Summary

スプレイグドーリーラットの脂肪組織由来間葉系幹細胞の単離と同定

Published: April 07, 2023
doi:

Summary

このプロトコルは、Sprague Dawleyラットから脂肪組織由来間葉系幹細胞(MSC)を単離および同定するための方法論について説明しています。

Abstract

成体間葉系細胞は、ここ数十年で分子生物学と細胞生物学に革命をもたらしました。それらは、自己複製、遊走、および増殖のための優れた能力に加えて、異なる特殊な細胞型に分化することができます。脂肪組織は、間葉系細胞の最も侵襲性が低く、最もアクセスしやすい供給源の1つです。また、他の供給源と比較して高い収率、および優れた免疫調節特性を有することが報告されている。最近、異なる組織源および動物種から成体間葉系細胞を得るための異なる手順が公開されている。一部の著者の基準を評価した後、さまざまな目的に適用でき、簡単に再現できる方法論を標準化しました。腎周囲脂肪組織および精巣上体脂肪組織からの間質血管画分(SVF)のプールにより、最適な形態と機能を備えた初代培養を開発することができました。細胞は24時間プラスチック表面に接着して観察され、線維芽細胞様の形態を示し、延長およびコロニーを形成する傾向を示した。フローサイトメトリー(FC)および免疫蛍光(IF)技術を用いて、膜マーカーCD105、CD9、CD63、CD31、およびCD34の発現を評価しました。脂肪由来幹細胞(ASC)が脂肪生成系統に分化する能力も、因子(4 μMインスリン、0.5 mM 3-メチル-イソ-ブチル-キサンチン、および1 μMデキサメタゾン)のカクテルを使用して評価されました。48時間後、線維芽細胞様形態の漸進的な消失が観察され、12日目にオイルレッド染色陽性の脂肪滴の存在が確認された。要約すると、再生医療への応用に最適で機能的なASC培養物を得るための手順が提案されています。

Introduction

間葉系幹細胞(MSC)は、自己複製、増殖、遊走、および異なる細胞系譜への分化能力が高いため、再生医療に大きな影響を与えています1,2。現在、さまざまな病気の治療と診断の可能性に焦点を当てた多くの研究が行われています。

間葉系細胞には、骨髄、骨格筋、羊水、毛包、胎盤、脂肪組織など、さまざまな供給源があります。それらは、ヒト、マウス、ラット、イヌ、ウマなどのさまざまな種から得られます3。骨髄由来MSC(BMSC)は、再生医療における幹細胞の主要な供給源として、また胚性幹細胞の使用に代わるものとして長年使用されてきました4。しかしながら、脂肪由来MSC、または脂肪由来幹細胞(ASC)は、それらの収集および単離の容易さ、ならびに脂肪組織のグラム当たりに得られる細胞の収量のために大きな利点を有する重要な代替物である5,6。ASCの収穫率は一般的にBMSCよりも高いことが報告されています7。当初、ASCの修復/再生能力は、他の細胞系譜に分化する能力によるものであると提案されました8。しかし、近年の研究により、ASCによって放出されるパラクリン因子の修復可能性における主要な役割が強化されています9,10

脂肪組織(AT)は、エネルギー貯蔵量であることに加えて、内分泌系、神経系、および心血管系と相互作用します。また、出生後の成長と発達、組織の恒常性の維持、組織の修復、および再生にも関与しています。ATは、脂肪細胞、血管平滑筋細胞、内皮細胞、線維芽細胞、単球、マクロファージ、リンパ球、前駆脂肪細胞、およびASCで構成されています。後者は免疫原性が低いため、再生医療において重要な役割を果たしています11,12。ASCは、酵素消化および機械的処理によって、または脂肪組織外植片によって得ることができる。ASCの初代培養は、維持、成長、および拡張が容易です。ASCの表現型の特徴付けは、免疫蛍光法やフローサイトメトリーなどの方法を用いて特異的膜マーカーの発現を評価することにより、細胞の同一性を検証するために不可欠です13。国際脂肪治療科学連盟(IFATS)と国際細胞治療学会(ISCT)は、ASCがCD73、CD90、およびCD105を発現する一方で、CD11b、CD14、CD19、CD45、およびHLA-DR14の発現を欠くと定義しています。したがって、これらのマーカーは、ポジティブとネガティブの両方で、ASCの特性評価に信頼できると見なされます。

このプロジェクトは、ラットのATから抽出された成体間葉系細胞の単離と同定の手順を説明することに焦点を当てていましたが、この細胞源は胚性幹細胞とは異なり、倫理的な課題を提示しません。これは、骨髄由来幹細胞と比較してアクセスが容易で低侵襲な方法であるため、実行可能な選択肢として手順を固めます。

