Summary
Представлена модель внутрижелудочкового кровоизлияния новорожденных с использованием крысиных детенышей, имитирующая патологию, наблюдаемую у человека.
Abstract
Неонатальное внутрижелудочковое кровоизлияние (IVH) является распространенным последствием преждевременных родов и приводит к черепно-мозговой травме, постгеморрагической гидроцефалии (PHH) и пожизненному неврологическому дефициту. В то время как PHH можно лечить с помощью временных и постоянных процедур отвода спинномозговой жидкости (CSF) (желудочковый резервуар и вентрикулоперитонеальный шунт, соответственно), нет фармакологических стратегий для профилактики или лечения IVH-индуцированной черепно-мозговой травмы и гидроцефалии. Животные модели необходимы для лучшего понимания патофизиологии IVH и тестирования фармакологических методов лечения. В то время как существуют модели неонатального IVH, те, которые надежно приводят к гидроцефалии, часто ограничены необходимостью инъекций большого объема, что может усложнить моделирование патологии или внести вариабельность в наблюдаемый клинический фенотип.
Недавние клинические исследования показали, что гемоглобин и ферритин вызывают увеличение желудочков после IVH. Здесь мы разрабатываем простую животную модель, которая имитирует клинический фенотип PHH, используя внутрижелудочковые инъекции продукта распада крови гемоглобина. В дополнение к надежному индуцированию увеличения желудочков и гидроцефалии, эта модель приводит к повреждению белого вещества, воспалению и инфильтрации иммунных клеток в перивентрикулярных и белых областях. В этой статье описывается этот клинически значимый, простой метод моделирования IVH-PHH у неонатальных крыс с использованием внутрижелудочковой инъекции и представлены методы количественной оценки размера желудочка после инъекции.
Introduction
Неонатальный IVH происходит из зародышевого матрикса, места быстрого деления клеток, которое примыкает к боковым желудочкам развивающегося мозга. Эта высокососудистая структура уязвима к гемодинамической нестабильности, связанной с преждевременными родами. Кровь высвобождается в боковые желудочки при кровоизлиянии в зародышевый матрикс (GMH)-IVH при разрыве хрупких кровеносных сосудов внутри зародышевого матрикса. В случае IVH IV степени перивентрикулярный геморрагический инфаркт также может способствовать высвобождению продуктов крови в головном мозге. 1 Комбинация GMH-IVH может вызвать PHH, особенно после полноценного кровоизлияния (степени III и IV)1. PHH можно лечить с помощью размещения вентрикулоперитонеального шунта, но размещение шунта не обращает вспять черепно-мозговую травму, которая может возникнуть от IVH. Хотя современная неонатальная интенсивная терапия снизила показатели IVH2, 3, нет никаких конкретных методов лечения черепно-мозговой травмы или гидроцефалии, вызванной IVH после того, как это произошло. Существенным ограничением в разработке профилактических методов лечения травм головного мозга, вызванных IVH, и PHH является неполное понимание патофизиологии IVH.
Недавно было показано, что ранние уровни ликвора ключевого продукта распада крови гемоглобина связаны с более поздним развитием ПГ у новорожденных с высокосортным IVH4. Кроме того, уровни ликвора белков пути обработки железа — гемоглобина, ферритина и билирубина — связаны с размером желудочков в неонатальном IVH. Это также было показано в многоцентровой когорте младенцев с недоношенным PHH, где более высокие уровни ферритина в желудочковом ликворе были связаны с большим размером желудочка5.
В этом исследовании мы разработали клинически значимую модель ivH-индуцированной черепно-мозговой травмы и гидроцефалии с использованием инъекции гемоглобина в желудочки головного мозга, которая позволяет количественно оценить черепно-мозговую травму и PHH и протестировать новые терапевтические стратегии (рисунок 1)6, 7. Эта модель IVH использует детенышей неонатальных крыс, которые помещаются под общую анестезию на время процедуры. Разрез средней линии делается на коже головы, а координаты, полученные из ориентиров черепа — брегма или лямбда — используются для нацеливания на боковые желудочки для инъекции. Медленная инъекция с использованием инфузионного насоса доставляет гемоглобин в желудочек. Этот протокол прост в использовании, универсален и может моделировать различные компоненты IVH, которые приводят к PHH.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
ПРИМЕЧАНИЕ: Все протоколы для животных были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию. Смотрите Таблицу материалов для получения подробной информации обо всех материалах, реагентах, оборудовании и программном обеспечении, используемых в этом протоколе.
