Summary
Vi præsenterer en model af neonatal intraventrikulær blødning ved hjælp af rottehvalpe, der efterligner den patologi, der ses hos mennesker.
Abstract
Neonatal intraventrikulær blødning (IVH) er en almindelig konsekvens af for tidlig fødsel og fører til hjerneskade, posthemorragisk hydrocephalus (PHH) og livslang neurologisk underskud. Mens PHH kan behandles ved midlertidige og permanente cerebrospinalvæske (CSF) afledningsprocedurer (henholdsvis ventrikulært reservoir og ventriculoperitoneal shunt), er der ingen farmakologiske strategier til forebyggelse eller behandling af IVH-induceret hjerneskade og hydrocephalus. Dyremodeller er nødvendige for bedre at forstå patofysiologien af IVH og teste farmakologiske behandlinger. Mens der er eksisterende modeller af neonatal IVH, er de, der pålideligt resulterer i hydrocephalus, ofte begrænset af nødvendigheden af store volumeninjektioner, hvilket kan komplicere modellering af patologien eller indføre variabilitet i den observerede kliniske fænotype.
Nylige kliniske undersøgelser har impliceret hæmoglobin og ferritin i at forårsage ventrikulær udvidelse efter IVH. Her udvikler vi en ligetil dyremodel, der efterligner den kliniske fænotype af PHH ved hjælp af små volumen intraventrikulære injektioner af blodnedbrydningsproduktet hæmoglobin. Ud over pålideligt at inducere ventrikulær udvidelse og hydrocephalus resulterer denne model i hvidstofskade, betændelse og immuncelleinfiltration i periventrikulære og hvide stofområder. Dette papir beskriver denne klinisk relevante, enkle metode til modellering af IVH-PHH hos neonatale rotter ved hjælp af intraventrikulær injektion og præsenterer metoder til kvantificering af ventrikel størrelse efter injektion.
Introduction
Neonatal IVH stammer fra den germinale matrix, et sted med hurtig celledeling, der støder op til de laterale ventrikler i den udviklende hjerne. Denne meget vaskulære struktur er sårbar over for hæmodynamisk ustabilitet relateret til for tidlig fødsel. Blod frigives i de laterale ventrikler i germinal matrixblødning (GMH) -IVH, når skrøbelige blodkar inden for germinalmatrixen brister. I tilfælde af klasse IV IV kan periventrikulær hæmoragisk infarkt også bidrage til frigivelse af blodprodukter i hjernen. 1 Kombinationen af GMH-IVH kan forårsage PHH, især efter højkvalitetsblødning (grad III og IV)1. PHH kan behandles med placering af en ventriculoperitoneal shunt, men shuntplacering vender ikke den hjerneskade, der kan opstå ved IVH. Selvom moderne neonatal intensiv pleje har sænket satserne på IVH2, 3, er der ingen specifikke behandlinger for hjerneskade eller hydrocephalus forårsaget af IVH, når det er sket. En væsentlig begrænsning i udviklingen af forebyggende behandlinger for IVH-induceret hjerneskade og PHH er den ufuldstændige forståelse af IVH-patofysiologi.
For nylig har tidlige CSF-niveauer af vigtige blodnedbrydningsprodukthæmoglobin vist sig at være forbundet med den senere udvikling af PHH hos nyfødte med IVH4 af høj kvalitet. Desuden er CSF-niveauer af jernhåndteringsvejproteiner - hæmoglobin, ferritin og bilirubin - forbundet med ventrikelstørrelse i neonatal IVH. Dette blev også vist i en multicenterkohorte af spædbørn med for tidlig PHH, hvor højere ventrikulære CSF-niveauer af ferritin var forbundet med større ventrikel størrelse5.
