Summary
Cette étude a permis d’établir un protocole axé sur le perfectionnement technique d’un modèle murin d’ischémie-reperfusion rénale bilatérale pour la recherche sur les lésions rénales aiguës.
Abstract
L’arrêt cardiaque représente un lourd fardeau pour la santé publique. L’insuffisance rénale aiguë (IRA) est un marqueur indésirable chez les survivants d’un arrêt cardiaque à la suite du retour de la circulation spontanée (ROSC) après une réanimation cardiorespiratoire réussie. À l’inverse, la récupération de la fonction rénale à partir de l’IRA est un prédicteur de résultats neurologiques favorables et de sortie de l’hôpital. Cependant, il n’existe pas d’intervention efficace pour prévenir les lésions rénales causées par un arrêt cardiaque après un arrêt cardiaque, ce qui suggère que des stratégies thérapeutiques supplémentaires sont nécessaires. L’hypoperfusion rénale et la reperfusion sont deux mécanismes physiopathologiques qui provoquent l’IRA après un arrêt cardiaque. Les modèles animaux d’IRA induite par l’ischémie-reperfusion (IR-IRA) des deux reins sont comparables à ceux des patients atteints d’IRA après ROSC en milieu clinique. Cependant, l’IR-IRA des deux reins est techniquement difficile à analyser, car le modèle est associé à une mortalité élevée et à une grande variation des lésions rénales, ce qui peut affecter l’analyse. Des souris légères ont été choisies, placées sous anesthésie générale avec de l’isoflurane, soumises à une intervention chirurgicale avec une approche dorsolatérale, et leur température corporelle maintenue pendant l’opération, réduisant ainsi les lésions tissulaires et établissant un protocole de recherche IR-IRA rénale aiguë reproductible.
Introduction
L’arrêt cardiaque se produit plus de 80 000 fois par an aux États-Unis 1,2. Le taux de mortalité par arrêt cardiaque est extrêmement élevé 3,4,5,6. L’IRA est un facteur de risque majeur associé à une mortalité élevée et à de mauvais résultats neurologiques chez les patients ayant subi un arrêt cardiaque après ROSC 7,8,9,10,11,12,13. La récupération de l’IRA est un bon prédicteur de résultats neurologiques favorables et de sortie de l’hôpital14,15,16. Cependant, il n’existe toujours pas de traitements efficaces pour l’IR-IRA 15,16,17,18,19. D’autres stratégies thérapeutiques sont nécessaires pour améliorer encore les résultats cliniques de la maladie.
L’IR-IRA avec ischémie rénale bilatérale est l’un des modèles animaux utilisés pour la recherche sur l’IRA 20,21,22,23,24,25,26. Les modèles animaux IR-IRA rénaux sont moins compliqués qu’un modèle de lésion IR du corps entier pour l’étude de l’IRA chez les patients ayant subi un arrêt cardiaque soudain après ROSC 6,27,28,29,30. Cela implique qu’il est plus facile d’obtenir des résultats cohérents à partir d’un modèle animal IR-IRA rénal en raison de la présence de moins de facteurs de confusion dans les expériences. De plus, les protocoles IR-IRA rénaux impliquent généralement une occlusion unilatérale ou bilatérale du pédicule rénal. Les conditions dans les expériences sur l’IR-IRA rénale bilatérale sont comparables aux conditions cliniques de l’IRA après ROSC chez les patients ayant subi un arrêt cardiaque soudain après une réanimation cardiorespiratoire réussie. Bien que les caractéristiques pathologiques des reins dans les deux modèles reflètent les caractéristiques pathologiques des lésions rénales IR humaines 31,32,33, une approche bilatérale de l’ischémie rénale est plus pertinente pour l’IRA dans des conditions pathologiques humaines, telles que l’insuffisance cardiaque, la vasoconstriction et le choc septique 35. Les modèles animaux IR-IRA rénaux bilatéraux conviennent aux études axées sur les lésions IR rénales lors d’un arrêt cardiaque après ROSC.