この組織源から得られる間葉系細胞は、その免疫調節能力と低い免疫拒絶反応のために、再生医療において重要な役割を果たしています。したがって、本研究は、それらのセクレトームと、糖尿病などの代謝性疾患を含むさまざまな疾患における再生医療としての応用に関する将来の研究の基本的な部分です。

Protocol

すべての実験手順は、実験動物ケア国際評価認定協会(Norma Oficial Mexicana NOM-062-200-1999、メキシコ)の勧告に基づいて、動物ケアに関するメキシコのガイドラインに従って実施されました。プロトコルは、メキシカーノデルセグロ社会研究所の健康研究のための倫理委員会によってレビュー、承認、および登録されました(R-2021-785-092)。 1. 外科的切除によるラットからの?…

Representative Results

脂肪組織は、生後3〜4ヶ月齢で体重401±41g(幾何平均±SD)の成体Sprague Dawleyラットから得られた。精巣上体脂肪組織および腎周囲脂肪組織の平均値3.8gは、15回の実験的抽出の分析に対応していた。24時間の培養後、細胞集団はプラスチック表面に付着したままであり、不均一な形態を示した。最初の継代は8±2日目に実現され、合計8回の実験で1.4±0.6 x 106 細胞の収量が得られました。明視?…

Discussion

間葉系幹細胞の発見から過去40年間、いくつかの研究者グループが、さまざまな組織や種から間葉系幹細胞を取得するための手順を説明してきました。ラットを動物モデルとして使用する利点の1つは、その容易な維持および迅速な発生、ならびに脂肪組織からのMSCの入手の容易さである。ASCを得るために、内臓脂肪、腎周囲脂肪、精巣上体脂肪、および皮下脂肪などの異なる組織源が記載さ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者らは、メキシコ社会保障研究所(IMSS)とメキシコ小児病院、フェデリコ・ゴメス(HIMFG)、およびIMSS研究調整のBioterioスタッフに、このプロジェクトを実施するために与えられた支援に感謝しています。AOC(815290)奨学金を提供してくれた全米科学技術評議会と、視聴覚資料の技術サポートを提供してくれたアントニオドゥアルテレイエスに感謝します。