I denne undersøgelse udviklede vi en klinisk relevant model af IVH-induceret hjerneskade og hydrocephalus ved hjælp af hæmoglobininjektion i hjernens ventrikler, hvilket muliggør kvantificering af hjerneskade og PHH og test af nye terapeutiske strategier (figur 1)6, 7. Denne IVH-model anvender neonatale rotteunger, som placeres under generel anæstesi i løbet af proceduren. Et midterlinjesnit foretages i hovedbunden, og koordinater afledt af kraniets landemærker - bregma eller lambda - bruges til at målrette de laterale ventrikler til injektion. Langsom injektion ved hjælp af en infusionspumpe leverer hæmoglobin ind i ventriklen. Denne protokol er nem at bruge, alsidig og kan modellere forskellige komponenter i IVH, der resulterer i PHH.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
BEMÆRK: Alle dyreprotokoller blev godkendt af institutionernes dyrepleje- og brugsudvalg. Se materialetabellen for detaljer om alle materialer, reagenser, udstyr og software, der bruges i denne protokol.
1. Fremstilling af hæmoglobin- og CSF-opløsninger
- Der fremstilles en steril kunstig CSF-opløsning (aCSF) ved at tilsætte 500 μL af aCSF-opløsningen til et 1,5 ml mikrorør og opbevares på is.
- Der fremstilles en steril 150 mg/ml hæmoglobinopløsning ved at tilsætte 75 mg hæmoglobin til 500 μL aCSF i et 1,5 ml mikrorør og opbevares på is.
2. Forberedelse af dyret til injektion
- Drej varmepuden til mediumindstillingen for at opretholde rottens kropstemperatur.
- Anæstetik postnatal dag 4 (P4) rotter i et induktionskammer fyldt med 3% isofluran.
BEMÆRK: Bekræft tilstrækkelig anæstesi ved hjælp af tå / hale-pinch-respons hvert 15. minut. Overvåg anæstesi med visuel observation af vævsfarve, kropstemperatur og respirationsfrekvens. - Administrer smertelindring med en 5 mg/kg subkutan carprofeninjektion til den bedøvede rotte.
- Placer den bedøvede rotte, der er udsat i det stereotaktiske apparat, med næsen placeret i anæstesiadapteren med en konstant strøm på 1,5% isofluran.
- Stram ikke-brude ørestænger på den eksterne auditive meatus for at fastgøre hovedet.
BEMÆRK: Påfør dyrlægesalve for at holde øjnene fugtige, hvis øjnene er åbne i injektionsalderen. - Rengør hovedet, skiftevis med sterile applikatorer med bomuldsspids gennemblødt i betadin og 70% ethanol.
- Rør ved den betadin-gennemblødte applikator til midten af hovedbunden og spred betadinen i cirkler og bevæg dig udad.
- Trin 2.6.1.1 gentages med den ethanolvædede applikator.
- Gentag trin 2.6.1.1 og trin 2.6.1.2 3x.
- Påfør en steril kirurgisk drapering for at beskytte det kirurgiske felt.
- Brug en steril skalpel til at lave et 0,3 cm snit lodret ned i midten af hovedet for at udsætte kraniets bregma.
BEMÆRK: Hvis du injicerer fra lambdaen, skal du udsætte kraniets lambda i stedet for bregma. - Brug en steril applikator med bomuldsspids til at tørre området.
3. Opsætning af stereotaktisk injektor
- Hæmoglobinopløsningen, der er fremstillet i trin 1.2, trækkes i en steril sprøjte på 0,3 ml med en 30G-nål, og sprøjten anbringes i det stereotaktiske injektorsystem.
BEMÆRK: Hvis der genereres kontrolbetingelser, trækkes en CSF-opløsning fremstillet i trin 1.1 i en 0,3 ml steril sprøjte og fortsæt med protokollen. - Tænd for den stereotaktiske injektorgrænseflade, og klik på konfigurationsknappen for at indtaste indstillingerne for injektionsvolumen og hastighed.
- Klik på Lydstyrke og indstil lydstyrken til 20.000 nL (20 μL).
- Klik på Infusionshastighed og indstil hastigheden til 8.000 nL /min (8 μL/min).