Les modèles IR-IRA rénaux bilatéraux sont associés à des difficultés techniques, à une complexité expérimentale et à une longue durée de chirurgie 23,26,32,33,35,36. Pour surmonter ces difficultés techniques, la présente étude a permis d’établir un protocole bilatéral fiable de recherche IR-IRA chez la souris en apportant quelques modifications techniques. Le protocole proposé a entraîné moins de complications chirurgicales, moins de lésions tissulaires et une probabilité plus faible de mortalité pendant la chirurgie. Par conséquent, il peut être utilisé pour étudier les processus physiopathologiques de l’IRA après ROSC afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques contre l’hypoperfusion rénale et les dommages de reperfusion37,38,39.
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Protocol
Toutes les expériences sur les animaux ont été menées conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, publié par les National Institutes of Health des États-Unis (publication des NIH n° 85-23, révisée en 1996). Le protocole de l’étude a été approuvé par et conformément aux directives du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université catholique Fu-Jen. Voir le tableau des matériaux pour plus de détails sur tous les matériaux et instruments utilisés dans ce protocole.
1. Préparation des souris
- Sélectionnez des souris mâles C57BL/6 de 8 semaines d’un poids de 21 à 23 g.
- Hébergez et maintenez les souris sous un cycle de lumière et d’obscurité de 12 h à une température contrôlée (21 ± 2 °C) avec un accès libre à la nourriture, aux granulés de nourriture pour souris standard et à l’eau du robinet.
2. Anesthésie
- Mettez un masque chirurgical et des gants stériles.
- Mettez les souris sous anesthésie avec 2% d’isoflurane mélangé à de l’oxygène à raison de 1 L/min dans la chambre d’induction.
- Évaluer le niveau d’anesthésie par réflexe de pédale.
REMARQUE : Le réflexe de pédale est une rétraction de la patte arrière en réponse à un pincement ferme des orteils. L’anesthésie est terminée lorsque le réflexe de la pédale disparaît. - Déplacez et placez chaque souris en position couchée sur une plate-forme chirurgicale avec une couverture chauffante pour maintenir sa température corporelle une fois l’anesthésie terminée. Stabilisez la température corporelle avant la chirurgie et surveillez-la à l’aide de sondes de température rectale. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux pour prévenir la sécheresse.
- Collez les pattes des souris sur la planche.
- Fixez un masque sur le visage des souris pour fournir un apport constant de 1 % d’isoflurane et de 1 L/min d’oxygène
- Évaluez régulièrement le niveau d’anesthésie par réflexe pédalier et ajustez l’administration de l’anesthésique en conséquence pendant la chirurgie.
3. Chirurgie IR-IRA rénale bilatérale
- Touchez le dos et trouvez manuellement la colonne lombaire des souris. Déplacez-vous le long de la colonne vertébrale de manière céphalique et recherchez les angles costo-vertébraux qui se trouvent sous les deux côtés de la dernière côte des souris.
- Appliquez une lotion dépilatoire des deux côtés de la région de l’angle costo-vertébral pendant environ 30 s, puis retirez la fourrure avec du sérum physiologique.
- Désinfectez la peau rasée avec trois cycles de solution de bétadine et d’alcool à 75% à l’aide de boules de coton.
REMARQUE : Il est essentiel de maintenir un champ stérile pour la chirurgie tout au long de la procédure. Appliquez un champ chirurgical et utilisez des instruments stériles. - Utilisez une pince à pointe fine pour soulever doucement la peau sous l’angle costo-vertébral gauche, puis utilisez des ciseaux pour créer une incision dorsolatérale oblique de 1 cm le long des lignes de tension cutanée à partir de la ligne médiane lombaire sur le flanc gauche. Transectez la paroi musculaire du flanc gauche à l’aide de ciseaux pour visualiser le rein gauche.
- Répétez les procédures chirurgicales susmentionnées pour visualiser le rein droit. Retirez les petites quantités de sang produites pendant la procédure avec des cotons-tiges stériles.
- Poussez et séparez soigneusement le rein gauche des tissus environnants à l’aide d’une pince. Identifiez le pédicule rénal après l’exposition du rein gauche.
REMARQUE : Veillez à ne pas blesser la glande surrénale et les vaisseaux sanguins environnants. - Clampez sur le pédicule rénal gauche avec un clip microvasculaire pendant 25 min. Confirmez l’ischémie par un changement visible de la couleur des reins du rose au rouge foncé.
