ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
Denna artikel beskriver modifieringar av ett förfarande för att implantera en peritonealdialyskateter i en murin modell för att undvika stora tekniska problem som observerats med konventionella tekniker.
Abstract
Murina modeller används för att undersöka olika aspekter av peritonealdialys (PD), såsom peritoneal inflammation och fibros. Dessa händelser driver peritoneal membransvikt hos människor, vilket fortfarande är ett område med intensiv undersökning på grund av dess djupa kliniska konsekvenser för att hantera patienter med njursjukdom i slutstadiet (ESKD). Trots den kliniska betydelsen av PD och dess relaterade komplikationer lider nuvarande experimentella murina modeller av viktiga tekniska utmaningar som äventyrar modellernas prestanda. Dessa inkluderar PD-katetermigration och kinkning och motiverar vanligtvis tidigare kateterborttagning. Dessa begränsningar driver också behovet av ett större antal djur för att slutföra en studie. Genom att ta itu med dessa nackdelar introducerar denna studie tekniska förbättringar och kirurgiska nyanser för att förhindra vanliga PD-kateterkomplikationer i en murin modell. Dessutom valideras denna modifierade modell genom att inducera peritoneal inflammation och fibros med lipopolysackaridinjektioner. I huvudsak beskriver denna uppsats en förbättrad metod för att skapa en experimentell modell av PD.
Introduction
Börda för njursjukdom i slutstadiet
Kronisk njursjukdom (CKD) är ett världsomspännande hälsoproblem1. Aktuella uppskattningar tyder på att mer än 850 miljoner människor världen över har njursjukdom. Prevalensen av njursjukdom nästan fördubblar antalet personer med diabetes (422 miljoner) och är mer än 20 gånger prevalensen av cancer (42 miljoner) eller hiv / aids (36,7 miljoner) patienter över hela världen2. Ungefär en av sju amerikaner har CKD, och två av 1000 amerikaner har ESKD som kräver njurtransplantation eller dialysstöd3. Med tanke på den eskalerande bördan av ESKD över hela världen är optimering av dialysteknik avgörande3.
Peritonealdialys
PD är en betydligt underutnyttjad modalitet för behandling av ESKD i USA. Enligt United States Renal Data System (USRDS) var andelen vanliga PD-patienter endast 11% år 2020 4,5. PD ger flera fördelar jämfört med hemodialys i centrum (HD), inklusive en bättre livskvalitet, färre klinikbesök och en minskning av Medicare-utgifterna 6,7. Dessutom är PD en hembaserad terapi och är förknippad med en mycket lägre risk för allvarliga infektioner som bakteriemi och endokardit som ofta är relaterade till hemodialyskatetrar. Dessutom kan PD initieras snabbt med ett brådskande startprotokoll, vilket minskar behovet av dialysinitiering med kvarliggande vaskulära katetrar8. PD anses vara den föredragna dialysmetoden i den pediatriska ESKD-populationen9.
Nedsatt peritoneal funktion inducerad av peritonealdialys
PD innebär att PD-vätska (dialysat) införs i bukhinnan, vilket resulterar i inflammation och ombyggnad av peritonealmembranet över tiden. Peritoneal inflammation utlöser fibros, som kulminerar i den potentiella förlusten av membranets ultrafiltreringsförmåga över tiden. Bevarande av peritonealmembranet är en betydande utmaning vid PD, och ytterligare forskning är kritiskt viktig för att säkerställa att bästa kliniska praxis är tillgänglig för utövare. Det finns väletablerade murina modeller för att ytterligare förstå patofysiologiska mekanismer för peritoneal infektion och inflammation, löst ämne, vattentransportkinetik och membranfel; Ändå begränsar tekniska problem med katetern ofta dessa modeller10.