- Afslut konfiguration ved at klikke på knappen Nulstil Pos.
- Skyl nålespidsen ved at klikke på knappen Tilfør , indtil en lille perle af hæmoglobinopløsning dukker op ved nålespidsen.
- Væg forsigtigt hæmoglobinopløsningen fra nålespidsen med en steril applikator med bomuldsspids.
4. Injektion af dyr
- Indstil bregmaen til nul på det stereotaktiske injektorsystem ved at justere sprøjtens middelmådige og anteroposteriorposition, før du sænker spidsen af den skyllede sprøjtenål for forsigtigt at røre kraniet ved bregmaen.
BEMÆRK: Hvis du injicerer fra lambdaen, skal du indstille lambda til nul. - Identificer de valgte koordinater.
- Hvis du injicerer fra bregma, i P4 rotter beskrevet her, skal du bruge 1,5 mm lateral, 0,4 mm forreste og 2,0 mm dyb fra bregma.
- Hvis du injicerer fra lambdaen, skal du bruge følgende koordinater til P4-rotter: 1,1 mm lateralt, 4,6 mm forreste og 3,3 mm dybt fra lambda.
- Løft sprøjtenålen 1 cm over kraniet for at rydde hovedbunden. Når sprøjten hæves, skal du fortsætte med at indstille de middelmådige og anteroposterior koordinater.
- Sænk sprøjtenålen for forsigtigt at røre ved kraniet. Kontroller, at nålen rører kraniet.
- Indstil den dorsoventrale koordinat over en 30 s periode.
BEMÆRK: Mens du indstiller dorsoventralkoordinaten, punkterer nålen kraniet. Der skal udvises forsigtighed for at sikre, at sprøjten passerer gennem kraniet uden at deformere kraniet. Kraniedeformation undgås ved langsomt at trække nålen ud langs den dorsoventrale koordinat, hvis deformation opstår, og derefter placere nålen tilbage langs samme bane. Dette gør det muligt for nålen at passere gennem hullet i kraniet med mindre kraft og ingen deformation. - På den stereotaktiske injektorgrænseflade skal du klikke på knappen Kør for at starte injektionen.
- Når injektionen er færdig, skal du lade sprøjtenålen være på plads i 2 minutter for at minimere tilbagestrømningen af opløsningen.
- Træk sprøjten langsomt ud langs dorsoventralkoordinaten over 2 minutter, indtil kanylespidsen er 2 cm over hovedbunden.
- Drej den stereotaktiske injektorarm væk fra det operative felt.
5. Postoperativ pleje
- Luk hovedbunden med en 6-0 monofilament sutur. Lav en simpel afbrudt sutur i midten af 0,3 cm snittet.
- Fjern hvalpen fra anæstesi, og læg den på et sikkert område på varmepuden.
- Returner gnaveren til hjemmeburet for at komme sig efter anæstesien under pleje af sin dæmning.
BEMÆRK: Rettidig tilbagevenden til pleje af dæmningen reducerer tidlig postoperativ dødelighed. - Overvåg dyrene for anæstesi ved tab af den korrigerende refleks hver time efter operationen i 3 timer.
- Overvåg dyrene dagligt i 7 dage for normal aktivitet, fødeindtagelse og vægtøgning. Overvåg snitstedet for sårheling, lukning og genopståelse af pels på operationsstedet.
BEMÆRK: I det sjældne tilfælde, at neurologiske ændringer såsom anfald, central depression eller nedsat appetit observeres under overvågning, skal du aflive dyret ved hjælp af intravaskulær perfusion eller cervikal dislokation under anæstesi. - For at forhindre infektion, når suturen er lukket, og såret heler, skal du anvende aktuelt tredobbelt antibiotikum på snitstedet.
6. Erhvervelse og kvantificering af MR-scanning
- Udfør MR på en 4.7T eller 9.4T smådyrsscanner.
- Drej varmepuden til mediumindstillingen for at opretholde rottens kropstemperatur.
