ble den totale plasmaglukosehastigheten (glukoseRa) beregnet fra M+2 berikelse av [6,6-2H2]glukose i faste og glukoserike forhold ved hjelp av pentaacetatderivatet21. Under steady-state forhold antas det at utseendet av glukose er lik hastigheten på forsvinning av glukose. I kontrollgruppen var den totale glukoseRa 19,98 ± 2,53 mg/(kg·min) etter 6 timers faste og 25,80 ± 1,76 mg/(kg·min) under glukoserike forhold. Ved hjelp av beregningen ovenfor var GPR 19,08 ± 2,53 mg/(kg·min) etter 6 timers faste og 8,56 ± 1,40 mg/(kg·min)) i glukoserike forhold (tabell 1 og figur 1).
Figur 1: Glukoseproduksjonshastighet i faste- og glukoserike forhold Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| Faste | Glukoserik | |
| (gjennomsnittlig ± SD) | (gjennomsnittlig ± SD) | |
| Glukose Ra, mg/(kg.min) | 19.98 ± 2.53 | 25.80 ± 1.76 |
| GPR, mg/ (kg.min) | 19.08 ± 2.53 | 8.56 ± 1.40 |
| Ra, frekvensen av glukoseutseende; GPR, glukoseproduksjonsrate | ||
Tabell 1: Ra og GPR i faste- og glukoserike forhold
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Hyperglykemi og unormal glukosemetabolisme / homeostase er funksjoner i PCOS. Blodsukkernivået opprettholdes av en kombinasjon av glukose fra kosthold og glukoseproduksjon via glykogenolyse og glukonogenese og glykogenese, under kontroll av hormon og enzymer. Leverglukoseproduksjon undertrykkes av tilstedeværelsen av økte sirkulerende glukosenivåer. Ved forstyrrelser i unormal glukosemetabolisme er regulering av undertrykkelse av glukoseproduksjon kompromittert, noe som fører til hyperglykemi. Mens mange studier har vist indirekte målinger av leverglukoseproduksjon i en PCOS-dyremodell, har få målt leverglukoseproduksjon direkte. I denne studien beskriver vi en enkel måte å måle frekvensen av leverglukoseproduksjon hos flere mus samtidig. Denne teknikken kan brukes på mange studier som involverer glukosemetabolisme i ulike musemodeller. Videre kan denne teknikken tjene som grunnlag for hvilke ytterligere målinger kan brukes, for eksempel måling av glukoneogenese og glykogenolyse20,23.
De kritiske komponentene i dette eksperimentet er kateterets innsetting og definering av de nøyaktige målingene av [6,6-2H2]glukose og naturlig glukose når du lager infusjonsløsninger for å utføre GCMS tilstrekkelig. Kateterets innsettingsteknikk er beskrevet av Marini et al. 200624. Selv om det er invasive metoder for administrering av infusjoner og prøvetaking via halspulsåre og jugularveneter25,26,27, innsetting av en minimalt invasiv hale vene kateter oppnår de samme målene på en mindre invasiv og mindre tidkrevende måte. Selv om to katetre kan plasseres i hver hale vene, en for infusing og en for prøvetaking, brukte vi ett kateter for infusjon og utførte deretter prøvetaking via kinnvenepunksjon siden det bare var to tidspunkter for prøvetaking. Men hvis en studie inkluderte flere tidspunkter for prøvetaking, kan innsetting av et annet halevenekateter bidra til å lette dette28.
Nøyaktige målinger er avgjørende for beregninger som involverer massespektrometri for å sikre nøyaktige resultater. Vi brukte glukosesporeren til å måle utseendet på glukose er [6,6-2H2]glukose21. Selv om andre ikke-radioaktive sporstoffer har vært ansatt i andre studier, er dette en stabil isotop som ofte brukes i laboratoriet vårt20. Stabile glukosesporere foretrekkes fremfor radioaktive glukosesporere på grunn av forbedret sikkerhetsprofil, naturlig tilstedeværelse, mangel på halveringstid som påvirker studietiden, og evne til å kombinere forskjellige sporstoffer29. Valg av tracer er opp til forskernes skjønn og kompetanse.
