Summary
Vi presenterar en modell av neonatal intraventrikulär blödning med hjälp av råttungar som efterliknar den patologi som ses hos människor.
Abstract
Neonatal intraventrikulär blödning (IVH) är en vanlig följd av för tidig födsel och leder till hjärnskada, posthemorragisk hydrocefalus (PHH) och livslånga neurologiska underskott. Medan PHH kan behandlas med tillfälliga och permanenta cerebrospinalvätska (CSF) avledningsprocedurer (ventrikulär reservoar respektive ventrikuloperitoneal shunt), finns det inga farmakologiska strategier för att förebygga eller behandla IVH-inducerad hjärnskada och hydrocefalus. Djurmodeller behövs för att bättre förstå patofysiologin hos IVH och testa farmakologiska behandlingar. Även om det finns befintliga modeller av neonatal IVH, är de som på ett tillförlitligt sätt resulterar i hydrocephalus ofta begränsade av nödvändigheten av stora volyminjektioner, vilket kan komplicera modelleringen av patologin eller införa variation i den kliniska fenotypen som observerats.
Nya kliniska studier har involverat hemoglobin och ferritin i att orsaka ventrikulär förstoring efter IVH. Här utvecklar vi en enkel djurmodell som efterliknar den kliniska fenotypen av PHH med hjälp av intraventrikulära injektioner med liten volym av blodnedbrytningsprodukten hemoglobin. Förutom att på ett tillförlitligt sätt inducera ventrikulär förstoring och hydrocefalus, resulterar denna modell i skada på vit substans, inflammation och immuncellinfiltration i periventrikulära och vita substansregioner. Detta dokument beskriver denna kliniskt relevanta, enkla metod för modellering av IVH-PHH hos neonatala råttor med intraventrikulär injektion och presenterar metoder för att kvantifiera ventrikelstorlek efter injektion.
Introduction
Neonatal IVH härstammar från germinalmatrisen, en plats för snabb celldelning som ligger intill de laterala ventriklarna i den utvecklande hjärnan. Denna mycket vaskulära struktur är sårbar för hemodynamisk instabilitet relaterad till för tidig födsel. Blod släpps ut i laterala ventriklarna vid germinal matrisblödning (GMH) -IVH när bräckliga blodkärl i germinalmatrisbrottet. När det gäller grad IV IVH kan periventrikulär hemorragisk infarkt också bidra till frisättning av blodprodukter i hjärnan. 1 Kombinationen av GMH-IVH kan orsaka PHH, särskilt efter höggradig blödning (grad III och IV)1. PHH kan behandlas med placering av en ventriculoperitoneal shunt, men shuntplacering vänder inte hjärnskadan som kan uppstå från IVH. Även om modern neonatal intensivvård har sänkt frekvensen av IVH2, 3, finns det inga specifika behandlingar för hjärnskada eller hydrocefalus orsakad av IVH när det har inträffat. En betydande begränsning i utvecklingen av förebyggande behandlingar för IVH-inducerad hjärnskada och PHH är den ofullständiga förståelsen av IVH-patofysiologi.
Nyligen har tidiga CSF-nivåer av viktiga blodnedbrytningsprodukter hemoglobin visat sig vara associerade med den senare utvecklingen av PHH hos nyfödda med högkvalitativ IVH4. Dessutom är CSF-nivåer av järnhanteringsvägsproteiner-hemoglobin, ferritin och bilirubin-associerade med ventrikelstorlek vid neonatal IVH. Detta visades också i en multicenterkohort av spädbarn med prematur PHH, där högre ventrikulära CSF-nivåer av ferritin var associerade med större ventrikelstorlek5.
I denna studie utvecklade vi en kliniskt relevant modell av IVH-inducerad hjärnskada och hydrocefalus som använder hemoglobininjektion i hjärnventriklarna, vilket möjliggör kvantifiering av hjärnskada och PHH och testning av nya terapeutiska strategier (Figur 1)6, 7. Denna IVH-modell använder neonatala råttungar, som placeras under generell anestesi under procedurens varaktighet. Ett snitt i mittlinjen görs i hårbotten, och koordinater som härrör från skallens landmärken - bregma eller lambda - används för att rikta in sig på laterala ventriklarna för injektion. Långsam injektion med en infusionspump levererar hemoglobin i ventrikeln. Detta protokoll är lätt att använda, mångsidigt och kan modellera olika komponenter i IVH som resulterar i PHH.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
OBS: Alla djurprotokoll godkändes av institutionernas djurvårds- och användningskommitté. Se materialförteckningen för mer information om alla material, reagenser, utrustning och programvara som används i detta protokoll.