- Couvrez le rein clampé avec des boules de coton humides salines stériles pour éviter la dessiccation lors du clampage du pédicule rénal gauche.
- Répétez les interventions chirurgicales susmentionnées pour clamper le pédicule rénal droit avec un clip microvasculaire pendant 25 min.
- Couvrez le rein clampé avec des boules de coton humides salines stériles pour éviter la dessiccation lors du clampage du pédicule rénal droit.
- Surveillez périodiquement la profondeur d’anesthésie et l’humidité des boules de coton humides stériles et salines.
- Ouvrez le clip microvasculaire gauche pour commencer la reperfusion du rein gauche. Confirmez la reperfusion par un changement de couleur visible du rein gauche du rouge foncé au rose.
- Ouvrez le clip microvasculaire droit pour commencer la reperfusion du rein droit.
- Une fois le changement de couleur du rein vérifié, remettez le rein dans la cavité abdominale.
- Fermez la cavité abdominale et la peau avec des matériaux de suture résorbables 6-0.
- Frottez pour désinfecter la plaie avec une solution de bétadine et d’alcool à 75% à l’aide de boules de coton.
- Observez attentivement l’animal jusqu’à ce qu’il commence à se déplacer librement et à se nourrir.
REMARQUE : Portez une attention particulière aux animaux jusqu’à ce qu’ils aient retrouvé suffisamment de conscience pour maintenir le décubitus sternal. - Administrer du carprofène (5 mg/kg dans 0,2 mL, administré par voie sous-cutanée) pendant 2 à 3 jours pour prévenir la douleur postopératoire.
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Representative Results
La qualité de la chirurgie IR-IRA rénale bilatérale doit être évaluée avant toute analyse microscopique ou moléculaire plus approfondie. Au cours de la chirurgie, l’ischémie rénale doit être confirmée en vérifiant si le rein a changé de couleur du rose au rouge foncé peu de temps après que le pédicule rénal ait été clampé avec une pince microvasculaire (Figure 1). Après la chirurgie, les lésions rénales causées par la chirurgie IR-IR peuvent être validées avec quelques microlitres de sérum par prélèvement sanguin sous-maxillaire pour analyse biochimique où les résultats indiquent une augmentation du taux d’azote uréique et de créatinine dans le sang par rapport à la ligne de base (Figure 2).
Figure 1 : Ischémie rénale après clampage du pédicule rénal. Un changement de couleur du rein du rose au rouge foncé révélant que la perfusion rénale est devenue inadéquate. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Insuffisance rénale après une chirurgie bilatérale IR-IRA. Les taux sériques d’azote uréique sanguin et de créatinine ont augmenté 2 jours après la reperfusion rénale. Abréviations : IR-IRA = lésion rénale aiguë induite par l’ischémie-reperfusion ; BUN = azote uréique sanguin ; I/R = ischémie-reperfusion (n = 4, *p < 0,05 par rapport au témoin). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Le protocole bilatéral IR-IRA proposé est adapté à l’étude du mécanisme de l’hypoperfusion et de la lésion de reperfusion des deux reins. Le protocole suggère que des souris légères, une anesthésie générale avec de l’isoflurane, une approche dorsolatérale de la chirurgie et le maintien de la température corporelle pendant l’opération atténuent les difficultés techniques associées, raccourcissent la durée de la chirurgie et augmentent la cohérence de la procédure pour la recherche IR-IRA rénale bilatérale aiguë.
Des difficultés techniques influencent la gravité des lésions rénales lors d’une chirurgie bilatérale IR-IRArénale 33. En plus de la contrainte, du sexe, de l’âge et des systèmes de chauffage de la souris 36,40,41,42,43,44, un placement correct de la pince vasculaire est essentiel pour obtenir des résultats cohérents. Des études ont recommandé une dissection minutieuse du tissu adipeux environnant pour libérer les pédicules ou les artères rénales et rénales 23,26,32,35,36. Par rapport à des souris âgées de 8 à 20 semaines pesant généralement de 25 à 28 g qui ont été étudiées dans la littérature 23,32,35,36, cette étude a utilisé des souris relativement jeunes et légères (âgées de 8 semaines et pesant 21 à23 g) pour réduire la quantité de tissu adipeux périrénal, qui pouvait exposer facilement les reins et les pédicules rénaux sans nécessiter de dissection de tissu périphérique et de placement approprié des pinces vasculaires. Cela réduirait les traumatismes liés à la procédure et la complexité technique, raccourcirait la durée de l’anesthésie et de la chirurgie, accélérerait la courbe d’apprentissage pour ceux qui ne sont pas familiers avec la procédure d’étude et augmenterait la reproductibilité de l’étude.