Materials

Amphotericin B HyClone SV30078.01
Analytical balance Sartorius AX224
Antibody anti- CD9 (C-4) Santa Cruz Sc-13118
Antibody anti-CD34 (C-18) Santa Cruz Sc-7045
Antibody anti-C63 Santa Cruz Sc-5275
Antibody anti-Endoglin/CD105 (P3D1) Alexa Fluor 594 Santa Cruz Sc-18838A594
Antibody anti-CD31/PECM-1 Alexa Fluor 680 Santa Cruz Sc-18916AF680
Antibody Goat anti-rabitt IgG (H+L) Cy3 Novus NB 120-6939
Antibody Donkey anti-goat IgG (H+L) DyLight 550 Invitrogen SA5-10087
Antibody anti-mouse IgG FITC conjugated goat F (ab´) RD Systems. No. F103B
Bottle Top Filter Sterile CORNING 10718003
Cell and Tissue Culture Flasks BIOFIL 170718-312B
Cell Counter Bright-Line Hemacytometer with cell counting chamber slides SIGMA Aldrich Z359629
Cell wells: 6 well with Lid CORNING 25810
Centrifuge conical tubes HeTTICH ROTANA460R
Centrifuge eppendorf tubes Fischer Scientific M0018242_44797
Collagen IV Worthington LS004186
Cryovial SPL Life Science 43112
Culture tubes Greiner Bio-One 191180
CytExpert 2.0 Beckman Coulter Free version
CytoFlex LX cytometer Beckman Coulter FLOW-2463VID03.17
DMEM GIBCO 31600-034
DMSO SIGMA Aldrich 67-68-5
DraQ7 Dye Thermo Sc. D15106
EDTA SIGMA Aldrich 60-00-4
Eosin yellowish Hycel 300
Ethanol 96% Baker 64-17-5
Falcon tubes 15 mL Greiner Bio-One 188271
Falcon tubes 50 mL Greiner Bio-One 227261
Fetal Bovine Serum CORNING 35-010-CV
Gelatin SIGMA Aldrich 128111163
Gentamicin GIBCO 15750045
Glycerin-High Purity Herschi Trading 56-81-5
Hematoxylin AMRESCO 0701-25G
Heracell 240i CO2 Incubator Thermo Sc. 50116047
Ketamin Pet (Ketamine clorhidrate) Aranda SV057430
L-Glutamine GIBCO/ Thermo Sc. 25030-081
LSM software Zen 2009 V5.5 Free version
Biological Safety Cabinet Class II NuAire 12082100801
Epifluorescent microscope Zeiss Axiovert 100M 21.0028.001
Inverted microscope Olympus CK40 CK40-G100
Non-essential amino acids 100X GIBCO 11140050
Micro tubes 2 mL Sarstedt 72695400
Micro tubes 1,5 mL Sarstedt 72706400
Micropipettes 0.2-2 μL Finnpipette E97743
Micropipettes 2-20 μL Finnpipette F54167
Micropipettes 20-200 μL Finnpipette G32419
Micropipettes 100-1000 μL Finnpipette FJ39895
Nitrogen tank liquid Taylor-Wharton 681-021-06
Paraformaldehyde SIGMA Aldrich SLBC3029V
Penicillin / Streptomycin GIBCO/ Thermo Sc. 15140122
Petri dish Cell culture CORNING Inc 480167
Pipet Tips Axygen Scientific 301-03-201
Pisabental (pentobarbital sodium) PISA Agropecuaria Q-7833-215
Potassium chloride J.T.Baker 7447-40-7
Potassium Phosphate Dibasic J.T Baker 2139900
S1 Pipette Fillers Thermo Sc 9531
Serological pipette 5 mL PYREX L010005
Serological pipette 10 mL PYREX L010010
Sodium bicarbonate J.T Baker 144-55-8
Sodium chloride J.T.Baker 15368426
Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous J.T Baker 7558-79-4
Sodium pyruvate GIBCO BRL 11840-048
Syringe Filter Sterile CORNING 431222
Spectrophotometer PerkinElmer Lambda 25 L6020060
Titer plate shaker LAB-LINE 1250
Transfer pipets Samco/Thermo Sc 728NL
Trypan Blue stain GIBCO 1198566
Trypsin From Porcine Pancreas SIGMA Aldrich 102H0234
Tween 20 SIGMA Aldrich 9005-64-5
Universal Blocking Reagent 10x BioGenex HK085-GP
Xilapet 2% (xylazine hydrochloride) Pet's Pharma Q-7972-025