1. Beredning av hemoglobin- och CSF-lösningar
- Bered en steril konstgjord CSF-lösning (aCSF) genom att tillsätta 500 μL av aCSF-lösningen till ett 1,5 ml mikrorör och förvara på is.
- Bered en steril 150 mg / ml hemoglobinlösning genom att tillsätta 75 mg hemoglobin till 500 μL aCSF i ett 1,5 ml mikrorör och förvara på is.
2. Beredning av djuret för injektion
- Vrid värmedynan till mediuminställningen för att bibehålla råttans kroppstemperatur.
- Bedöva postnatal dag 4 (P4) råttor i en induktionskammare fylld med 3% isofluran.
OBS: Bekräfta tillräcklig anestesi med hjälp av tå / svans-kläm-svaret var 15: e minut. Övervaka anestesi med visuell observation av vävnadsfärg, kroppstemperatur och andningsfrekvens. - Administrera smärtlindring med en 5 mg/kg subkutan karprofeninjektion till den bedövade råttan.
- Placera den bedövade råttan benägen i den stereotaktiska apparaten med näsan placerad i anestesiadaptern med ett konstant flöde av 1,5% isofluran.
- Dra åt öronstänger som inte är bristning på den yttre hörselkötten för att säkra huvudet.
OBS: Applicera veterinärsalva för att hålla ögonen återfuktade om ögonen är öppna vid injektionsåldern. - Rengör huvudet, alternerande med sterila bomullsspetsade applikatorer indränkta i betadin och 70% etanol.
- Rör vid den betadindränkta applikatorn till mitten av hårbotten och sprid betadin i cirklar och rör dig utåt.
- Upprepa steg 2.6.1.1 med den etanolindränkta applikatorn.
- Upprepa steg 2.6.1.1 och steg 2.6.1.2 3x.
- Applicera ett sterilt kirurgiskt draperi för att skydda det kirurgiska fältet.
- Använd en steril skalpell, gör ett snitt på 0,3 cm vertikalt ner i mitten av huvudet för att exponera skallens bregma.
OBS: Om du injicerar från lambda, exponera skallens lambda istället för bregma. - Använd en steril applikator med bomullsspets för att torka området.
3. Ställa in den stereotaktiska injektorn
- Dra hemoglobinlösningen beredd i steg 1.2 i en 0,3 ml steril spruta med en 30G-nål och placera sprutan i det stereotaktiska injektorsystemet.
OBS: Om du genererar kontrollförhållanden, dra aCSF-lösning beredd i steg 1.1 till en 0,3 ml steril spruta och fortsätt med protokollet. - Slå på det stereotaktiska injektorgränssnittet och klicka på konfigurationsknappen för att mata in injektionsvolymen och hastighetsinställningarna.
- Klicka på Volym och ställ in volymen på 20 000 nL (20 μL).
- Klicka på Infusionshastighet och ställ in hastigheten på 8 000 nL /min (8 μL/min).
- Avsluta konfigurationen genom att klicka på knappen Återställ Pos.
- Spola nålspetsen genom att klicka på Infuser-knappen tills en liten pärla av hemoglobinlösning dyker upp vid nålspetsen.
- Led försiktigt hemoglobinlösningen från nålspetsen med en steril bomullsspetsad applikator.
4. Injektion av djur
- Ställ in bregma som noll på det stereotaktiska injektorsystemet genom att justera sprutans mediolaterala och anteroposteriora positioner innan du sänker spetsen på den spolade sprutnålen för att försiktigt vidröra skallen vid bregma.
OBS: Om du injicerar från lambda, ställ lambda som noll. - Identifiera de valda koordinaterna.
- Om du injicerar från bregma, hos P4-råttor som beskrivs här, använd 1,5 mm i sidled, 0,4 mm främre och 2,0 mm djupt från bregma.
- Om du injicerar från lambda, använd följande koordinater för P4-råttor: 1,1 mm lateral, 4,6 mm främre och 3,3 mm djup från lambda.