1. Препарат растворов гемоглобина и ликвора
- Приготовьте стерильный раствор искусственного ликвора (aCSF), добавив 500 мкл раствора aCSF в микропробирку объемом 1,5 мл и храните на льду.
- Готовят стерильный раствор гемоглобина 150 мг/мл, добавляя 75 мг гемоглобина к 500 мкл КСФ в микропробирке объемом 1,5 мл и хранят на льду.
2. Подготовка животного к инъекции
- Поверните грелку в среду, чтобы поддерживать температуру тела крысы.
- Обезболивают крыс на 4-й день (Р4) в индукционной камере, заполненной 3% изофлураном.
ПРИМЕЧАНИЕ: Подтверждайте достаточную анестезию, используя реакцию щипца пальца ноги /хвоста каждые 15 минут. Мониторинг анестезии с визуальным наблюдением за цветом тканей, температурой тела и частотой дыхания. - Введите обезболивание с помощью подкожной инъекции карпрофена 5 мг/кг анестезированной крысе.
- Поместите обезболенную крысу, склонную к стереотаксическому аппарату, с носом, расположенным в адаптере анестезии с постоянным потоком 1,5% изофлурана.
- Затяните неразорвавшиеся ушные вкладыши на внешнем слуховом проходе, чтобы закрепить голову.
ПРИМЕЧАНИЕ: Наносите ветеринарную мазь, чтобы держать глаза увлажненными, если глаза открыты в возрасте инъекции. - Очистите головку, чередуя со стерильными аппликаторами с хлопковыми наконечниками, пропитанными бетадином и 70% этанолом.
- Прикоснитесь пропитанным бетадином аппликатором к центру кожи головы и распределите бетадин по кругу, двигаясь наружу.
- Повторите этап 2.6.1.1 с аппликатором, пропитанным этанолом.
- Повторите этап 2.6.1.1 и шаг 2.6.1.2 3x.
- Нанесите стерильную хирургическую драпировку для защиты хирургического поля.
- Используя стерильный скальпель, сделайте разрез 0,3 см вертикально вниз по центру головы, чтобы обнажить брегму черепа.
ПРИМЕЧАНИЕ: При инъекции из лямбды обнажите лямбду черепа вместо брегмы. - Используйте стерильный аппликатор с хлопковым наконечником, чтобы высушить область.
3. Настройка стереотаксического инжектора
- Нарисуйте раствор гемоглобина, приготовленный на этапе 1.2, в стерильный шприц объемом 0,3 мл с иглой 30G и поместите шприц в стереотаксическую инжекторную систему.
ПРИМЕЧАНИЕ: При создании контрольных условий втягивайте раствор aCSF, приготовленный на этапе 1.1, в стерильный шприц объемом 0,3 мл и приступайте к протоколу. - Включите интерфейс стереотаксического инжектора и нажмите кнопку «Конфигурация », чтобы ввести настройки громкости и скорости впрыска.
- Нажмите на Громкость и установите громкость на 20 000 нЛ (20 мкл).
- Нажмите на Скорость инфузии и установите скорость 8,000 нЛ/мин (8 мкл/мин).
- Выйдите из Configuration , нажав на кнопку Reset Pos.
- Промойте кончик иглы, нажав на кнопку Infuse , пока на кончике иглы не появится небольшой шарик раствора гемоглобина.
- Аккуратно вытрите раствор гемоглобина из кончика иглы стерильным аппликатором с хлопковым наконечником.
4. Инъекции животным
- Установите брегму как ноль на стереотаксической инжекторной системе, регулируя медиолатеральное и переднезаднее положения шприца, прежде чем опустить кончик промытой шприцевой иглы, чтобы осторожно коснуться черепа в брегме.
ПРИМЕЧАНИЕ: При введении из лямбды установите лямбду равным нулю. - Определите координаты выбора.
- При инъекции из брегмы, у крыс P4, описанных здесь, используйте 1,5 мм латерально, 0,4 мм спереди и 2,0 мм в глубину от брегмы.
- При инъекции из лямбды используйте следующие координаты для крыс P4: 1,1 мм боковой, 4,6 мм передний и 3,3 мм в глубину от лямбды.