Analysera peritonealmembranförändringarna
Hos ESKD-patienter introduceras dialysat traditionellt i bukhålan genom en Tenkhoff-kateter med en djup och ytlig manschett. Patienterna kan potentiellt uppleva kateterrelaterade komplikationer, inklusive katetermigration, infusionssmärta och dålig dränering av dialysatet11,12,13. Två huvudtyper av peritonealkatetrar har införts för människor, lindade eller raka, för att minimera dessa komplikationer12. Flera modifieringar, inklusive en extra manschett till de konventionella tvåmanschettkatetrarna, har lagts till de ursprungliga katetrarna för att förlänga PD-kateteröverlevnad11. Insättningstekniken varierar beroende på flera faktorer genom att förhindra att katetermigration tillsätts efter överlevnad, inklusive tillgången på resurser och kompetensnivån14.
Däremot har murina modeller av peritonealdialys grundläggande skillnader i tekniker och syfte jämfört med humana peritonealkatetrar. Till exempel används peritonealkatetrar i murina modeller främst för att studera membranförändringar och är mindre avsedda för dubbelriktade dräneringsfunktioner. Den nuvarande tekniken lider av potentiell portförskjutning och katetermigration på grund av hanteringen av djuren. I de konventionella murina modellerna var åtkomstportarna inte fixerade på huden. Denna aspekt skapade en instabil åtkomstport, som i vakna djur kan lossna, vilket resulterar i katetermigrering. Med tanke på vikten av murina modeller i peritonealmembranforskning är det absolut nödvändigt att skapa effektiva kirurgiska tekniker för att generera tillförlitliga modeller. Därför bestämde vi oss för att optimera den konventionella modellen för PD-kateterplacering. Det är viktigt att notera att katetern i sig orsakar histopatologiska förändringar i peritonealmembranet, och därför måste alla slutsatser om effekten av PD-lösningar i djurstudier tolkas i samband med PD-katetern som en främmande kropp15,16,17.
Peritoneal membranhistopatologi
PD-misslyckande är huvudsakligen relaterat till fibros och överskott av angiogenes vilket resulterar i förlust av en osmolära koncentrationsgradient. Dessutom kan peritonealmembranfiltreringskapaciteten påverkas av peritonit. Dessutom är infektiös peritonit en väletablerad orsak till förändring i dialysmodaliteten från peritonealdialys till hemodialys. 18.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
För denna studie användes åtta kvinnliga C57BL / 6J-möss, 8-12 veckor i ålder och en genomsnittlig vikt på 20 g. Mössen hölls under normala förhållanden och matades med chow och vatten ad libitum. Denna studie utfördes med godkännande av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), Boston University Medical Center (AN-1549). De procedurer som beskrivs här utfördes under sterila förhållanden.
1. Bedöva musen i en isoflurankammare och injicera smärtstillande subkutant
- Håll djuret från svansens botten. Håll djuret på dorsumytan på den icke-dominerande handen.
- Överför djuret till den kontinuerliga anestesiinduktionskammaren fylld med 3% -4% isofluran. Bekräfta adekvat generell anestesi genom frånvaro av tå-klämreflex i höger och vänster bakben. Behåll underhållet av narkosen med isofluran 1%-3%.
- Applicera oftalmisk salva på båda ögonen.
- Administrera en subkutan injektion av buprenorfin.
- Lös upp buprenorfinstammen i en koncentration på 0,3 mg/ml i 0,9 % natriumkloridlösning (NaCl) för att uppnå den slutliga koncentrationen på 0,03 mg/ml.
- Injicera en dos på 0,05–0,1 mg/kg 0,03 mg/ml buprenorfin tillsammans med 500 μl steril NaCl 0,9 %, 20 min före operation i en 20 g mus (2 μg eller 66 μl 0,03 mg/ml buprenorfin per mus).
2. Hudberedning
- Placera den helt bedövade musen i vänster sidoläge och exponera dess högra flank för värmefilten. Raka höger sida av buken, precis nära mittlinjen till paraspinalområdet och ner till djurets svans.
- Desinficera det rakade området tre gånger med en bomullspinne med alternativ applicering av den antiseptiska lösningen eller skrubben och antingen 70% alkohol eller steril saltlösning i en cirkulär rörelse, med början vid det kirurgiska snittet och rör sig utåt. Kassera bomullspinnen efter varje användning. Var försiktig så att du inte överdriver icke-kirurgiska områden hos djuret med alkohol eller antiseptisk eftersom detta kan förvärra hypotermi.