Det er noen begrensninger i denne studien, inkludert den tekniske etterspørselen av prosedyren. Sammenlignet med mer invasive teknikker for kateterisering (dvs. kateterisering av karotisarterie og ekstern jugulær vene), er denne teknikken enkel, effektiv og mindre morbid. Hvis du bruker to hale venekateter, har det vært rapporter om feilaktige berikelsesverdier fra infusjonen som forstyrrer prøvetakingskateteret24. I de fleste studier er imidlertid ikke behovet for flere prøver berettiget fordi steady-state er kjent. Til slutt, selv om massespektrometri gir presise målinger, krever det ekstra ferdigheter, kompetanse og kostnader.
I denne studien beskriver vi en enkel, nøyaktig måte å måle frekvensen av total leverglukoseproduksjon i en PCOS-musemodell. Denne teknikken skal tjene som grunnlag for flere studier som involverer glukosemetabolisme av musemodeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av opplæringsstipend fra Institutt for obstetrikk og gynekologi, Baylor College of Medicine (ALG) og R-01 forskningsstipend (Grant # DK114689) for CSB, SC og JM fra National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride solution | McKesson | 275595 | |
| 10 mL BD Luer-Lok tip syringe | VWR | 75846-756 | Two syringes per animal (one for isotopic glucose solution, one for glucose-rich isotopic solution) |
| 1-inch clear transpore tape | 3M | 70200400169 | |
| 1-inch Labeling tape | Fisher | GS07F161BA | Brand is example |
| 5 mL syringe containing heparanized saline flush | McKesson | 191-MIH-2235 | One can also prepare a heparin flush solution (10 units/mL heparin in 0.9% sodium chloride) |
| 5 mm Medipoint Goldenrod animal lancets | Fisher Scientific | NC9891620 | 5 mm if animal is between 2 and 6 months |
| Acetone | Sigma-Aldrich | 650501 | |
| Advanced hot plate stirrer | VWR | 97042-602 | Brand is example |
| BD 27 gauge 0.5 inch needles | Health Warehouse | A283952 | |
| BD 30 gauge 0.5 inch needles | Medvet | 305106 | |
| BD Intramedic Polyethylene (PE) tubing 0.28 mm ID x 0.61 mm | VWR | 63019-004 | |
| BD Intramedic Polyethylene (PE) tubing 0.28 mm ID x 0.61 mm | VWR | 63019-004 | |
| Beaker, 1000 mL | Any brand | ||
| Caging pellets | |||
| Clear VOA glass vials with closed-top cap | Fisher Scientific | 05-719-120 | For storage of acetone and blood draw samples |
| Copper toothless alligator clamp for tourniquet | Amazon | Any Brand; smooth toothless alligator clips made of solid copper | |
| D-(+)-glucose >99.5% | Sigma-Aldrich | G8270 | |
| D-glucose (6,6-D2, 99%) | Cambridge Isotope Laboratories, Inc. | DLM-349-PK | |
| Dow Corning silastic tubing 0.3 mm ID x 0.64 mm OD | VWR | 62999-042 | |
| Magnifying glass | Amazon | Any brand; similar to LANCOSC Magnifying Glass with Light and Stand | |
| Microbalance | Ohaus Adventurer Pro | AV264C | Any similar model with 0.0001g accuracy can be used |
| Nalgene bottle, 500 mL | Sigma-Aldrich | B0158-12EA | Or any Similar brand; saw in half (including lid) and cut tail-sized notch in the bottom |
| PHD Ultra multi-syringe pump | Harvard Apparatus | 70-3024A | |
| Plexiglass sheet | Any brand; to stabalize mouse during catheter insertion | ||
| Plexiglass sheets and dividers | Any brand; used to cage mice during infusion |
References
- March, W. A., et al. The prevalence of polycystic ovary syndrome in a community sample assessed under contrasting diagnostic criteria. Human Reproduction. 25 (2), 544-551 (2009).
- Yildiz, B. O., et al. Prevalence, phenotype and cardiometabolic risk of polycystic ovary syndrome under different diagnostic criteria. Human Reproduction. 27 (10), 3067-3073 (2012).
- Rotterdam ESHRE/ASRM-Sponsored PCOS Consensus Workshop Group . Revised 2003 consensus on diagnostic criteria and long-term health risks related to polycystic ovary syndrome. Fertility and Sterility. 81 (1), 19-25 (2004).
- Goodarzi, M. O., et al. Polycystic ovary syndrome: etiology, pathogenesis and diagnosis. Nature Reviews. Endocrinology. 7 (4), 219-231 (2011).
- Azziz, R. Introduction: Determinants of polycystic ovary syndrome. Fertility and Sterility. 106 (1), 4-5 (2016).