- Поднимите шприцевую иглу на 1 см выше черепа, чтобы очистить кожу головы. Когда шприц поднят, приступайте к установке медиолатеральных и переднезадных координат.
- Опустите иглу шприца, чтобы осторожно коснуться черепа. Убедитесь, что игла касается черепа.
- Установите дорсовентральную координату на период 30 с.
ПРИМЕЧАНИЕ: При установке дорсовентральной координаты игла проколет череп. Необходимо позаботиться о том, чтобы шприц проходил через череп, не деформируя череп. Деформации черепа можно избежать, медленно отводя иглу вдоль дорсовентральной координаты, если происходит деформация, а затем помещая иглу обратно по той же траектории. Это позволяет игле проходить через отверстие в черепе с меньшей силой и без деформации. - На интерфейсе стереотаксического инжектора нажмите кнопку «Выполнить », чтобы начать инъекцию.
- После того, как инъекция закончена, оставьте иглу шприца на месте в течение 2 мин, чтобы свести к минимуму обратный поток раствора.
- Медленно вынимайте шприц вдоль дорсовентральной координаты в течение 2 мин, пока кончик иглы не окажется на 2 см выше кожи головы.
- Поверните стереотаксический рычаг инжектора в сторону от операционного поля.
5. Послеоперационный уход
- Закройте кожу головы монофиламентным швом 6-0. Сделайте один простой прерванный шов в центре разреза 0,3 см.
- Выньте щенка из наркоза и поместите его в безопасное место на грелке.
- Верните грызуна в домашнюю клетку, чтобы оправиться от наркоза под присмотром его плотины.
ПРИМЕЧАНИЕ: Своевременное возвращение к уходу за плотиной снижает раннюю послеоперационную смертность. - Следите за животными на предмет анестезии путем потери корректирующего рефлекса ежечасно после операции в течение 3 ч.
- Контролируйте животных ежедневно в течение 7 дней для нормальной активности, потребления пищи и увеличения веса. Следите за местом разреза для заживления ран, закрытия и повторного появления меха в месте операции.
ПРИМЕЧАНИЕ: В редких случаях, когда неврологические изменения, такие как судороги, центральная депрессия или снижение аппетита, наблюдаются во время мониторинга, усыпляют животное с помощью внутрисосудистой перфузии или вывиха шейки матки под наркозом. - Чтобы предотвратить инфекцию после закрытия шва и заживления раны, нанесите местный тройной антибиотик в месте разреза.
6. Получение и количественная оценка МРТ
- Выполните МРТ на сканере мелких животных 4.7T или 9.4T.
- Поверните грелку в среду, чтобы поддерживать температуру тела крысы.
- Индуцировать анестезию в камере с использованием 3% изофлурана.
ПРИМЕЧАНИЕ: Подтверждайте достаточную анестезию, используя реакцию щипца пальца ноги /хвоста каждые 15 минут. Мониторинг анестезии с визуальным наблюдением за цветом тканей, температурой тела и частотой дыхания. - Поместите анестезируемую крысу, склонную к МРТ, с носом, расположенным в адаптере анестезии с постоянным потоком 1,5% изофлурана.
- Выполните Т2-взвешенную визуализацию, выбрав Т2-взвешенную последовательность быстрого спинового эха.
- При использовании МРТ-сканера 4.7T введите в программное обеспечение МРТ следующие параметры: время повторения = 3000 мс, время эха = 27,50 мс, количество средних значений = 3, поле зрения = 18,0 мм x 18,0 мм, матрица = 128 x 128, количество осевых срезов = 24, толщина = 0,50 мм.
- При использовании МРТ-сканера 9.4T введите в программное обеспечение МРТ следующие параметры: время повторения = 5000 мс, время эха = 66,00 мс, эхо-интервал = 16,50 мс, количество средних значений = 2, повторений = 1, редкий фактор = 8, поле зрения = 16,0 мм x 16,0 мм, матрица = 256 x 256, количество осевых срезов = 32, толщина = 0,50 мм.
- Нажмите кнопку Продолжить , чтобы начать последовательность.
7. Обработка и анализ изображений
- Используйте собственные Т2-взвешенные данные для анализа объема мозга. Используйте программное обеспечение сегментации для ручного разграничения боковых желудочков6. Нажмите « Режим кисти» и выберите стиль квадратной кисти . Отрегулируйте размер кисти до 1. Щелкните Инспектор макетов и выберите осевое представление. Нажмите кнопку масштабирования, чтобы соответствовать. Наведите курсор на изображение; проследить и заполнить боковое желудочковое пространство.