L’anesthésie générale influence les résultats d’une étude IR-IRA. L’anesthésie prolongée augmente la perte de l’animal pendant la chirurgie33. Dans la littérature, le phénobarbital sodique, un barbiturique à action prolongée qui déprime le système nerveux central, a été administré par voie sous-cutanée pour une chirurgie IR-IR 26,33,35. Le phénobarbital s’installe après 5 min et aide à réaliser l’anesthésie chirurgicale en au moins 15 min45. Par conséquent, le phénobarbital ne doit être administré que par des chirurgiens qualifiés pour éviter de prolonger l’anesthésie (>60 mg/kg) et la perte de l’animal pendant la chirurgie33. En revanche, l’utilisation de l’isoflurane, qui est un anesthésique inhalé ininflammable, a induit un début rapide qui a permis d’obtenir une anesthésie chirurgicale en 7 à 10 minutes et a cessé l’effet en 15 minutes après l’arrêt de l’inhalation46. L’administration d’isoflurane, en conjonction avec de l’oxygène, est facile à démarrer, à maintenir et à arrêter instantanément pendant la chirurgie et est suggérée pour la chirurgie rénale IR-IRA.
Enfin, la méthode d’approche des pédicules rénaux peut influencer la qualité de la chirurgie IR-IRA. Certaines études IR-IRA ont examiné le pédicule rénal à l’aide d’une laparotomie médiane où la cavité abdominale a été ouverte et le péritoine et les intestins ont été écartés pour accéder au rein. Cependant, cela peut augmenter la perte de liquide et de chaleur, les traumatismes liés à la chirurgie et la durée de la chirurgie32,35. Par conséquent, ce protocole suggère une approche dorsolatérale pour la recherche IR-IRA afin d’exposer le rein du flanc et du rétropéritoine afin de maintenir la température corporelle et de minimiser les blessures liées à la chirurgie, améliorant ainsi l’état chirurgical et la cohérence de l’étude.
Ce modèle a une application potentielle dans les études visant à identifier et à caractériser les marqueurs des lésions rénales bilatérales causées par un arrêt cardiaque à la suite d’un ROSC. Cependant, les cytokines libérées en raison de lésions chirurgicales au cours de la procédure peuvent influencer les résultats de l’étude, les rendant incompatibles avec le scénario clinique et limitant la traduction des résultats de l’étude de la paillasse au chevet du patient.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts concernant la publication de cet article.
Acknowledgments
Ce modèle a été développé avec le soutien financier du ministère de la Science et de la Technologie de Taïwan (MOST 109-2320-B-030-006-MY3). Ce manuscrit a été édité par Wallace Academic Editing.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Absorbable Suture, 6-0 | Ethicon | J510G-BX | |
| Betadine solution | Shineteh Istrument | ||
| Carprofen | Sigma | PHR1452 | |
| Cotton balls | Shineteh Istrument | ||
| Graefe Forceps | Fine Science Tools | 11051-10 | |
| Heating pad | Shineteh Istrument | ||
| Isoflurane | Piramal Critical Care Inc. | 26675-46-7 | |
| Moria Vessel Clamp | Fine Science Tools | 18320-11 | |
| Olsen-Hegar needle holder | Fine Science Tools | 12002 - 12 | |
| Saline | Shineteh Istrument | ||
| Scalpel blades | Shinva | s2646 | |
| Small Animal Anesthesia Machine | Sheng-Cing Instruments Co. | STEP AS-01 | |
| Tissue scissors | Fine Science Tools | 14072 - 10 |
References
- Holmberg, M. J., et al. Annual incidence of adult and pediatric in-hospital cardiac arrest in the United States. Circulation: Cardiovascular Quality and Outcomes. 12 (7), 005580 (2019).