- Inducer anæstesi i et kammer ved anvendelse af 3% isofluran.
BEMÆRK: Bekræft tilstrækkelig anæstesi ved hjælp af tå / hale-pinch-respons hvert 15. minut. Overvåg anæstesi med visuel observation af vævsfarve, kropstemperatur og respirationsfrekvens. - Placer den bedøvede rotte, der er udsat for MR, med næsen placeret i anæstesiadapteren med en konstant strøm på 1,5% isofluran.
- Udfør T2-vægtet billeddannelse ved at vælge en T2-vægtet hurtig spin-ekkosekvens.
- Hvis du bruger en 4.7T MR-scanner, skal du indtaste følgende parametre i MR-softwaren: gentagelsestid = 3.000 ms, ekkotid = 27,50 ms, antal gennemsnit = 3, synsfelt = 18,0 mm x 18,0 mm, matrix = 128 x 128, antal aksiale skiver = 24, tykkelse = 0,50 mm.
- Hvis du bruger en 9.4T MR-scanner, skal du indtaste følgende parametre i MR-softwaren: gentagelsestid = 5.000 ms, ekkotid = 66.00 ms, ekkoafstand = 16.50 ms, antal gennemsnit = 2, gentagelser = 1, sjælden faktor = 8, synsfelt = 16.0 mm x 16.0 mm, matrix = 256 x 256, antal aksiale skiver = 32, tykkelse = 0, 50 mm.
- Klik på knappen Fortsæt for at starte sekvensen.
7. Billedbehandling og analyse
- Brug native T2-vægtede data til at analysere hjernevolumen. Brug segmenteringssoftware til manuelt at afgrænse de laterale ventrikler6. Klik på Penseltilstand , og vælg firkantet penselstil . Juster penselstørrelsen til 1. Klik på Layoutinspektion , og vælg aksial visning. Klik på zoom for at passe. Placer markøren på billedet; spore og fylde det laterale ventrikel rum.
- Klik på Segmentering i værktøjslinjen | Volumen og statistik for at se de segmenterede mængder.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Succesen med injektion blev bekræftet af radiologiske og immunohistokemiske midler. Dyr, der gennemgik hæmoglobininjektion, udviklede moderat akut ventrikulomegali, når de blev vurderet via MR (figur 2A), med signifikant større laterale ventrikler ved 24 timer og 72 timer efter hæmoglobininjektion sammenlignet med dyr injiceret i aCSF (figur 2B, C). Selv om der ikke var nogen signifikant forskel i lateralt ventrikel volumen mellem hæmoglobininjicerede dyr og dyr injiceret aCSF 38 dage efter injektion (figur 2D), er det vigtigt at bemærke, at 44 % (4/9) af dyrene i den hæmoglobininjicerede gruppe, der blev fulgt til 38 dage efter injektionen, udviste uforløst ventrikulomegali på dette tidspunkt (figur 2D ). Denne brede fordeling i ventrikel størrelser er et mønster, der er i overensstemmelse med det kliniske forløb af IVH-PHH. Desuden blev mængden af hvidt stof kvantificeret 38 dage efter injektionen (figur 3) og faldt signifikant i gruppen med hæmoglobininjektion sammenlignet med gruppen med aCSF-injektion (figur 3B).
Vi har tidligere offentliggjort en undersøgelse, der beskriver den akutte inflammatoriske reaktion, der opstår efter hæmoglobininjektion9. I denne undersøgelse blev proinflammatoriske cytokiner evalueret for tumornekrosefaktor-alfa (TNFα) produktion in vivo (figur 4), og immuncelleinfiltration i periventrikulære områder og hvidt stof blev evalueret ved anvendelse af glialfibrillært surt protein (GFAP) immunfluorescens (figur 5). Injektion af 15 μL hæmoglobin, fuldblod eller saltvand i lateral ventrikel af postnatal dag 5 rotter resulterede i højere niveauer af proinflammatorisk cytokin TNFα 3 timer efter hæmoglobininjektion sammenlignet med fuldblod og saltvand (figur 4). Der var signifikant flere reaktive astrocytter i corpus callosum hos hæmoglobinindsprøjtede dyr sammenlignet med dyr injiceret i aCSF (figur 5). Endelig er andre blodnedbrydningsprodukter blevet brugt på denne måde, herunder jern og ferritin til pålideligt at resultere i ventrikulomegali og hydrocephalus 6,7.