- Нажмите сегментация на панели инструментов | Объем и статистика для просмотра сегментированных томов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Успешность инъекций была подтверждена радиологическими и иммуногистохимическими средствами. У животных, перенесших инъекцию гемоглобина, развилась умеренная острая вентрикуломегалия при оценке с помощью МРТ (рисунок 2А), со значительно большими боковыми желудочками через 24 ч и 72 ч после инъекции гемоглобина по сравнению с животными, введенными в КСФ (Рисунок 2B, C). Хотя не было выявлено существенной разницы в объеме боковых желудочков между животными, введенными гемоглобином, и животными, получавшими инъекцию aCSF, через 38 дней после инъекции (рисунок 2D), важно отметить, что у 44% (4/9) животных в группе, в которой вводили гемоглобин, которые наблюдались через 38 дней после инъекции, в этот момент времени наблюдалась неразрешенная вентрикулемегалия (рисунок 2D). ). Это широкое распределение в размерах желудочков является закономерностью, которая согласуется с клиническим течением IVH-PHH. Кроме того, объем белого вещества количественно оценивали через 38 дней после инъекции (рисунок 3) и значительно уменьшали в группе, вводимой гемоглобином, по сравнению с группой, получавшей инъекцию aCSF (рисунок 3B).
Ранее мы опубликовали исследование, подробно описывающее острую воспалительную реакцию, которая возникает после инъекции гемоглобина9. В настоящем исследовании провоспалительные цитокины оценивали на предмет производства фактора альфа-некроза опухоли (TNFα) in vivo (Рисунок 4), а инфильтрацию иммунных клеток в перивентрикулярные области и белое вещество оценивали с использованием иммунофлуоресценции глиального фибриллярного кислого белка (GFAP) (Рисунок 5). Инъекция 15 мкл гемоглобина, цельной крови или физиологического раствора в боковой желудочек крыс на 5-й день привела к повышению уровня провоспалительного цитокина TNFα через 3 ч после инъекции гемоглобина по сравнению с цельной кровью и физиологическим раствором (рисунок 4). В мозолистом теле гемоглобина было значительно больше реактивных астроцитов по сравнению с животными, введенными в действие aCSF (рисунок 5). Наконец, другие продукты распада крови были использованы таким образом, включая железо и ферритин, чтобы надежно привести к вентрикуломегалии и гидроцефалии 6,7.
Рисунок 1: Экспериментальная временная шкала и схема модели IVH новорожденных крыс. (A) Схема, показывающая инъекцию гемоглобина и временную шкалу МРТ, используемую для данных, полученных в этом исследовании. (B) Схема стереотаксической установки для инъекции (слева) и расположения инъекции гемоглобина в правый боковой желудочек (правый). Сокращения: IVH = внутрижелудочковое кровоизлияние; МРТ = магнитно-резонансная томография; PN = послеродовой день N. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Объемы боковых желудочков в модели крыс с внутрижелудочковым кровоизлиянием. (A) Репрезентативные in vivo T2 корональные МРТ-изображения мозга крыс через 24 ч, 72 ч и 38 дней после внутрижелудочковой инъекции aCSF (слева) или 150 мг/мл Hb (справа) в правый боковой желудочек на постнатальный день 4. Шкала стержней = 1 мм. (B-D) Количественная оценка объемов боковых желудочков (B) 24 ч, (C) 72 ч и (D) 38 дней после инъекции aCSF или Hb. Животные, которым вводили Hb, имели значительно большие желудочки через 24 ч и 72 ч. Данные в В и С являются средними ± s.e.m., n = 13 на группу, непарный двуххвостый t-тест. Данные в D являются средними ± SEM, n = 3 в группе aCSF и n = 9 в группе Hb, непарный двуххвостый t-тест. Сокращения: МРТ = магнитно-резонансная томография; PN = послеродовой день N; aCSF = искусственная спинномозговая жидкость; Hb = гемоглобин; SEM = стандартная погрешность среднего значения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Повреждение белого вещества у внутрижелудочковой модели крыс с кровоизлиянием. (A) Репрезентативные in vivo T2 корональные МРТ-изображения мозга крыс через 38 дней после внутрижелудочковой инъекции aCSF (слева) или 150 мг/мл Hb (справа) в правый боковой желудочек на постнатальный день 4. Белое вещество очерчено красным цветом. Шкала стержней = 1 