- Baskind, N. E., Balen, A. H. Hypothalamic-pituitary, ovarian and adrenal contributions to polycystic ovary syndrome. Best Practice and Research. Clinical Obstetrics & Gynaecology. 37, 80-97 (2016).
- Burghen, G. A., Givens, J. R., Kitabchi, A. E. Correlation of hyperandrogenism with hyperinsulinism in polycystic ovarian disease. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 50 (1), 113-116 (1980).
- Bremer, A. A. Polycystic ovary syndrome in the pediatric population. Metabolic Syndrome and Related Disorders. 8 (5), 375-394 (2010).
- Dunaif, A., et al. Excessive insulin receptor serine phosphorylation in cultured fibroblasts and in skeletal muscle. A potential mechanism for insulin resistance in the polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Investigation. 96 (2), 801-810 (1995).
- Højlund, K., et al. Impaired insulin-stimulated phosphorylation of Akt and AS160 in skeletal muscle of women with polycystic ovary syndrome is reversed by pioglitazone treatment. Diabetes. 57 (2), 357-366 (2008).
- Moghetti, P., et al. Divergences in insulin resistance between the different phenotypes of the polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 98 (4), 628-637 (2013).
- Ovalle, F., Azziz, R. Insulin resistance, polycystic ovary syndrome, and type 2 diabetes mellitus. Fertility and Sterility. 77 (6), 1095-1105 (2002).
- Dunaif, A., et al. Profound peripheral insulin resistance, independent of obesity, in polycystic ovary syndrome. Diabetes. 38 (9), 1165-1174 (1989).
- Hutchison, S. K., et al. Effects of exercise on insulin resistance and body composition in overweight and obese women with and without polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Endocrinology Metabolism. 96 (1), 48-56 (2011).
- Stepto, N. K., et al. Women with polycystic ovary syndrome have intrinsic insulin resistance on euglycaemic-hyperinsulaemic clamp. Human Reproduction. 28 (3), 777-784 (2013).
- Basu, R., Schwenk, W. F., Rizza, R. A. Both fasting glucose production and disappearance are abnormal in people with "mild" and "severe" type 2 diabetes. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 287 (1), 55-62 (2004).
- Blesson, C. S., et al. Sex dependent dysregulation of hepatic glucose production in lean Type 2 diabetic rats. Frontiers in Endocrinology. 10, Lausanne. 538 (2019).
- Caldwell, A. S., et al. Characterization of reproductive, metabolic, and endocrine features of polycystic ovary syndrome in female hyperandrogenic mouse models. Endocrinology. 155 (8), 3146-3159 (2014).
- Chappell, N. R., et al. Prenatal androgen induced lean PCOS impairs mitochondria and mRNA profiles in oocytes. Endocrine Connections. 9 (3), 261-270 (2020).
- Chacko, S. K., et al. Measurement of gluconeogenesis using glucose fragments and mass spectrometry after ingestion of deuterium oxide. Journal of Applied Physiology. 104 (4), 944-951 (2008).
- Bier, D. M., et al. Measurement of "true" glucose production rates in infancy and childhood with 6,6-dideuteroglucose. Diabetes. 26 (11), 1016-1023 (1977).
- Chacko, S. K., Sunehag, A. L. Gluconeogenesis continues in premature infants receiving total parenteral nutrition. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 95 (6), 413-418 (2010).
- Chacko, S. K., et al. Effect of ghrelin on glucose regulation in mice. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 302 (9), 1055-1062 (2012).
- Marini, J. C., Lee, B., Garlick, P. J. Non-surgical alternatives to invasive procedures in mice. Laboratory Animals. 40 (3), 275-281 (2006).
- Jacobs, J. D., Hopper-Borge, E. A. Carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51917 (2014).
- Ayala, J. E., et al. Hyperinsulinemic-euglycemic clamps in conscious, unrestrained mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (57), e3188 (2011).
- Kmiotek, E. K., Baimel, C., Gill, K. J. Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (70), e3739 (2012).
- Marini, J. C., Lee, B., Garlick, P. J. In vivo urea kinetic studies in conscious mice. The Journal of Nutrition. 136 (1), 202-206 (2006).
- Choukem, S. -P., Gautier, J. -F. How to measure hepatic insulin resistance. Diabetes Metabolism. 34 (6), Pt 2 664-673 (2008).