Figur 1: Eksperimentel tidslinje og skematisk for den neonatale rotte IVH-model . (A) Skematisk visning af hæmoglobininjektion og MR-tidslinje anvendt til data genereret i denne undersøgelse. (B) Skematisk opsætning af stereotaktisk opsætning til injektion (venstre) og hæmoglobininjektionsplacering i højre laterale ventrikel (højre). Forkortelser: IVH = intraventrikulær blødning; MR = magnetisk resonansbilleddannelse; PN = postnatal dag N. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Laterale ventrikel volumener i intraventrikulær blødning rotte model. (A) Repræsentative in vivo T2 koronale MR-billeder af rottehjerner 24 timer, 72 timer og 38 dage efter intraventrikulær injektion af aCSF (venstre) eller 150 mg / ml Hb (højre) i højre laterale ventrikel på postnatal dag 4. Skalastænger = 1 mm. (B-D) Kvantificering af laterale ventrikel volumener (B) 24 timer, (C) 72 h og (D) 38 dage efter aCSF eller Hb injektion. Dyr med Hb-indsprøjtning havde signifikant større ventrikler ved 24 timer og 72 timer. Data i B og C er gennemsnitlige ± s.e.m., n = 13 pr. gruppe, uparret tosidet t-test. Data i D er gennemsnitlige ± SEM, n = 3 i aCSF-gruppe og n = 9 i Hb-gruppe, uparret to-tailed t-test. Forkortelser: MR = magnetisk resonansbilleddannelse; PN = postnatal dag N; aCSF = kunstig cerebrospinalvæske; Hb = hæmoglobin; SEM = standardfejl i middelværdien. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Hvidstofskade i intraventrikulær blødningsrottemodel . (A) Repræsentative in vivo T2 koronale MR-billeder af rottehjerner 38 dage efter intraventrikulær injektion af aCSF (venstre) eller 150 mg / ml Hb (højre) i højre laterale ventrikel på postnatal dag 4. Hvidt stof er skitseret med rødt. Vægtstænger = 1 mm. (B) Kvantificering af hvidstofvolumener 38 dage efter injektion af aCSF eller Hb. Dyr med Hb-indsprøjtning havde nedsat volumen af hvidt stof. Data i B er gennemsnitlige ± SEM, n = 3 i aCSF-gruppen, n = 9 i Hb-gruppen. Uparret to-halet t-test. Forkortelser: MR = magnetisk resonansbilleddannelse; PN = postnatal dag N; aCSF = kunstig cerebrospinalvæske; Hb = hæmoglobin; SEM = standardfejl i middelværdien. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Hæmoglobin inducerer mere TNFα-produktion end fuldblod in vivo. Administration af 15 μL hæmoglobin, fuldblod eller saltvand i lateral ventrikel af postnatal dag 5 rotter resulterede i højere niveauer af det proinflammatoriske cytokin TNFα 3 timer efter hæmoglobininjektion sammenlignet med fuldblod og saltvand. Data er gennemsnitlige ± SEM, n = 4 i alle grupper, envejs ANOVA med post-hoc Tukeys test. Forkortelser: Hb = hæmoglobin; TNFα = tumornekrosefaktor-alfa; WB = fuldblod; ANOVA = analyse af varians. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 5: Astrocytaktivering i corpus callosum efter hæmoglobininjektion i lateral ventrikel. (A) GFAP-immunostaining viser, at hæmoglobininjektion i den laterale ventrikel på postnatal dag 4 gnavere resulterede i astrocytaktivering i corpus callosum og subventrikulær zone 72 timer efter injektion. Skalastænger = 50 μm. (B) Antallet af reaktive astrocytter var signifikant øget hos hæmoglobininjicerede dyr sammenlignet med dyr injiceret med aCSF. Data er gennemsnitlige ± SEM, n = 3 i aCSF-gruppe, n = 4 i Hb-gruppe, uparret to-tailed t-test. Forkortelser: GFAP = glialfibrillært surt protein; DAPI = 4',6-diamidino-2-phenylindol; LV = lateral ventrikel; SVZ = subventrikulær zone; cc = corpus callosum; aCSF = kunstig cerebrospinalvæske; Hb = hæmoglobin; SEM = standardfejl i middelværdien. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 6: Sammenligning af 4.7T og 9.4T MR-billedkvalitet. (A) 4.7T og 9.4T T2-vægtet MR taget 72 timer efter hæmoglobininjektion i højre laterale ventrikel af rotter efter fødselsdag 4. Skalastænger = 1 mm. Forkortelse: MR = magnetisk resonansbilleddannelse. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne IVH-model ved hjælp af hæmoglobininjektion giver mulighed for undersøgelse af patologien af IVH specifikt medieret af hæmoglobin. Til komplementære undersøgelser kan hæmoglobin også let leveres in vitro og forvirrer ikke biokemiske assays for proteiner fremstillet af microglia / makrofager, der er til stede i fuldblod.
De førende teorier om IVH-PHH inkluderer mekanisk obstruktion af CSF-cirkulation, forstyrrelse af cilia, der forer de ependymale vægge, betændelse, fibrose og jerntoksicitet10. Eksisterende dyremodeller for IVH, såsom den collagenase-inducerede rottehvalpmodel, inducerer IVH gennem direkte skade og forstyrrelse af den ekstracellulære matrix11, mens andre såsom den glycerolinducerede kaninhvalpmodel inducerer IVH som en effekt af intrakraniel hypotension12. Yderligere modeller bruger autolog og donor rotte blodinjektion i laterale ventrikler13, 14. Mens disse og andre eksisterende modeller præsenterer vigtige træk til undersøgelsen af IVH-PHH, fokuserer de på virkningen af blod i ventriklen uden at overveje rollen som specifikke komponenter i blodet frigivet under blødning på udviklingen af neurologiske følgevirkninger efter IVH.
Tidlige CSF-niveauer af hæmoglobin efter IVH har vist sig at være forbundet med PHH, og CSF-niveauer af jernmetabolismevejsproteiner - hæmoglobin, ferritin og bilirubin - er forbundet med ventrikel størrelse efter IVH4. Dette tyder på, at patogenesen af PHH kan være forbundet specifikt med hæmoglobin- og jernkomponenterne i blodet, der frigives i ventriklerne under IVH. Denne model præsenterer således en vigtig vej til målrettet undersøgelse af hæmoglobins rolle på PHH-udvikling og giver mulighed for yderligere undersøgelser af terapi rettet mod hæmoglobin og jernmetabolismeveje efter IVH.
Ventrikulær udvidelse efter IVH hos mennesker kan skyldes hjernens parenkymale tab (undertiden benævnt hydrocephalus ex vacuo) eller hydrocephalus, hvilket indikerer øget CSF-tryk. Disse processer kan forekomme sammen15 , og det kan være svært at afgøre, i hvilket omfang ventrikulære ændringer skyldes øget CSF-tryk versus volumentab uden invasive procedurer. Denne model, som giver mulighed for både vurdering af ventrikulær størrelse radiologisk hos levende dyr og vurdering af vævsskade via histologi, kan hjælpe forskere med at forstå forholdet mellem de to og endnu vigtigere vurdere, i hvilket omfang potentielle terapier vender hjerneskade.