мм. (B) Количественная оценка объемов белого вещества через 38 дней после инъекции aCSF или Hb. У животных, которым вводили Hb, уменьшились объемы белого вещества. Данные в B являются средними ± SEM, n = 3 в группе aCSF, n = 9 в группе Hb. Непарный двуххвостый т-тест. Сокращения: МРТ = магнитно-резонансная томография; PN = послеродовой день N; aCSF = искусственная спинномозговая жидкость; Hb = гемоглобин; SEM = стандартная погрешность среднего значения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Гемоглобин индуцирует больше продукции TNFα, чем цельная кровь in vivo. Введение 15 мкл гемоглобина, цельной крови или физиологического раствора в боковой желудочек послеродового 5-го дня крыс приводило к повышению уровня провоспалительного цитокина TNFα через 3 ч после инъекции гемоглобина по сравнению с цельной кровью и физиологическим раствором. Данные являются средними ± SEM, n = 4 во всех группах, односторонние ANOVA с пост-специальным тестом Туки. Сокращения: Hb = гемоглобин; TNFα = фактор некроза опухоли-альфа; WB = цельная кровь; ANOVA = дисперсионный анализ. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Активация астроцитов в мозолистом теле после инъекции гемоглобина в боковой желудочек. (А) Иммуноокрашивание GFAP показывает инъекцию гемоглобина в боковой желудочек постнатального дня 4 грызунам, что привело к активации астроцитов в мозолистом теле и субвентрикулярной зоне 72 ч после инъекции. Шкала баров = 50 мкм. (B) Количество реактивных астроцитов было значительно увеличено у животных, вводимых гемоглобином, по сравнению с животными, получавшими инъекции aCSF. Данные являются средними ± SEM, n = 3 в группе aCSF, n = 4 в группе Hb, непарный двуххвостый t-тест. Сокращения: GFAP = глиальный фибриллярный кислый белок; DAPI = 4',6-диамидин-2-фенилиндол; LV = боковой желудочек; SVZ = субвентрикулярная зона; cc = мозолистое тело; aCSF = искусственная спинномозговая жидкость; Hb = гемоглобин; SEM = стандартная погрешность среднего значения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Сравнение качества МРТ 4,7 Т и 9,4 Т. (А) 4,7 Т и 9,4 Т Т2-взвешенная МРТ, взятая через 72 ч после инъекции гемоглобина в правый боковой желудочек крыс постнатального дня 4. Шкала стержней = 1 мм. Аббревиатура: МРТ = магнитно-резонансная томография. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Эта модель IVH с использованием инъекций гемоглобина позволяет изучать патологию IVH, специфически опосредованную гемоглобином. Для дополнительных исследований гемоглобин также может быть легко доставлен in vitro и не мешает биохимическим анализам белков, полученных микроглией / макрофагами, которые присутствуют в цельной крови.
Ведущие теории IVH-PHH включают механическую обструкцию циркуляции ликвора, нарушение ресничек, выстилающих эпендимальные стенки, воспаление, фиброз и токсичность железа10. Существующие животные модели для IVH, такие как коллагеназно-индуцированная модель щенка крысы, индуцируют IVH через прямое повреждение и нарушение внеклеточного матрикса11, в то время как другие, такие как модель щенка кролика, индуцированная глицерином, индуцируют IVH как эффект внутричерепной гипотензии12. Дополнительные модели используют аутологичные и донорские инъекции крысиной крови в боковые желудочки13, 14. Хотя эти и другие существующие модели представляют важные особенности для изучения IVH-PHH, они фокусируются на влиянии крови внутри желудочка без учета роли конкретных компонентов крови, высвобождаемых во время кровоизлияния, на развитие неврологических последствий после IVH.
Было показано, что ранние уровни гемоглобина в ликворе после IVH связаны с PHH, а уровни CSF белков метаболизма железа - гемоглобина, ферритина и билирубина - связаны с размером желудочка после IVH4. Это говорит о том, что патогенез PHH может быть связан именно с гемоглобином и железными компонентами крови, высвобождаемыми в желудочки во время IVH. Таким образом, эта модель представляет собой важный путь для целенаправленного исследования роли гемоглобина в развитии PHH и позволяет проводить дальнейшие исследования терапевтических средств, нацеленных на пути метаболизма гемоглобина и железа после IVH.