- Benjamin, E. J., et al. Heart disease and stroke statistics-2018 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 137 (12), 67 (2018).
- Lascarrou, J. B., et al. Targeted temperature management for cardiac arrest with nonshockable rhythm. The New England Journal of Medicine. 381 (24), 2327-2337 (2019).
- Chang, H. C., et al. Factors affecting outcomes in patients with cardiac arrest who receive target temperature management: The multi-center TIMECARD registry. Journal of the Formosan Medical Association. 121 (1), 294-303 (2022).
- Yu, G., et al. Comparison of the survival and neurological outcomes in OHCA based on smoking status: investigation of the existence of the smoker's paradox. Signa Vitae. 18 (2), 121-129 (2022).
- Chen, Y. C., et al. Major interventions are associated with survival of out of hospital cardiac arrest patients - a population based survey. Signa Vitae. 13 (2), 108-115 (2017).
- Sandroni, C., et al. Acute kidney injury after cardiac arrest: a systematic review and meta-analysis of clinical studies. Minerva Anestesiologica. 82 (9), 989-999 (2016).
- Patyna, S., et al. Acute kidney injury after in-hospital cardiac arrest in a predominant internal medicine and cardiology patient population: incidence, risk factors, and impact on survival. Renal Failure. 43 (1), 1163-1169 (2021).
- Storm, C., et al. Impact of acute kidney injury on neurological outcome and long-term survival after cardiac arrest - A 10 year observational follow up. Journal of Critical Care. 47, 254-259 (2018).
- Geri, G., et al. Acute kidney injury after out-of-hospital cardiac arrest: risk factors and prognosis in a large cohort. Intensive Care Medicine. 41 (7), 1273-1280 (2015).
- Guo, Q. Y., Xu, J., Shi, Q. D. Gasping as a predictor of short- and long-term outcomes in patients with cardiac arrest: a systematic review and meta-analysis. Signa Vitae. 17 (2), 208-213 (2021).
- Chen, P. C., et al. Prognostic factors for adults with cardiac arrest in the emergency department: a retrospective cohort study. Signa Vitae. 18 (3), 56-64 (2022).
- Lee, M. J., et al. Predictors of survival and good neurological outcomes after in-hospital cardiac arrest. Signa Vitae. 17 (2), 67-76 (2021).
- Deakin, C. D., et al. European Resuscitation Council guidelines for resuscitation 2010 section 4. adult advanced life support. Resuscitation. 81 (10), 1305-1352 (2010).
- Cha, K. C., et al. Recovery from acute kidney injury is an independent predictor of survival at 30 days only after out-of-hospital cardiac arrest who were treated by targeted temperature management. Signa Vitae. 17 (2), 119-126 (2021).
- Park, Y. S., et al. Recovery from acute kidney injury as a potent predictor of survival and good neurological outcome at discharge after out-of-hospital cardiac arrest. Critical Care. 23 (1), 256 (2019).
- Mah, K. E., et al. Acute kidney injury after in-hospital cardiac arrest. Resuscitation. 160, 49-58 (2021).
- Pelkey, T. J., et al. Minimal physiologic temperature variations during renal ischemia alter functional and morphologic outcome. Journal of Vascular Surgery. 15 (4), 619-625 (1992).
- Kim, H., et al. Effect of different combinations of initial body temperature and target temperature on neurological outcomes in out-of-hospital cardiac arrest patients treated with targeted temperature management. Signa Vitae. , 1-7 (2022).
- Wyss, J. C., et al. Differential effects of the mitochondria-active tetrapeptide SS-31 (D-Arg-dimethylTyr-Lys-Phe-NH2) and its peptidase-targeted prodrugs in experimental acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 10, 1209 (2019).
- Wang, Y., Wang, B., Qi, X., Zhang, X., Ren, K. Resveratrol protects against post-contrast acute kidney injury in rabbits with diabetic nephropathy. Frontiers in Pharmacology. 10, 833 (2019).
- Li, S., Yu, L., He, A., Liu, Q. Klotho inhibits unilateral ureteral obstruction-induced endothelial-to-mesenchymal transition via TGF-beta1/Smad2/Snail1 signaling in mice. Frontiers in Pharmacology. 10, 348 (2019).