Traditionelt har sammenligninger mellem arter af hjernens udvikling primært været afhængige af postmortem hjernemasse. En skelsættende undersøgelse foretaget af Dobbing og Sands udført med denne metode estimerede P7 til at være en stor periode med hjernevækst hos gnavere, der kan sammenlignes med de ændringer, der blev observeret hos menneskelige nyfødte født ved termin16. For nylig har undersøgelser, der sammenligner udviklingsmæssige milepæle såsom oligodendrocytmodning og etablering af blod-hjerne-barrieren, defineret P1-P3 hos gnavere til at være analog med 23-32 ugers svangerskab hos humane nyfødte 17,18,19,20,21. Derudover involuterer kimmatrixen ikke før P7 hos rotter22. Derfor svarer P4-rotterne, der anvendes i denne model, til en periode med hjernemodning, hvor kimmatrixen er til stede, med egenskaber, som vi mener er repræsentative for den menneskelige befolkning, der er i fare for IVH-PHH. Desuden er hyppigheden af uforløst ventrikulomegali 38 dage efter hæmoglobininjektion i denne undersøgelse (44%) sammenlignelig med kliniske PHH-satser efter IVH (30%)23.
Begrænsninger af vores postnatale rotte IVH-model inkluderer brugen af et lissencephalic dyr og manglen på direkte skade på germinal matrix og / eller periventrikulær parenchyma. Denne model har dog flere fordele, herunder god reproducerbarhed, lave omkostninger og alsidighed, der giver mulighed for brug af forskellige ældre dyr og radiologiske (figur 6), biokemiske og histologiske analyser. Fremtidigt laboratoriearbejde om patofysiologien af IVH kan føre til bedre behandlinger for denne tilstand.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer, at de ikke har nogen interessekonflikter.
Acknowledgments
JMS modtog finansiering fra NIH / NINDS R01 NS110793 og K12 (Neurosurgeon Research Career Development Program). BAM modtog finansiering fra NIH / NINDS K08 NS112580-01A1, University of Kentucky Neuroscience Research Priority Area Award og en Hydrocephalus Association Innovator Award.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.3 mL insulin syringe | BD Microfine + Insulin Syringe | 230-4533 | 0.3-0.5 mL synringes will work |
| 1.5 mL microtube | USA Scientific | 1615-5500 | Lot No. K194642H -3 511 |
| 4.7T MRI | Agilent/Varian | 4.7T/33 cm | Agilent/Varian DirectDrive 4.7-T (200-MHz) MRI system |
| 6-0 monofilament suture | ETHICON | 667G | |
| 9.4T MRI | Bruker | BioSpec 94/20 | Used in this protocol without the cryoprobe |
| Analytical balance | CCURIS Instruments | W3200-320 | |
| Artificial CSF (aCSF) | Tocris Bioscience | 3525 | Batch No: 72A |
| Betadine | Purdue Products L.P. | 301005-00 | NDC 67618-150-09 |
| Carprofen (injectable) | Zoetis Inc. | PI 4019448 | Rimadyl |
| Ethanol | Decon Laboratories | 2701 | |
| Heating pad | Sunbeam | E12107-819 | UL 612A, Z-1228-001 |
| Hemoglobin | MP Biomedicals | 100714 | LOT NO. SR02321 |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Isoflurane vaporizer | VETEQUIP | 911103 | |
| Light for stereotactic insturment | Dolan-Jenner industries | Fiber-Lite MI-150 | |
| Microinjection syringe pump | World Precision Instruments | MICRO21 | Serial 184034 T08K |
| MRI software | Bruker BioSpin | Paravision 360 3.2 | |
| Oxygen | Airgas Healthcare | UN1072 | LOT NUMBER S1432080XA02 |
| Sprague Dawley rats | Charles River Laboratories | Strain code: 001 | |
| Stereotactic instrument | KOPF Instuments | Model 900LS Lazy Susan | |
| Sterile cotton tipped applicator | Fischerbrand | 23-400-118 | |
| Surgical blade | covetrus | #10 | |
| Topical triple antibiotic | Triple Antibiotic Ointment | NDC 51672-2120-1 | |
| Ventricle volume quantification software | ITK-SNAP | ITK-SNAP 4.0.0 beta |
References
- Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: Pathophysiology and current treatment concepts: A review. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 9 (3), (2012).