References

  1. Djian, P., Roncari, A. K., Hollenberg, C. H. Influence of anatomic site and age on the replication and differentiation of rat adipocyte precursors in culture. The Journal of Clinical Investigation. 72 (4), 1200-1208 (1983).
  2. Greenwood, M. R., Hirsch, J. Postnatal development of adipocyte cellularity in the normal rat. Journal of Lipid Research. 15 (5), 474-483 (1974).
  3. González, M. . Engineering of the cartilage tissue: application of mesenchymal stem cells derived from adipose tissue and bone marrow for use in cartilage tissue regeneration. , (2014).
  4. Oedayrajsingh-Varma, M. J., et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cell yield and growth characteristics are affected by the tissue-harvesting procedure. Cytotherapy. 8 (2), 166-177 (2006).
  5. Sherman, L. S., Conde-Green, A., Naaldijk, Y., Lee, E. S., Rameshwar, P. An enzyme-free method for isolation and expansion of human adipose-derived mesenchymal stem cells. Journal of Visualized Experiments. (154), e59419 (2019).
  6. Cowan, C. M., et al. Adipose-derived adult stromal cells heal critical-size mouse calvarial defects. Nature Biotechnology. 22 (5), 560-567 (2004).
  7. Alstrup, T., Eijken, M., Bohn, A. B., Moller, B., Damsgaard, T. E. Isolation of adipose tissue-derived stem cells: enzymatic digestion in combination with mechanical distortion to increase adipose tissue-derived stem cell yield from human aspirated fat. Current Protocols in Stem Cell Biology. 48 (1), 68 (2019).
  8. Gittel, C., et al. Isolation of equine multipotent mesenchymal stromal cells by enzymatic tissue digestion or explant technique: comparison of cellular properties. BMC Veterinary Research. 9, 221 (2013).
  9. Aliborzi, G., Vahdati, A., Mehrabani, D., Hosseini, S. E., Tamadon, A. Isolation, characterization and growth kinetic comparison of bone marrow and adipose tissue mesenchymal stem cells of guinea pig. International Journal of Stem Cells. 9 (1), 115-123 (2016).
  10. Jurgens, W. J., et al. Effect of tissue-harvesting site on yield of stem cells derived from adipose tissue: implications for cell-based therapies. Cell and Tissue Research. 332 (3), 415-426 (2008).
  11. Secunda, R., et al. Isolation, expansion and characterisation of mesenchymal stem cells from human bone marrow, adipose tissue, umbilical cord blood and matrix: a comparative study. Cytotechnology. 67 (5), 793-807 (2015).
  12. Tholpady, S. S., Katz, A. J., Ogle, R. C. Mesenchymal stem cells from rat visceral fat exhibit multipotential differentiation in vitro. The Anatomical Record. Part A, Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology. 272 (1), 398-402 (2003).
  13. Yoshimura, K., et al. Cell-assisted lipotransfer for cosmetic breast augmentation: supportive use of adipose-derived stem/stromal cells. Aesthetic Plastic Surgery. 32 (1), 48-57 (2008).
  14. Si, Z., et al. Adipose-derived stem cells: Sources, potency, and implications for regenerative therapies. Biomedicine & Pharmacotherapy. 114, 108765 (2019).
  15. Hammoud, S. H., AlZaim, I., Al-Dhaheri, Y., Eid, A. H., El-Yazbi, A. F. Perirenal adipose tissue inflammation: Novel insights linking metabolic dysfunction to renal diseases. Frontiers in Endocrinology. 12, 707126 (2021).
  16. Liu, B. X., Sun, W., Kong, X. Q. Perirenal fat: A unique fat pad and potential target for cardiovascular disease. Angiology. 70 (7), 584-593 (2019).
  17. Lee, J., Han, D. J., Kim, S. C. In vitro differentiation of human adipose tissue-derived stem cells into cells with pancreatic phenotype by regenerating pancreas extract. Biochemical and Biophysical Research Communications. 375 (4), 547-551 (2008).
  18. Chandra, V., et al. Islet-like cell aggregates generated from human adipose tissue derived stem cells ameliorate experimental diabetes in mice. PLoS One. 6 (6), e20615 (2011).
  19. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Engineering. 7 (2), 211-228 (2001).
  20. Huang, S. J., Yang, W. S., Lin, Y. W., Wang, H. C., Chen, C. C. Increase of insulin sensitivity and reversal of age-dependent glucose intolerance with inhibition of ASIC3. Biochemical and Biophysical Research Communications. 371 (4), 729-734 (2008).
  21. Jang, H. J., Cho, K. S., Park, H. Y., Roh, H. J. Adipose tissue-derived stem cells for cell therapy of airway allergic diseases in mouse. Acta Histochemica. 113 (5), 501-507 (2011).
  22. Haasters, F., et al. Morphological and immunocytochemical characteristics indicate the yield of early progenitors and represent a quality control for human mesenchymal stem cell culturing. Journal of Anatomy. 214 (5), 759-767 (2009).
  23. Zhang, S., et al. Identification and characterization of pig adipose-derived progenitor cells. Canadian Journal of Veterinary Research. 80 (4), 309-317 (2016).
  24. Varma, M. J., et al. Phenotypical and functional characterization of freshly isolated adipose tissue-derived stem cells. Stem Cells and Development. 16 (1), 91-104 (2007).
  25. Palumbo, P., et al. Methods of isolation, characterization and expansion of human adipose-derived stem cells (ASCs): An overview. International Journal of Molecular Sciences. 19 (7), 1897 (2018).
  26. Yu, B., Zhang, X., Li, X. Exosomes derived from mesenchymal stem cells. International Journal of Molecular Sciences. 15 (3), 4142-4157 (2014).
  27. Maumus, M., et al. Native human adipose stromal cells: localization, morphology, and phenotype. International Journal of Obesity. 35 (9), 1141-1153 (2011).
  28. Helmy, M. A., Mohamed, A. F., Rasheed, H. M., Fayad, A. I. A protocol for primary isolation and culture of adipose-derived stem cells and their phenotypic profile. Alexandria Journal of Medicine. 56 (1), 42-50 (2020).
  29. He, Q., Ye, Z., Zhou, Y., Tan, W. S. Comparative study of mesenchymal stem cells from rat bone marrow and adipose tissue. Turkish Journal of Biology. 42 (6), 477-489 (2018).
check_url/65172?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Oliva Cárdenas, A., Zamora-Rodríguez, B. C., Batalla-García, K. A., Ávalos-Rodríguez, A., Contreras-Ramos, A., Ortega-Camarillo, C. Isolation and Identification of Mesenchymal Stem Cells Derived from Adipose Tissue of Sprague Dawley Rats. J. Vis. Exp. (194), e65172, doi:10.3791/65172 (2023).

View Video