- Lyft sprutnålen 1 cm över skallen för att rensa hårbotten. När sprutan är upphöjd, fortsätt att ställa in de mediolaterala och anteroposterior koordinaterna.
- Sänk sprutnålen för att försiktigt röra vid skallen. Kontrollera att nålen vidrör skallen.
- Ställ in dorsoventralkoordinaten över en 30-talsperiod.
OBS: När du ställer in dorsoventralkoordinaten kommer nålen att punktera skallen. Försiktighet måste vidtas för att säkerställa att sprutan passerar genom skallen utan att deformera skallen. Skalldeformation undviks genom att långsamt dra tillbaka nålen längs dorsoventralkoordinaten om deformation uppstår och sedan placera nålen tillbaka längs samma bana. Detta gör att nålen kan passera genom hålet i skallen med mindre kraft och ingen deformation. - På det stereotaktiska injektorgränssnittet klickar du på knappen Kör för att börja injektionen.
- När injektionen är klar, lämna sprutnålen på plats i 2 minuter för att minimera återflödet av lösningen.
- Dra ut sprutan långsamt längs dorsoventralkoordinaten under 2 minuter tills nålspetsen är 2 cm över hårbotten.
- Vrid den stereotaktiska injektorarmen bort från operationsfältet.
5. Postoperativ vård
- Stäng hårbotten med en 6-0 monofilamentsutur. Gör en enkel avbruten sutur i mitten av snittet på 0,3 cm.
- Ta bort valpen från anestesi och placera den på ett säkert område på värmedynan.
- Återför gnagaren till hemburet för att återhämta sig från anestesin under vård av sin damm.
OBS: Snabb återgång till vården av dammen minskar tidig postoperativ dödlighet. - Övervaka djuren för anestesi genom förlust av den rätande reflexen varje timme efter operationen i 3 timmar.
- Övervaka djuren dagligen i 7 dagar för normal aktivitet, matintag och viktökning. Övervaka snittstället för sårläkning, stängning och återkomst av päls på operationsplatsen.
OBS: I det sällsynta fallet att neurologiska förändringar som anfall, central depression eller minskad aptit observeras under övervakning, avliva djuret med intravaskulär perfusion eller cervikal dislokation under anestesi. - För att förhindra infektion när suturen är stängd och såret läker, applicera aktuellt trippelantibiotikum på snittstället.
6. Förvärv och kvantifiering av MR-undersökningar
- Utför MR på en 4.7T eller 9.4T smådjursskanner.
- Vrid värmedynan till mediuminställningen för att bibehålla råttans kroppstemperatur.
- Inducera anestesi i en kammare med 3% isofluran.
OBS: Bekräfta tillräcklig anestesi med hjälp av tå / svans-kläm-svaret var 15: e minut. Övervaka anestesi med visuell observation av vävnadsfärg, kroppstemperatur och andningsfrekvens. - Placera den bedövade råttan benägen i MR med näsan placerad i anestesiadaptern med ett konstant flöde av 1,5% isofluran.
- Utför T2-viktad avbildning genom att välja en T2-viktad snabbspinnekosekvens.
- Om du använder en 4,7T MR-skanner anger du följande parametrar i MR-programvaran: repetitionstid = 3 000 ms, ekotid = 27,50 ms, antal medelvärden = 3, synfält = 18,0 mm x 18,0 mm, matris = 128 x 128, antal axiella skivor = 24, tjocklek = 0,50 mm.
- Om du använder en 9,4T MR-skanner anger du följande parametrar i MR-programvaran: repetitionstid = 5 000 ms, ekotid = 66,00 ms, ekoavstånd = 16,50 ms, antal medelvärden = 2, repetitioner = 1, sällsynt faktor = 8, synfält = 16,0 mm x 16,0 mm, matris = 256 x 256, antal axiella skivor = 32, tjocklek = 0,50 mm.
- Klicka på Fortsätt-knappen för att starta sekvensen.
7. Bildbehandling och analys
- Använd inbyggda T2-viktade data för att analysera hjärnvolymen. Använd segmenteringsprogramvara för att manuellt avgränsa laterala ventriklarna6. Klicka på Paintbrush Mode och välj fyrkantig penselstil . Justera penselstorleken till 1. Klicka på Layoutkontroll och välj axiell vy. Klicka på zooma för att passa. Placera markören på bilden; spåra och fylla det laterala ventrikelutrymmet.