OBS: Det är viktigt att späda antiseptiska lösningar ordentligt och inte lämna kirurgiska skrubb på huden under operationen, eftersom de kan vara irriterande och måste sköljas bort. Kontrollera ofta temperaturen på värmefilten under proceduren för att säkerställa att temperaturen inte faller.
3. Mät kateterns längd och markera insättningspunkten i buken och rörkanalen över den förberedda huden
- Tilldela åtkomstportfickan 1 cm ovanför djurets svans. Håll installationssegmentet med det icke-dominerande indexet och tumfingret över det tilldelade området nära svansen.
- Placera katetern ovanför huden och uppskatta platsen för kateterns rörinsättning i bukhålan. Markera den tilldelade platsen för rörinsättning, med respekt för rörets minimala böjning nära den främre mittlinjen.
OBS: Alla procedurer måste utföras med sterila handskar, och katetern ska hållas steril under mätningen. Kirurgiska verktyg måste autoklaveras vid 121 °C före användning. Se kompletterande figur S1 för de instrument som krävs för förfarandet.
4. Anpassa peritonealkateterbehållarsektionen
- Slå ett sidohål över behållarens ram med musörontaggaren (figur 1 och figur 2). Det bör noteras att öronstansen är ett kirurgiskt verktyg, och det måste vara sterilt.
5. Placera instillationsporten
- Gör ett horisontellt 1 cm brett hudsnitt 1 cm ovanför svansen. Distera det subkutana planet från det underliggande muskelskiktet för att göra en påse för kateterplaceringen för att säkerställa att instillationsporten sitter fritt i den perfekta portfickan.
- Håll irissaxens spets mot mittlinjen för att skapa en sned tunnel för rörplaceringen (figur 3A).
- För 3.0-suturen från det anpassade sidohålet. Fäst åtkomstporten till muskelbädden genom att dra åt den passerade suturen och hålla slangkursen cephalad.
6. Gör snittet på kateterspetsen
- Gör ett snitt på 1 cm över det tidigare markerade området nära mittlinjen. Bekräfta det välutvecklade området genom att passera sax genom kanalen.
- Plocka kateterspetsen försiktigt med pincett för att placera katetern i en retrograd kurs.
OBS: Undvik att klämma i rörets sidohål. - För kateterröret genom det förberedda området (figur 3B). Gör ett snitt på 1 cm över muskelskiktet nära höger mittlinje.
7. Bekräfta kateterns funktion
- Innan du stänger alla snitt, se till att den placerade katetern fungerar. Kontrollera funktionen med en 1 ml spruta fäst vid den specifika Huber-nålen för porten.
- Injicera 200 μl normal saltlösning i instillationsporten. Leta efter ett jämnt flöde med nolltolerans för motstånd.
- Spola porten och katetern med 10% heparin för att upprätthålla patency.
8. Stäng hudsnitten
- Stäng hudsnitten runt portbehållaren (figur 3C) med 3-0 absorberbara suturer.
9. Fäst kateterspetsen inuti bukhålan
- Placera en lös handväska-strängsutur med 4-0 rund absorberbar sutur runt den snittade bukväggsmuskeln. För kateterns proximala filt inuti snittet.
- Dra åt den förberedda handväskan runt röret medan du håller den andra filten utanför handväskan, över muskelskiktet (figur 3D) och stäng huden med 3-0 absorberbara suturer (figur 2).
10. Övervaka djuren postoperativt och dagligen, administrera postoperativ analgesi och vätskor och upprätthålla dagliga postoperativa register i minst 7 dagar och tills fullständig återhämtning
- Håll katetern funktionell med en daglig injektion av 200 μL normal saltlösning genom katetern.
11. Vätskeinjektioner
- Bekräfta den händelselösa postprocedurprocessen genom att noggrant inspektera hudsnittet.