- Hasselager, A. B., Børch, K., Pryds, O. A. Improvement in perinatal care for extremely premature infants in Denmark from. Danish Medical Journal. 63 (1), to (1994).
- Johnston, P. G., Gillam-Krakauer, M., Fuller, M. P., Reese, J. Evidence-Based Use of Indomethacin and Ibuprofen in the Neonatal Intensive Care Unit. Clinics in Perinatology. 39 (1), (2012).
- Mahaney, K. B., Buddhala, C., Paturu, M., Morales, D., Limbrick, D. D., Strahle, J. M. Intraventricular Hemorrhage Clearance in Human Neonatal Cerebrospinal Fluid: Associations with Hydrocephalus. Stroke. , (2020).
- Strahle, J. M., et al. Longitudinal CSF Iron Pathway Proteins in Posthemorrhagic Hydrocephalus: Associations with Ventricle Size and Neurodevelopmental Outcomes. Annals of Neurology. 90 (2), (2021).
- Strahle, J. M., et al. Role of Hemoglobin and Iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), (2014).
- Garton, T. P., He, Y., Garton, H. J. L., Keep, R. F., Xi, G., Strahle, J. M. Hemoglobin-induced neuronal degeneration in the hippocampus after neonatal intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1635, (2016).
- SNAP Tutorial and User’s Manual. , Medtext, Inc.. Hinsdale (IL). Available from: http://www.itksnap.org/docs/fullmanual.php (2022).
- Goulding, D. S., Caleb Vogel,, Gensel, R., Morganti, J. C., Stromberg, J. M., Miller, A. J., A, B. Acute brain inflammation, white matter oxidative stress, and myelin deficiency in a model of neonatal intraventricular hemorrhage. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 26 (6), (2020).
- Strahle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K. M., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of Hydrocephalus After Neonatal and Adult Intraventricular Hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
- Jinnai, M., et al. A Model of Germinal Matrix Hemorrhage in Preterm Rat Pups. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, (2020).
- Georgiadis, P., et al. Characterization of acute brain injuries and neurobehavioral profiles in a rabbit model of germinal matrix hemorrhage. Stroke. 39 (12), (2008).
- Cherian, S. S., Love, S., Silver, I. A., Porter, H. J., Whitelaw, A. G. L., Thoresen, M. Posthemorrhagic ventricular dilation in the neonate: Development and characterization of a rat model. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 62 (3), (2003).
- Balasubramaniam, J., Xue, M., Buist, R. J., Ivanco, T. L., Natuik, S., del Bigio,, R, M. Persistent motor deficit following infusion of autologous blood into the periventricular region of neonatal rats. Experimental Neurology. (1), (2006).
- Volpe, J. J. Brain injury in premature infants: a complex amalgam of destructive and developmental disturbances. The Lancet Neurology. 8 (1), (2009).
- Dobbing, J., Sands, J.
- Craig, A., et al. Quantitative analysis of perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Experimental Neurology. 181 (2), (2003).
- Lodygensky, G. A., Vasung, L., Sv Sizonenko,, Hüppi, P. S. Neuroimaging of cortical development and brain connectivity in human newborns and animal models. Journal of Anatomy. 217 (4), (2010).
- Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Developmental Neuroscience. 33 (34), (2011).
- Engelhardt, B.
- Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for bloodĝ€"brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), (2010).
- Alles, Y. C. J., Greggio, S., Alles, R. M., Azevedo, P. N., Xavier, L. L., DaCosta, J. C. A novel preclinical rodent model of collagenase-induced germinal matrix/intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1356, (2010).
- Christian, E. A., et al. Trends in hospitalization of preterm infants with intraventricular hemorrhage and hydrocephalus in the United States. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 17 (3), 2000-2010 (2016).