- Klicka på Segmentering i verktygsfältet | Volym och statistik för att visa de segmenterade volymerna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Injektionsframgången bekräftades med radiologiska och immunohistokemiska medel. Djur som genomgick hemoglobininjektion utvecklade måttlig akut ventrikulomegali vid bedömning via MR (figur 2A), med signifikant större laterala ventriklar vid 24 timmar och 72 timmar efter hemoglobininjektion jämfört med aCSF-injicerade djur (figur 2B,C). Även om det inte fanns någon signifikant skillnad i lateral ventrikelvolym mellan hemoglobininjicerade och aCSF-injicerade djur 38 dagar efter injektionen (figur 2D), är det viktigt att notera att 44% (4/9) av djuren i den hemoglobininjicerade gruppen som följdes till 38 dagar efter injektionen visade olöst ventrikulomegali vid denna tidpunkt (figur 2D ). Denna breda fördelning i ventrikelstorlekar är ett mönster som överensstämmer med den kliniska kursen av IVH-PHH. Dessutom kvantifierades volymen av vit substans vid 38 dagar efter injektion (figur 3) och minskade signifikant i den hemoglobininjicerade gruppen jämfört med den aCSF-injicerade gruppen (figur 3B).
Vi har tidigare publicerat en studie som beskriver den akuta inflammatoriska reaktionen som inträffar efter hemoglobininjektion9. I denna aktuella studie utvärderades proinflammatoriska cytokiner för tumörnekrosfaktor-alfa (TNFα) produktion in vivo (figur 4), och immuncellinfiltration i periventrikulära områden och vit substans utvärderades med användning av glialfibrillärt surt protein (GFAP) immunofluorescens (Figur 5). Injektion av 15 μL hemoglobin, helblod eller saltlösning i lateralkammaren hos postnatala dag 5-råttor resulterade i högre nivåer av proinflammatoriskt cytokin TNFα 3 h efter hemoglobininjektion jämfört med helblod och saltlösning (Figur 4). Det fanns signifikant fler reaktiva astrocyter i corpus callosum hos hemoglobininjicerade djur jämfört med aCSF-injicerade djur (figur 5). Slutligen har andra blodnedbrytningsprodukter använts på detta sätt inklusive järn och ferritin för att på ett tillförlitligt sätt resultera i ventrikulomegali och hydrocefalus 6,7.
Figur 1: Experimentell tidslinje och schematisk för den neonatala råtta IVH-modellen . (A) Schematisk som visar hemoglobininjektion och MR-tidslinje som används för data som genereras i denna studie. (B) Schematisk över stereotaktisk inställning för injektion (vänster) och hemoglobininjektionsplats i höger lateral ventrikel (höger). Förkortningar: IVH = intraventrikulär blödning; MRI = magnetisk resonanstomografi; PN = postnatal dag N. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Laterala ventrikelvolymer i intraventrikulär blödningsråttmodell. (A) Representativa in vivo T2 koronala MR-bilder av råtthjärnor 24 timmar, 72 h och 38 dagar efter intraventrikulär injektion av aCSF (vänster) eller 150 mg / ml Hb (höger) i höger lateral ventrikel vid postnatal dag 4. Skalstänger = 1 mm. (B-D) Kvantifiering av laterala ventrikelvolymer (B) 24 h, (C) 72 h och (D) 38 dagar efter aCSF- eller Hb-injektion. Hb-injicerade djur hade signifikant större ventriklar vid 24 h och 72 h. Data i B och C är medelvärde ± s.e.m., n = 13 per grupp, oparat tvåsidigt t-test. Data i D är medelvärde ± SEM, n = 3 i aCSF-gruppen och n = 9 i HB-gruppen, oparat tvåsidigt t-test. Förkortningar: MR = magnetisk resonanstomografi; PN = postnatal dag N; aCSF = artificiell cerebrospinalvätska; Hb = hemoglobin; SEM = medelmåttans standardfel. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Vit substansskada i intraventrikulär blödningsråttmodell . (A) Representativa in vivo T2 koronala MR-bilder av råtthjärnor 38 dagar efter intraventrikulär injektion av aCSF (vänster) eller 150 mg / ml Hb (höger) i höger lateral ventrikel vid postnatal dag 4. Vit materia är skisserad i rött. Skalstänger = 1 mm. (B) Kvantifiering av volymer av vitt material 38 dagar efter aCSF- eller Hb-injektion. Hb-injicerade djur hade minskade volymer av vitt material. Data i B är medelvärde ± SEM, n = 3 i aCSF-grupp, n = 9 i HB-grupp. Oparat tvåsidigt t-test. Förkortningar: MR = magnetisk resonanstomografi; PN = postnatal dag N; aCSF = artificiell cerebrospinalvätska; Hb = hemoglobin; SEM = medelmåttans standardfel. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Hemoglobin inducerar mer TNFα-produktion än helblod in vivo. Administrering av 15 μL hemoglobin, helblod eller saltlösning i lateral ventrikel hos postnatal dag 5 råttor resulterade i högre nivåer av det proinflammatoriska cytokinet TNFα 3 h efter hemoglobininjektion jämfört med helblod och saltlösning. Data är medelvärde ± SEM, n = 4 i alla grupper, enkelriktad ANOVA med post-hoc Tukeys test. Förkortningar: Hb = hemoglobin; TNFα = tumörnekrosfaktor-alfa; WB = helblod; ANOVA = variansanalys. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5: Astrocytaktivering i corpus callosum efter hemoglobininjektion i lateral ventrikel. (A) GFAP-immunfärgning visar hemoglobininjektion i lateral ventrikel hos gnagare efter födseln dag 4 resulterade i astrocytaktivering i corpus callosum och subventrikulär zon 72 h efter injektion. Skalstänger = 50 μm. (B) Antalet reaktiva astrocyter ökade signifikant hos hemoglobininjicerade djur jämfört med aCSF-injicerade djur. Data är medelvärde ± SEM, n = 3 i aCSF-grupp, n = 4 i Hb-grupp, oparat tvåsidigt t-test. Förkortningar: GFAP = glialfibrillärt surt protein; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindol; LV = lateral ventrikel; SVZ = subventrikulär zon; cc = corpus callosum; aCSF = artificiell cerebrospinalvätska; Hb = hemoglobin; SEM = medelmåttans standardfel. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 6: Jämförelse av MR-bildkvaliteten 4,7T och 9,4T. (A) 4,7T och 9,4T T2-viktad MR tas 72 timmar efter hemoglobininjektion i höger lateral ventrikel hos råttor efter födseln dag 4. Skalstänger = 1 mm. Förkortning: MRI = magnetisk resonanstomografi. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denna IVH-modell som använder hemoglobininjektion möjliggör studier av patologin hos IVH specifikt medierad av hemoglobin. För kompletterande studier kan hemoglobin också enkelt levereras in vitro och förvirrar inte biokemiska analyser för proteiner gjorda av mikroglia / makrofager som finns i helblod.
De ledande teorierna om IVH-PHH inkluderar mekanisk obstruktion av CSF-cirkulationen, störningen av cilia som kantar ependymala väggar, inflammation, fibros och järntoxicitet10. Befintliga djurmodeller för IVH såsom den kollagenasinducerade råttvalpmodellen inducerar IVH genom direkt skada och störning av den extracellulära matrisen11, medan andra såsom den glycerolinducerade kaninvalpmodellen inducerar IVH som en effekt av intrakraniell hypotension12. Ytterligare modeller använder autolog och donator råtta blodinjektion i laterala ventriklarna13, 14. Medan dessa och andra befintliga modeller presenterar viktiga funktioner för studier av IVH-PHH, fokuserar de på blodets inverkan i ventrikeln utan att ta hänsyn till rollen för specifika komponenter i blodet som frigörs under blödning på utvecklingen av neurologiska följder efter IVH.
Tidiga CSF-nivåer av hemoglobin efter IVH har visat sig vara associerade med PHH, och CSF-nivåer av järnmetabolismvägsproteiner - hemoglobin, ferritin och bilirubin - är associerade med ventrikelstorlek efter IVH4. Detta tyder på att patogenesen av PHH kan associeras specifikt med hemoglobin- och järnkomponenterna i blodet som släpps ut i ventriklarna under IVH. Således presenterar denna modell en viktig väg för riktad undersökning av hemoglobins roll på PHH-utveckling och möjliggör ytterligare studier av terapier riktade mot hemoglobin- och järnmetabolismvägar efter IVH.