- Bered LPS 2 mg/kg kroppsvikt för intraperitoneala injektioner (i.p.) genom att späda 40 μg LPS med steril fosfatbuffrad saltlösning (PBS) till en arbetskoncentration på 0,2 μg/μl (i huvudsak 10 μl för 2 μg/g kroppsvikt och 200 μl LPS för 20 g möss).
- Starta injektionerna under den andra veckan efter kateterimplantationen.
- Håll djuret försiktigt med den icke-dominerande handen och håll fast instillationsporten medan du flyttar pek- och tumfingrarna i cephaladriktningen.
- Desinficera huden som ligger över behållaren med 70% isopropylalkohol. Använd sprutan som sitter fast på Hubernålen för att injicera LPS.
- Efter att ha gått in i porten med Huber-nålen, injicera 100 μL normal saltlösning i porten för att bekräfta patentförloppet.
- Injicera de beredda 200 μL LPS, följt av 100 μL normal saltlösning för rörbevattning, och se till att det inte finns något motstånd.
12. Bedöva mössen innan du skördar bukhinnan och samla bukvätskan
- Efter 7 dagars LPS-injektioner och 2 veckors kateterimplantation, planera för peritonealbiopsin.
- Planera för generell anestesi.
- Bedöva musen i en isoflurankammare och injicera smärtstillande subkutant.
- Håll djuret från svansens botten och håll djuret på handens dorsumyta.
- Överför djuret till den kontinuerliga anestesiinduktionskammaren fylld med 3% -4% isofluran. Bekräfta adekvat generell anestesi genom frånvaro av tå-klämreflex i höger och vänster bakben. Behåll underhållet av narkosen med isofluran 1%-3%.
13. Peritoneal biopsi
- Placera djuret på den uppvärmda filten i ryggläge. Gör ett mittlinjesnitt från subxiphoid till urinblåsan.
- Perfusera det subfasciala planet med kall PBS (figur 3E).
- Se till att planet är helt dissekerat utan att störa bukhinnans integritet. Börja dissekera bukhinnan från den laterala peritoneala reflektionen vid vänster nedre kvadrant, med början från hilum till vänster flank och urinblåsan i den nedre aspekten för att hålla proverna konsekventa mellan djur (figur 3F).
- Efter peritonealskörden, avliva djuret genom cervikal dislokation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Alla implanterade katetrar var funktionella till slutet av studien, och kateterförskjutning eller kinkning komplicerade inte någon av de implanterade katetrarna. Den nuvarande, modifierade tekniken validerades ytterligare med en peritonitinducerad modell med LPS. Kontrollmössen fick 200 μL dagliga normala saltlösningsinjektioner, medan de experimentella mössen injicerades med 200 μL LPS, som diskuterades i protokollsteg 11, i totalt 7 dagar efter kateterimplantation.
Det peritoneala membranet utvärderades för histopatologiska egenskaper genom hematoxylin och eosin (H&E) och Masson Trichrome-färgning. Analys av H&E-färgade sektioner visade en signifikant ökning av den extracellulära matrisen (ECM) i det subperitoneala rummet (figur 4A, markerad med en asterisk), som mättes med ImageJ. Medelvärdet + SD för ECM i kontrollmössens subperitoneala utrymme var 87,10 + 24,66 μm och fördubblades hos LPS-exponerade möss (148,9 + 60,85 μm, P = 0,008) (figur 4B).
Trikromfläcken detekterar fibros (blå fläck i figur 5 och figur 6), vilket uppskattades som intensitetstäthet normaliserad till ytan (μm). Intensitetstäthet integrerar antalet pixlar och deras intensitet i ett område av intresse och är en validerad metod för kvantitativa histologiska egenskaper av intresse19,20.