- Godoy, J. R., Watson, G., Raspante, C., Illanes, O. An effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments. (173), e62749 (2021).
- Chen, Q., et al. SIRT1 mediates effects of FGF21 to ameliorate cisplatin-induced acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 11, 241 (2020).
- Li, H. D., et al. Application of herbal traditional Chinese medicine in the treatment of acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 10, 376 (2019).
- Grenz, A., et al. Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion during ischemic preconditioning in mice. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 292, 475-485 (2007).
- Gao, Q., et al. Accumulated epinephrine dose is associated with acute kidney injury following resuscitation in adult cardiac arrest patients. Frontiers in Pharmacology. 13, 806592 (2022).
- Oh, Y. T., et al. Vasoactive-inotropic score as a predictor of in-hospital mortality in out-of-hospital cardiac arrest. Signa Vitae. 15 (2), 40-44 (2019).
- Burne-Taney, M. J., et al. Acute renal failure after whole body ischemia is characterized by inflammation and T cell-mediated injury. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 285 (1), 87-94 (2003).
- Adams, J. A., et al. Periodic acceleration (pGz) prior to whole body ischemia reperfusion injury provides early cardioprotective preconditioning. Life Sciences. 86 (19-20), 707-715 (2010).
- Gaut, J. P., Liapis, H. Acute kidney injury pathology and pathophysiology: a retrospective review. Clinical Kidney Journal. 14 (2), 526-536 (2021).
- Hesketh, E. E., et al. Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration. Journal of Visualized Experiments. (88), e51816 (2014).
- Wei, Q., Dong, Z. Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 303 (11), 1487-1494 (2012).
- Wei, Q., Dong, Z. Regulation and pathological role of bid in ischemic acute kidney injury. Renal Failure. 29 (8), 935-940 (2007).
- Grenz, A., et al. Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion. Journal of Visualized Experiments. (53), e2549 (2011).
- Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. Journal of Visualized Experiments. (78), e50495 (2013).
- Han, S. J., Lee, H. T. Mechanisms and therapeutic targets of ischemic acute kidney injury. Kidney Research and Clinical Practice. 38 (4), 427-440 (2019).
- Huang, C. W., et al. A novel caffeic acid derivative prevents renal remodeling after ischemia/reperfusion injury. Biomedicine & Pharmacotherapy. 142, 112028 (2021).
- Spoelstra-de Man, A. M. E., Oudemans-van Straaten, H. M. Acute kidney injury after cardiac arrest: the role of coronary angiography and temperature management. Critical Care. 23 (1), 193 (2019).
- Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model. Transplantation. 69 (5), 1023-1025 (2000).
- Muller, V., et al. Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: possible role of endothelin. Kidney International. 62 (4), 1364-1371 (2002).
- Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury. Journal of the American Society of Nephrology. 19 (12), 2375-2383 (2008).
- Oxburgh, L., de Caestecker, M. P.
- Delbridge, M. S., Shrestha, B. M., Raftery, A. T., El Nahas, A. M., Haylor, J. L. The effect of body temperature in a rat model of renal ischemia-reperfusion injury. Transplantation Proceedings. 39 (10), 2983-2985 (2007).
- IBM Micromedx, I. Phenobarbital sodium. IBM Corporation. , Available from: https://www-micromedexsolutions-com.autorpa.mmh.org.tw/micromedex2/librarian/CS/53C834/ND_PR/evidencexpert/ND_P/evidencexpert/DUPLICATIONSHIELDSYNC/51EFF0/ND_PG/evidencexpert/ND_B/evidencexpert/ND_AppProduct/evidencexpert/ND_T/evidencexpert/PFActionId/evidencexpert.DoIntegratedSearch?SearchTerm=Phenobarbital+Sodium&fromInterSaltBase=true&UserMdxSearchTerm=%24userMdxSearchTerm&false=null&=null# (2022).
- IBM Micromedx, Isoflurane. IBM Corporation. , Available from: https://www-micromedexsolutions-com.autorpa.mmh.org.tw/micromedex2/librarian/PFDefaultActionId/evidencexpert.DoIntegratedSearch?navitem=headerLogout# (2022).