Ventrikulär förstoring efter IVH hos människor kan bero på hjärnans parenkymala förlust (ibland kallad hydrocephalus ex vacuo) eller hydrocephalus, vilket indikerar ökat CSF-tryck. Dessa processer kan inträffa tillsammans15 och det kan vara svårt att avgöra i vilken utsträckning ventrikulära förändringar beror på ökat CSF-tryck kontra volymförlust utan invasiva procedurer. Denna modell, som möjliggör både bedömning av ventrikulär storlek radiologiskt hos levande djur och bedömning av vävnadsskada via histologi, kan hjälpa forskare att förstå förhållandet mellan de två och, ännu viktigare, bedöma i vilken utsträckning potentiella terapier vänder hjärnskada.
Traditionellt har jämförelser mellan arter av hjärnans utveckling främst förlitat sig på hjärnmassa efter döden. En banbrytande studie av Dobbing och Sands utförd med denna metod uppskattade P7 som en viktig period av hjärntillväxt hos gnagare, jämförbar med de förändringar som observerats hos mänskliga nyfödda födda vid termin16. På senare tid har studier som jämför utvecklingsmilstolpar som oligodendrocytmognad och etablering av blod-hjärnbarriären definierat P1–P3 hos gnagare som analogt med 23–32 veckors graviditet hos mänskliga nyfödda 17,18,19,20,21. Dessutom involverar germinalmatrisen inte förrän P7 hos råttor22. Därför motsvarar P4-råttorna som används i denna modell en period av hjärnmognad där den germinala matrisen är närvarande, med egenskaper som vi tror är representativa för den mänskliga befolkningen i riskzonen för IVH-PHH. Dessutom är frekvensen av olöst ventrikulomegali vid 38 dagar efter hemoglobininjektion i denna studie (44%) jämförbar med kliniska frekvenser av PHH efter IVH (30%)23.
Begränsningar av vår postnatala råtta IVH-modell inkluderar användningen av ett lissencefaliskt djur och bristen på direkt skada på germinalmatrisen och / eller periventrikulär parenkym. Denna modell har dock flera fördelar, inklusive god reproducerbarhet, låg kostnad och mångsidighet som möjliggör användning av olika åldrade djur och radiologiska (figur 6), biokemiska och histologiska analyser. Framtida laboratoriearbete om patofysiologin för IVH kan leda till bättre behandlingar för detta tillstånd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att de inte har några intressekonflikter.
Acknowledgments
JMS erhöll finansiering från NIH/NINDS R01 NS110793 och K12 (Neurosurgeon Research Career Development Program). BAM fick finansiering från NIH/NINDS K08 NS112580-01A1, University of Kentucky Neuroscience Research Priority Area Award och ett Hydrocephalus Association Innovator Award.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.3 mL insulin syringe | BD Microfine + Insulin Syringe | 230-4533 | 0.3-0.5 mL synringes will work |
| 1.5 mL microtube | USA Scientific | 1615-5500 | Lot No. K194642H -3 511 |
| 4.7T MRI | Agilent/Varian | 4.7T/33 cm | Agilent/Varian DirectDrive 4.7-T (200-MHz) MRI system |
| 6-0 monofilament suture | ETHICON | 667G | |
| 9.4T MRI | Bruker | BioSpec 94/20 | Used in this protocol without the cryoprobe |
| Analytical balance | CCURIS Instruments | W3200-320 | |
| Artificial CSF (aCSF) | Tocris Bioscience | 3525 | Batch No: 72A |
| Betadine | Purdue Products L.P. | 301005-00 | NDC 67618-150-09 |
| Carprofen (injectable) | Zoetis Inc. | PI 4019448 | Rimadyl |
| Ethanol | Decon Laboratories | 2701 | |
| Heating pad | Sunbeam | E12107-819 | UL 612A, Z-1228-001 |
| Hemoglobin | MP Biomedicals | 100714 | LOT NO. SR02321 |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Isoflurane vaporizer | VETEQUIP | 911103 | |
| Light for stereotactic insturment | Dolan-Jenner industries | Fiber-Lite MI-150 | |
| Microinjection syringe pump | World Precision Instruments | MICRO21 | Serial 184034 T08K |
| MRI software | Bruker BioSpin | Paravision 360 3.2 | |
| Oxygen | Airgas Healthcare | UN1072 | LOT NUMBER S1432080XA02 |
| Sprague Dawley rats | Charles River Laboratories | Strain code: 001 | |
| Stereotactic instrument | KOPF Instuments | Model 900LS Lazy Susan | |
| Sterile cotton tipped applicator | Fischerbrand | 23-400-118 | |
| Surgical blade | covetrus | #10 | |
| Topical triple antibiotic | Triple Antibiotic Ointment | NDC 51672-2120-1 | |
| Ventricle volume quantification software | ITK-SNAP | ITK-SNAP 4.0.0 beta |
References
- Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: Pathophysiology and current treatment concepts: A review. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 9 (3), (2012).
- Hasselager, A. B., Børch, K., Pryds, O. A. Improvement in perinatal care for extremely premature infants in Denmark from. Danish Medical Journal. 63 (1), to (1994).
- Johnston, P. G., Gillam-Krakauer, M., Fuller, M. P., Reese, J. Evidence-Based Use of Indomethacin and Ibuprofen in the Neonatal Intensive Care Unit. Clinics in Perinatology. 39 (1), (2012).
- Mahaney, K. B., Buddhala, C., Paturu, M., Morales, D., Limbrick, D. D., Strahle, J. M. Intraventricular Hemorrhage Clearance in Human Neonatal Cerebrospinal Fluid: Associations with Hydrocephalus. Stroke. , (2020).
- Strahle, J. M., et al. Longitudinal CSF Iron Pathway Proteins in Posthemorrhagic Hydrocephalus: Associations with Ventricle Size and Neurodevelopmental Outcomes. Annals of Neurology. 90 (2), (2021).
- Strahle, J. M., et al. Role of Hemoglobin and Iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), (2014).
- Garton, T. P., He, Y., Garton, H. J. L., Keep, R. F., Xi, G., Strahle, J. M. Hemoglobin-induced neuronal degeneration in the hippocampus after neonatal intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1635, (2016).
- SNAP Tutorial and User’s Manual. , Medtext, Inc.. Hinsdale (IL). Available from: http://www.itksnap.org/docs/fullmanual.php (2022).
- Goulding, D. S., Caleb Vogel,, Gensel, R., Morganti, J. C., Stromberg, J. M., Miller, A. J., A, B. Acute brain inflammation, white matter oxidative stress, and myelin deficiency in a model of neonatal intraventricular hemorrhage. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 26 (6), (2020).
- Strahle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K. M., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of Hydrocephalus After Neonatal and Adult Intraventricular Hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
- Jinnai, M., et al. A Model of Germinal Matrix Hemorrhage in Preterm Rat Pups. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, (2020).
- Georgiadis, P., et al. Characterization of acute brain injuries and neurobehavioral profiles in a rabbit model of germinal matrix hemorrhage. Stroke. 39 (12), (2008).
- Cherian, S. S., Love, S., Silver, I. A., Porter, H. J., Whitelaw, A. G. L., Thoresen, M. Posthemorrhagic ventricular dilation in the neonate: Development and characterization of a rat model. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 62 (3), (2003).
- Balasubramaniam, J., Xue, M., Buist, R. J., Ivanco, T. L., Natuik, S., del Bigio,, R, M. Persistent motor deficit following infusion of autologous blood into the periventricular region of neonatal rats. Experimental Neurology. (1), (2006).
- Volpe, J. J. Brain injury in premature infants: a complex amalgam of destructive and developmental disturbances. The Lancet Neurology. 8 (1), (2009).
- Dobbing, J., Sands, J.
- Craig, A., et al. Quantitative analysis of perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Experimental Neurology. 181 (2), (2003).
- Lodygensky, G. A., Vasung, L., Sv Sizonenko,, Hüppi, P. S. Neuroimaging of cortical development and brain connectivity in human newborns and animal models. Journal of Anatomy. 217 (4), (2010).
- Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Developmental Neuroscience. 33 (34), (2011).
- Engelhardt, B.
- Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for bloodĝ€"brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), (2010).
- Alles, Y. C. J., Greggio, S., Alles, R. M., Azevedo, P. N., Xavier, L. L., DaCosta, J. C. A novel preclinical rodent model of collagenase-induced germinal matrix/intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1356, (2010).
- Christian, E. A., et al. Trends in hospitalization of preterm infants with intraventricular hemorrhage and hydrocephalus in the United States. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 17 (3), 2000-2010 (2016).