Därefter föreslog vi att LPS-inducerad inflammation kan leda till förändrad vaskularitet och utvidgning av det subperitoneala utrymmet. CD31 användes som markör för endotelceller (figur 7) och kvantifierades som integrerad densitet i slumpmässigt utvalda HPF-bilder (High-Power Field) i varje mus i båda grupperna (figur 8B,C). LPS-inducerade möss visade en trefaldig ökning av subperitoneal fibros (figur 8A, P = 0,015). Alla dessa förändringar i peritonealmembranet överensstämmer med de som observerats hos patienter som exponerats för långvariga dialysater21. Resultaten visade en ~ 8-9-faldig ökning av vaskulariteten (P = 0,0168) (figur 7 och figur 8B) och en ~ 2-faldig ökning av det subperitoneala rummet markerat som SP (P = 0,008) (figur 7 och figur 8C). Dessa resultat överensstämmer med den kärlnybildning som observerats hos patienter på PD efter långvarig exponering för peritonealmembranet för dialysatet 18,22,23.
Figur 1: PD-kateter och det anpassade sidohålet. Förkortning: PD = peritonealdialys. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Konventionella kontra modifierade metoder. Konventionell antegradmetod för PD-kateterplacering (höger) börjar med att säkra den inre ringen i parietalbukhinnan, medan i denna modifierade retrograda metod (vänster) börjar proceduren med att suturera den anpassade åtkomstporten över muskelbädden på mössens dorsum. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Sätta in peritonealkatetern . (A) För 3.0-suturen från det anpassade sidohålet och suturera muskelbädden till sidohålet och håll slangbanan cephalad. (B) Gör PD-rörets tunnel med noggrann dissektion av muskelskiktet från den överliggande huden och passera röret på ett retrograd sätt. (C) Stäng hudsnitten runt hamnbehållaren. (D) Dra åt den förberedda handväskan runt röret medan du håller den andra filten utanför handväskan, över muskelskiktet. (E) Bevattna bukhålan med 2 ml kall PBS samtidigt som nålavfasningen hålls uppe. (F) Börja dissekera bukhinnan från den laterala peritoneala reflektionen vid vänster nedre kvadrant (blå pil). Förkortningar: PD = peritonealdialys; PBS = fosfatbuffrad saltlösning. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: H&E-färgning. Representativa bilder (100x) av peritoneala membran hos två enskilda C57BL6-möss exponerade för LPS i experimentgruppen enligt indikation (N = 4/grupp). Svart pilspets pekar på bukhinnan, och en asterisk visar det subperitoneala rummet. Skalstänger = 100 μm. Förkortningar: H&E = hematoxylin och eosin; M = muskel; LPS = lipopolysackarid. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: H&E och Masson Trichrome färgning. Representativa bilder (100x) av peritoneala membran hos två C57BL6-möss, en i kontrollgrupp (A) och en exponerad för LPS i experimentgruppen (B). Skalstänger = 100 μm. Förkortningar: SP = subperitonealt utrymme; P = peritonealt utrymme; M = Muskel; H&E = hematoxylin och eosin; LPS = lipopolysackarid. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Masson Trichrome-färgning. Representativa bilder (100x) av peritoneala membran hos två C57BL6-möss, en exponerad för LPS och den andra en saltinsprutad kontroll. Svart pilspets pekar på bukhinnan och orange asterisk visar det subperitoneala rummet, N = 4 / grupp. Skalstänger = 100 μm. Förkortningar: M = Muskel; LPS = lipopolysackarid. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 7: Förändrad vaskularitet i subperitonealrummet i samband med inflammation. Paraffininbäddade sektioner färgades med CD31 och DAPI. Slumpmässiga bilder som erhållits med 400x förstoring visas. Skalstänger = 100 μm. Förkortningar: SP= subperitonealt rum; P = peritonealt utrymme; vit asterisk = subperitonealt kärl; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindol. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 8: LPS-exponering förbättrade neovaskularisering, fibros i bukhinnan och expansion av subperitonealt utrymme . (A) Integrerad täthet av fibros. (B) Integrerad densitet av CD31. (C) Subperitonealt utrymme mättes. Studentens t-test utfördes för alla åtgärder. Svarta asterisker visar signifikansnivån. Felstaplar = SEM. Förkortning: LPS = lipopolysackarid. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Kompletterande figur S1: Kirurgiska instrument som krävs för att utföra proceduren. 1. Örontaggare, 2. Minut musport, 3. Huber punkt nål, 4. Fördröjd absorberbar sutur, 5. Rätvinklig klämma, 6. Tång med rak spets, 7. Tång med böjd spets, 8. Iris sax. Klicka här för att ladda ner den här filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tre murina modeller av PD beskrivs. Detta inkluderar en blind punktering av bukhinnan, ett öppet permanent system och ett slutet system10. Den blinda punkteringen av bukhinnans yta innefattar direkt peritoneal åtkomst som liknar intraperitoneala injektioner men tillåter inte dränering av dialysat. Att vara en blindad procedur kan denna metod skada bukens viscerala organ. Den öppna-permanenta systemmodellen håller dialyskatetern och instillationsporten utanför kroppen. Denna teknik hos möss är emellertid förknippad med komplikationer, såsom frånkopplade påsar på grund av djurens rörelse, infektion och oförmåga att utföra långsiktiga experiment. Peritonealkatetrar med slutna system introducerades 2009. I detta system implanteras både åtkomstporten och röret i djurens kroppar. Direkt perkutan vätskeinstillation blir möjlig. Hos människor placeras peritonealdialysatpåsarna utanför kroppen, men detta är inte möjligt hos möss på grund av deras rörlighet. Dessutom finns det ofta mekanisk obstruktion av katetern relaterad till sidohålen igensättning och rörböjningen20. Behållaren i ett slutet system är mobil och kan vända, och denna händelse kan kinka reservoarrörets korsning.
Flera tillvägagångssätt har tillämpats för att övervinna ovanstående begränsningar av slutna PD-system, inklusive omentektomi och heparininfusion för att förhindra igensättning av PD-kateter. Även om dessa lösningar kan vara användbara i de kortsiktiga studierna, kvarstår utmaningarna med att rädda katetern för längre experiment i murina modeller. Dessutom är omentum hos möss liten, till skillnad från hos människor, vilket förklarar bristen på framgång med omentektomi för att rädda peritonealkateterprestandan hos möss24,25.
I denna studie tillämpades två kritiska steg på det slutna PD-katetersystemet för att förbättra begränsningarna för de nuvarande teknikerna. Dessa inkluderade (a) stansning av ett sidohål i katetern och (b) ett retrogradt rör som passerar genom en prefabricerad tunnel. (Figur 3B) Stansning av ett sidohål i instillationsporten hjälpte till att fästa katetern säkert på muskelbädden och gav rörlighet under injektionerna. Samtidigt som man tar itu med ovanstående begränsningar minskade denna modifiering dragningen av röret och ansträngningen av mössens hud.
Traditionellt går PD-kateterspetsen in i bukhålan först vid implantationstillfället (antegrad implantation). Vi introducerade en retrograd implantationsmetod där instillationsporten fixerades på huden först och sedan placerades katetern i bukhålan. Eftersom kateterimplantationen följde reservoarplaceringen betraktas det som retrograd kateterimplantation. Denna implantationsmetod resulterade i en rak kurs av röret och upphävd rörspolning.
En potentiell begränsning av tekniken kan vara ansträngning av mösshud från suturen. Betydelsen av den modifierade tekniken understryks av det faktum att dessa föreslagna modifieringar förhindrar katetermigration och dragning av röret. Det möjliggör exakt instillation av PD-vätskan medan musen är vaken. Minskning av ovanstående problem möjliggör långsiktiga experiment och undviker misslyckanden, vilket utesluter användningen av ett stort antal möss. Förutom tillämpningen i PD-forskning kan dessa modifieringar utnyttjas i andra sammanhang såsom äggstockscancermodeller, peritoneal karcinomatos eller kronisk peritonit för att exakt leverera experimentella medel.