Увеличение желудочков после IVH у людей может быть связано с потерей паренхиматозного отдела мозга (иногда называемой гидроцефалией ex vacuo) или гидроцефалией, что указывает на повышенное давление ликвора. Эти процессы могут происходить вместе15 , и может быть трудно определить, в какой степени желудочковые изменения вызваны повышенным давлением ликвора по сравнению с потерей объема без инвазивных процедур. Эта модель, которая позволяет как рентгенологически оценивать размер желудочков у живых животных, так и оценивать повреждение тканей с помощью гистологии, может помочь исследователям понять взаимосвязь между ними и, что более важно, оценить, в какой степени потенциальные методы лечения обращают вспять черепно-мозговую травму.
Традиционно межвидовые сравнения развития мозга опирались в первую очередь на посмертную массу мозга. Основополагающее исследование, проведенное Доббингом и Сэндсом с помощью этого метода, оценило P7 как основной период роста мозга у грызунов, сопоставимый с изменениями, наблюдаемыми у новорожденных человека, родившихся на16-м семестре. Совсем недавно исследования, сравнивающие этапы развития, такие как созревание олигодендроцитов и установление гематоэнцефалического барьера, определили P1-P3 у грызунов как аналогичные 23-32 неделям беременности у новорожденных человека 17,18,19,20,21. Кроме того, зародышевая матрица не эвольвируется до Р7 у крыс22. Таким образом, крысы P4, используемые в этой модели, соответствуют периоду созревания мозга, в котором присутствует зародышевая матрица, с характеристиками, которые, по нашему мнению, являются репрезентативными для человеческой популяции, подверженной риску IVH-PHH. Кроме того, частота неразрешенной вентрикуломегалии через 38 дней после инъекции гемоглобина в этом исследовании (44%) сопоставима с клиническими показателями ПГ после ВГС (30%)23.
Ограничения нашей модели IVH послеродовых крыс включают использование лиссенцефального животного и отсутствие прямого повреждения зародышевого матрикса и / или перивентрикулярной паренхимы. Тем не менее, эта модель имеет несколько преимуществ, включая хорошую воспроизводимость, низкую стоимость и универсальность, которая позволяет использовать различных пожилых животных и радиологический (рисунок 6), биохимический и гистологический анализы. Будущие лабораторные работы по патофизиологии IVH могут привести к лучшему лечению этого состояния.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.
Acknowledgments
JMS получила финансирование от NIH/NINDS R01 NS110793 и K12 (Neurosurgion Research Career Development Program). BAM получил финансирование от NIH / NINDS K08 NS112580-01A1, University of Kentucky Neuroscience Research Priority Area Award и Hydrocephalus Association Innovator Award.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.3 mL insulin syringe | BD Microfine + Insulin Syringe | 230-4533 | 0.3-0.5 mL synringes will work |
| 1.5 mL microtube | USA Scientific | 1615-5500 | Lot No. K194642H -3 511 |
| 4.7T MRI | Agilent/Varian | 4.7T/33 cm | Agilent/Varian DirectDrive 4.7-T (200-MHz) MRI system |
| 6-0 monofilament suture | ETHICON | 667G | |
| 9.4T MRI | Bruker | BioSpec 94/20 | Used in this protocol without the cryoprobe |
| Analytical balance | CCURIS Instruments | W3200-320 | |
| Artificial CSF (aCSF) | Tocris Bioscience | 3525 | Batch No: 72A |
| Betadine | Purdue Products L.P. | 301005-00 | NDC 67618-150-09 |
| Carprofen (injectable) | Zoetis Inc. | PI 4019448 | Rimadyl |
| Ethanol | Decon Laboratories | 2701 | |
| Heating pad | Sunbeam | E12107-819 | UL 612A, Z-1228-001 |
| Hemoglobin | MP Biomedicals | 100714 | LOT NO. SR02321 |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Isoflurane vaporizer | VETEQUIP | 911103 | |
| Light for stereotactic insturment | Dolan-Jenner industries | Fiber-Lite MI-150 | |
| Microinjection syringe pump | World Precision Instruments | MICRO21 | Serial 184034 T08K |
| MRI software | Bruker BioSpin | Paravision 360 3.2 | |
| Oxygen | Airgas Healthcare | UN1072 | LOT NUMBER S1432080XA02 |
| Sprague Dawley rats | Charles River Laboratories | Strain code: 001 | |
| Stereotactic instrument | KOPF Instuments | Model 900LS Lazy Susan | |
| Sterile cotton tipped applicator | Fischerbrand | 23-400-118 | |
| Surgical blade | covetrus | #10 | |
| Topical triple antibiotic | Triple Antibiotic Ointment | NDC 51672-2120-1 | |
| Ventricle volume quantification software | ITK-SNAP | ITK-SNAP 4.0.0 beta |
References
- Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: Pathophysiology and current treatment concepts: A review. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 9 (3), (2012).