LPS-injektion valdes för validering av denna modifierade implantationsmetod. Resultaten överensstämde med de som observerades som svar på ikodextrin och glukosbaserad peritonealdialysvätska26. Dessutom är användningen av LPS kliniskt relevant eftersom PD-peritonit hos människa kan komma från gramnegativa bakterier och ofta observeras vid divertikulit eller viskosperforering. Gramnegativa bakterier utsöndrar LPS som bidrar till peritonit och är en accepterad experimentell modell av peritonit26,27. De patologiska egenskaperna hos PD-misslyckande hos människa inkluderar peritoneal fibros och en ökning av den subperitoneala mikrovaskulaturen, vilket resulterar i förlust av peritoneal löst gradient hos PD-patienter27,28,29. Dessa egenskaper rekapitulerades i den LPS-inducerade peritonitmodellen. Framtida studier kommer att undersöka denna teknik ytterligare i modeller där peritonealdialysvätskan kommer att appliceras i minst 1 månad hos möss för att inducera peritoneal fibros. Denna långtidsstudie kommer också att möjliggöra uppföljning av komplikationer, inklusive lindning av PD-katetrar.
Sammanfattningsvis modifierades den konventionella peritonealkateterimplantationen i slutet system i en murin modell i den aktuella studien. De nuvarande modifieringarna kan bana väg för generering av robusta och tillförlitliga murina modeller för att undersöka de långsiktiga konsekvenserna av peritoneal membransvikt hos humana ESKD-patienter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av NIH 1R01HL132325 och R21 DK119740-01 (VCC) och AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC och SL).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% heparin | Canada Inc., Boucherville, QC, Canada) | Pharmaceutical product | |
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | PAR Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | |
| C57BL/6J mice | The Jackson Lab | IMSR_JAX:000664 | |
| CD31 | Abcam | Ab9498 | |
| Clamp | Fine Science Tools | 13002-10 | |
| Forceps | Fine Science Tools | 11002-12 | |
| Dumont #5SF Forceps | Fine Science Tools | 11252-00 | |
| Dumont Vessel Cannulation Forceps | Fine Science Tools | 11282-11 | |
| Fine Scissors - Large Loops | Fine Science Tools | 14040-10 | |
| Fisherbrand Animal Ear-Punch | Fisher Scientific | 13-812-201 | |
| Hill Hemostat | Fine Science Tools | 13111-12 | |
| Huber point needle | Access technologies | PG25-500 | Needle for injections |
| Isoflurane, USP | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Lipopolysaccharide from E.coli | SIGMA | L4391 | |
| Microscope | Nikon Eclipse Inverted Microscope | TE2000 | |
| Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes | Access technologies | MMP-4S-061108A | |
| Posi-Grip Huber point needles 25 G x 1/2´´ | Access technologies | PG25-500 | |
| Scissors | Fine Science Tools | 14079-10 | |
| Vicryl Suture | AD-Surgical | #L-G330R24 |
References
- Saran, R., et al. US Renal Data System 2019 Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 Suppl 1 6-7 (2020).
- ESRD, U.S.R.D.S.M. 2017 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States, Bethesda, MD, National Institutes of Health, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases. USRD. , (2017).
- Center of Disease Control, U.S.D.o.H.a.H.S. Chronic Kidney Disease in the United States, 2019. CDC Publications and Resources. , (2019).
- Cho, Y., et al. Peritoneal dialysis use and practice patterns: An international survey study. American Journal of Kidney Diseases. 77 (3), 315-325 (2021).
- Xieyi, G., Xiaohong, T., Xiaofang, W., Zi, L. Urgent-start peritoneal dialysis in chronic kidney disease patients: A systematic review and meta-analysis compared with planned peritoneal dialysis and with urgent-start hemodialysis. Peritoneal Dialysis International. 41 (2), 179-193 (2021).
- Gokal, R., Figueras, M., Olle, A., Rovira, J., Badia, X. Outcomes in peritoneal dialysis and haemodialysis--a comparative assessment of survival and quality of life. Nephrology Dialysis Transplantation. 14, Suppl 6 24-30 (1999).
- Gardezi, A. I., Sequeira, A., Narayan, R. Going home: Access for home modalities. Advances in Chronic Kidney Disease. 27 (3), 253-262 (2020).