- Hasselager, A. B., Børch, K., Pryds, O. A. Improvement in perinatal care for extremely premature infants in Denmark from. Danish Medical Journal. 63 (1), to (1994).
- Johnston, P. G., Gillam-Krakauer, M., Fuller, M. P., Reese, J. Evidence-Based Use of Indomethacin and Ibuprofen in the Neonatal Intensive Care Unit. Clinics in Perinatology. 39 (1), (2012).
- Mahaney, K. B., Buddhala, C., Paturu, M., Morales, D., Limbrick, D. D., Strahle, J. M. Intraventricular Hemorrhage Clearance in Human Neonatal Cerebrospinal Fluid: Associations with Hydrocephalus. Stroke. , (2020).
- Strahle, J. M., et al. Longitudinal CSF Iron Pathway Proteins in Posthemorrhagic Hydrocephalus: Associations with Ventricle Size and Neurodevelopmental Outcomes. Annals of Neurology. 90 (2), (2021).
- Strahle, J. M., et al. Role of Hemoglobin and Iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), (2014).
- Garton, T. P., He, Y., Garton, H. J. L., Keep, R. F., Xi, G., Strahle, J. M. Hemoglobin-induced neuronal degeneration in the hippocampus after neonatal intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1635, (2016).
- SNAP Tutorial and User’s Manual. , Medtext, Inc.. Hinsdale (IL). Available from: http://www.itksnap.org/docs/fullmanual.php (2022).
- Goulding, D. S., Caleb Vogel,, Gensel, R., Morganti, J. C., Stromberg, J. M., Miller, A. J., A, B. Acute brain inflammation, white matter oxidative stress, and myelin deficiency in a model of neonatal intraventricular hemorrhage. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 26 (6), (2020).
- Strahle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K. M., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of Hydrocephalus After Neonatal and Adult Intraventricular Hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
- Jinnai, M., et al. A Model of Germinal Matrix Hemorrhage in Preterm Rat Pups. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, (2020).
- Georgiadis, P., et al. Characterization of acute brain injuries and neurobehavioral profiles in a rabbit model of germinal matrix hemorrhage. Stroke. 39 (12), (2008).
- Cherian, S. S., Love, S., Silver, I. A., Porter, H. J., Whitelaw, A. G. L., Thoresen, M. Posthemorrhagic ventricular dilation in the neonate: Development and characterization of a rat model. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 62 (3), (2003).
- Balasubramaniam, J., Xue, M., Buist, R. J., Ivanco, T. L., Natuik, S., del Bigio,, R, M. Persistent motor deficit following infusion of autologous blood into the periventricular region of neonatal rats. Experimental Neurology. (1), (2006).
- Volpe, J. J. Brain injury in premature infants: a complex amalgam of destructive and developmental disturbances. The Lancet Neurology. 8 (1), (2009).
- Dobbing, J., Sands, J.
- Craig, A., et al. Quantitative analysis of perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Experimental Neurology. 181 (2), (2003).
- Lodygensky, G. A., Vasung, L., Sv Sizonenko,, Hüppi, P. S. Neuroimaging of cortical development and brain connectivity in human newborns and animal models. Journal of Anatomy. 217 (4), (2010).
- Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Developmental Neuroscience. 33 (34), (2011).
- Engelhardt, B.
- Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for bloodĝ€"brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), (2010).
- Alles, Y. C. J., Greggio, S., Alles, R. M., Azevedo, P. N., Xavier, L. L., DaCosta, J. C. A novel preclinical rodent model of collagenase-induced germinal matrix/intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1356, (2010).
- Christian, E. A., et al. Trends in hospitalization of preterm infants with intraventricular hemorrhage and hydrocephalus in the United States. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 17 (3), 2000-2010 (2016).