- van de Luijtgaarden, M. W., et al. Trends in dialysis modality choice and related patient survival in the ERA-EDTA Registry over a 20-year period. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (1), 120-128 (2016).
- Schaefer, F., Warady, B. A. Peritoneal dialysis in children with end-stage renal disease. Nature Reviews. Nephrology. 7 (11), 659-668 (2011).
- Gonzalez-Mateo, G. T., Pascual-Anton, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., Lopez-Cabrera, M. Surgical techniques for catheter placement and 5/6 nephrectomy in murine Models of Peritoneal Dialysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e56746 (2018).
- Chow, K. M., et al. Straight versus coiled peritoneal dialysis catheters: A randomized controlled trial. American Journal of Kidney Diseases. 75 (1), 39-44 (2020).
- LaPlant, M. B., et al. Peritoneal dialysis catheter placement, outcomes and complications. Pediatric Surgery International. 34 (11), 1239-1244 (2018).
- Al-Hwiesh, A. K. A modified peritoneal dialysis catheter with a new technique: Farewell to catheter migration. Saudi Journal of Kidney Diseases and Transplantation. 27 (2), 281-289 (2016).
- Crabtree, J. H., Chow, K. M. Peritoneal dialysis catheter insertion. Seminars Nephrology. 37 (1), 17-29 (2017).
- Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).
- Kowalewska, P. M., Margetts, P. J., Fox-Robichaud, A. E. Peritoneal dialysis catheter increases leukocyte recruitment in the mouse parietal peritoneum microcirculation and causes Fibrosis. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 36 (1), 7-15 (2016).
- Kowalewska, P. M., Patrick, A. L., Fox-Robichaud, A. E. Syndecan-1 in the mouse parietal peritoneum microcirculation in inflammation. PLoS One. 9 (9), 104537 (2014).
- Yanez-Mo, M., et al. Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells. The New England Journal of Medicine. 348 (5), 403-413 (2003).
- Arinze, N. V., et al. Tryptophan metabolites suppress Wnt pathway and promote adverse limb events in CKD patients. The Journal of Clinical Investigation. 132 (1), (2021).
- Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
- Krediet, R. T. The peritoneal membrane in chronic peritoneal dialysis. Kidney International. 55 (1), 341-356 (1999).
- Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 29 (2), 227-230 (2009).
- Sukul, N., et al. Patient-reported advantages and disadvantages of peritoneal dialysis: results from the PDOPPS. BMC Nephrology. 20 (1), 116 (2019).
- Lu, Y., et al. A method for islet transplantation to the omentum in mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e57160 (2019).
- Gotloib, L., Wajsbrot, V., Shostak, A. A short review of experimental peritoneal sclerosis: from mice to men. The International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 97-104 (2005).
- Tateda, K., Matsumoto, T., Miyazaki, S., Yamaguchi, K. Lipopolysaccharide-induced lethality and cytokine production in aged mice. Infection and Immunity. 64 (3), 769-774 (1996).
- Vila Cuenca, M., et al. Differences in peritoneal response after exposure to low-GDP bicarbonate/lactate-buffered dialysis solution compared to conventional dialysis solution in a uremic mouse model. International Urology and Nephrology. 50 (6), 1151-1161 (2018).
- Penar, J., et al. Selected indices of peritoneal fibrosis in patients undergoing peritoneal dialysis. Postepy Higieny Medycyny Doswiadczalnej (Online). 63, 200-204 (2009).
- Yung, S., Chan, T. M. Pathophysiological changes to the peritoneal membrane during PD-related peritonitis: the role of mesothelial cells. Mediators of Inflammation. 2012, 484167 (2012).
Tags
Medicin Utgåva 185 Peritonealkateter ficka murin peritonealdialys lipopolysackarid bukhinnanErratum
Formal Correction: Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice
Posted by JoVE Editors on 03/22/2023.
Citeable Link.
An erratum was issued for: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. The Authors section was updated from:
Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology
to:
Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology
